Universidad de Colima Maestría en Ciencias, Área: Biotecnología ABUNDANCIA Y DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES DE “GALLINA CIEGA” (Coleoptera: Melolonthidae), HONGOS (Hyphomycetes) Y NEMATODOS (Nematoda: Heterorhabditidae) ENTOMOPATÓGENOS EN LOS ALTOS DE JALISCO, MÉXICO.

Tesis

Que como requisito parcial para obtener el grado de Maestro en ciencias, Área Biotecnología

Presenta

Primitivo Díaz Mederos

Asesores Dr. Roberto Lezama Gutiérrez Dr. Oscar Rebolledo Domínguez

Tecomán, Colima, México. Abril del 2002

UNIVERSIDAD DE COLIMA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS OFICIO No. 169/2002.

C. PRIMITIVO DIAZ MEDEROS EGRESADO DE LA MAESTRIA EN CIENCIAS AREA: BIOTECNOLOGIA PRESENTE. Con fundamento en el dictamen emitido por el jurado revisor del colegiado del área: de Biotecnología de esta Facultad a mi cargo, de su trabajo de tesis de Maestría y en virtud de que efectuó las correcciones y acató las sugerencias que le habian indicado los integrantes del mismo, se le autoriza la impresión de la tesis “ABUNDANCIA Y DISTRIBUCION DE ESPECIES DE “GALLINA CIEGA” (Coleoptera: melolonthidae), HONGOS (Hyphomycetes) Y NEMATODOS (Nematoda: Heterorhabditidae) ENTOMOPATOGENOS, EN LOS ALTOS DE JALISCO, MEXICO”, misma que ha sido dirigida por los C.C. Dr. Roberto Lezama Gutiérrez y el Dr. Oscar Rebolledo Dominguez, Profesores-Investigadores de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad de Colima, respectivamente. Este documento reunió todas las características apropiadas como requisito parcial para obtener el grado de Maestro en Ciencias; Area: Biotecnología y fue revisado en cuanto a forma y contenido por, los C.C Dr. Francisco Radillo Juárez, Dr. Alfonso Pescador Rubio, ProfesoresInvestigadores de la Universidad de Colima, y el M.C. Hugo Cesar Arredondo Bernal Subdirector del Centro Nacional de Referencia de Control Biológico, respectivamente. Sin otro particular de momento, reciba un cordial saludo. ATENTAMENTE "ESTUDIA*LUCHA*TRABAJA" TECOMÁN,COL., A 15 DE ABRIL DEL 2002.

ING. RODOLFO VALENTINO MORENTÍN DELGADO DIRECTOR

C.C.P. EXPEDIENTE ACADEMICO DEL ALUMNO C.C.P. EXPEDIENTE CORRESPONDIENTE, C.C.P. ARCHIVO. RVMD/Lety**

Of. No. 169/2002.

Krn 40 Autopista Colima-Manzanillo, Tecomán, Colima, México, Cp 28100 Tels. (3)324 42 37,324 46 42 • [email protected]

C. DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA. COORDINADOR DEL POSGRADO DE LA F.C.B.A. PRESENTE

Por este conducto, el cuerpo académico designado revisor de tesis, hacemos de su conocimiento que después de haber revisado el documento de tesis titulado, ABUNDANCIA Y DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES DE “GALLINA CIEGA” (Coleoptera: Melolonthidae), HONGOS (Hyphomycetes) Y NEMATODOS (Nematoda: Heterorhabditidae) ENTOMOPATOGENOS EN LOS ALTOS DE JALISCO, MEXICO, que presenta el C. Ing. Primitivo Díaz Mederos, alumno del posgrado de esta facultad, que reune los elementos suficientes de contenido y forma. Por ello, expresamos nuestra aprobación para que se autorice su impresibn, para que continue con los trámites académicos, para obtener el grado de Maestro en Ciencias, área biotecnología de esta Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias. Sin otro particular, le saludamos cordialmente.

ATENTAMENTE Tecomán, Colima, a 16 de Marzo del 2002

Bernal

c.c.p. c.c.p. c.c.p. c.c.p.

onso Pescador Rubio

Ing. Rodolfo V. Morentín Delgado, Director de la F.C.B.A. Interesado. Archivo personal Expediente correspondiente.

AGRADECIMIENTOS -A la Universidad de Colima por permitime formar parte de ella. -A la Universidad de Guadalajara por su apoyo, a través del programa PROMEP, para la realización de este posgrado. -Al Dr. Ramón Martínez Parra, Dr. Keir Fco. Byerly Murphy y Dr. Diego R.González Eguiarte, por todo su apoyo en mi proyecto de superación académica. -De manera especial, mi gran reconocimiento y admiración al Dr. Roberto Lezama Gutierrez, por su invaluable participación como guía y

maestro

en mi

formación académica y en la Dirección de este trabajo. -Al Dr. Oscar Rebolledo Domínguez, por su tutoría y acertadas aportaciones a la realización de este trabajo. -Al Biol. Miguel Bernardo Nájera Rincón, por su desinteresada asesoría y gran apoyo que en todo momento prestó para la realización del presente trabajo. -Al Dr. Francisco Radillo Juarez, Dr. Alfonso Pescador Rubio y M.C. Hugo Cesar Arredondo Bernal, por su atinada revisión y sugerencias. -Al Dr. Jaime Molina Ochoa, Mtra. Edelmira Galindo Velasco y Dra. Marilú López Lavín, por sus valiosas aportaciones en la realización del trabajo. -A mis compañeros de la Linea de Control Biológico por sus aportaciones. -A los Doctores: Fidel Márquez Sanchez, Noel Gómez Montiel y David Noriega Cantú, por la confianza que me brindaron al extenderme sus cartas de apoyo ante la Institución que me otorga el grado. -A mi compañero y amigo Victor Alemán Martínez por sus desinteresadas aportaciones en cada una de las etapas de desarrollo de este trabajo. -Al M.C. Hugo Ernesto Flores López por sus valiosas aportaciones para el análisis de los resultados. A los M. C. José Angel Martínez Sifuentes, y Humberto Ramírez Vega, por todo su apoyo moral brindado durante la realización de mis estudios. -Al Sr. Salvador Muñoz Franco, por todo su empeño para la realización del trabajo de campo. -A la Srita. Ana María por su apoyo en la edición del trabajo.

DEDICATORIA A mi Esposa Alicia; a mis hijos Ariana del Rosario, María Isabel, Primitivo Emanuel, Justo César y Cecy Irazú; a quienes amo y son mi razón de vida y superación.

A mi padre, Primitivo Díaz Flores con respeto y gran reconocimiento.

A mis queridos hermanos: Ofelia, Adolfo, Alberto, Ignacio, Antonio, Abel, Ma. del Carmen, Ma. Guadalupe y Ma. Isabel q.e.p. d.

A la familia Guerrero Godoy

A la memoria de mi madre q.e.p.d. María Isabel Mederos de Díaz

A la memoria de mi inolvidable amigo José Manuel Camacho Zepeda q. e. p. d.

CONTENIDO Página RESUMEN

X

SUMMARY

Xi

LISTA DE CUADROS LISTA DE FIGURAS

Xii Xiii

I.- INTRODUCCIÓN................................................................................................................. 1 II.- ANTECEDENTES .............................................................................................................. 6 2.1. La región en estudio .................................................................................................... 6 2.2 Plagas de la raíz de cultivos....................................................................................... 9 2.3 La gallina ciega y su clasificación taxonómica ........................................................ 9 2.4 Ciclo de vida................................................................................................................10 2.5 Duración del ciclo de vida .........................................................................................11 2.6 Diversidad y Distribución...........................................................................................12 2.7 Algunas características morfológicas de especies de gallina ciega..................12 2.8 Hábitos y daños ..........................................................................................................14 2.9 Control cultural de la gallina ciega...........................................................................19 2.10 Control químico de la gallina ciega .......................................................................20 2.11 Control biológico de la gallina ciega .....................................................................21 2.11.1 Los nematodos en el control de gallina ciega..................................................22 2.11.2 Las Bacterias en el control de gallina ciega .....................................................26 2.11.3 Hongos en el control de gallina ciega ...............................................................28 2.11.4 Seguridad a los vertebrados ...............................................................................34

III.- MATERIALES Y MÉTODOS .........................................................................................35 3.1 Identificación de especies de gallina ciega asociadas al cultivo de de maíz...35 3.1.1 Colecta de larvas ....................................................................................................35 3.1.2 Manejo del cultivo ...................................................................................................36 3.1.3 Condiciones edáficas .............................................................................................36 3.1.4 Condiciones climáticas...........................................................................................37 3.1.5 Manejo de larvas colectadas.................................................................................37 3.1.6 Identificación de especies de gallina ciega ........................................................37 3.1.7 Asociación de especies de gallina ciega con las características agroclimáticas de los sitios y de manejo del cultivo.....................................................38 3.2 Presencia de hongos entomopatógenos ................................................................38 3.2.1 Aislamiento de hongos entomopatógenos..........................................................39 3.2.2 Identificación de hongos entomopatógenos .......................................................39 3.2.3 Asociación de entomopatógenos con características agroclimáticas y de manejo

39

3.2.4 Conservación de aislamientos ..............................................................................40 3.3 Evaluación de la patogenicidad de los hongos entomopatógenos ....................40 3.3.1 Obtención de larvas para el bioensayo ...............................................................40 3.3.2 Cría de larvas ..........................................................................................................42 3.3.3 Aislamientos.............................................................................................................43 3.3.4 Inoculación de larvas..............................................................................................43 3.3.5 Diseño.......................................................................................................................43 3.3.6 Análisis estadístico .................................................................................................44 IV.-RESULTADOS .................................................................................................................45 4.1 Especies de gallina ciega asociadas al cultivo del maíz .....................................45 4.1.1 Características agroclimáticas de los sitios de muestreo ................................50 4.1.2 Prácticas de manejo del cultivo de maíz en los sitios de muestreo ...............51

96

4.2

Presencia de entomopatógenos asociados a especies de gallina ciega, en los Altos de Jalisco, México..................................................................................55

4.2.1 Relación de las características de los sitios con la presencia de hongos. ....57 4.3 Patogenicidad de B. bassiana en larvas de P. ravida..........................................60 V.- DISCUSIÓN......................................................................................................................62 5.1 Identificación de especies de gallina ciega asociadas al maíz...........................62 5.3 Mortalidad de larvas de Phyllophaga ravida.........................................................70 VI.-CONCLUSIONES ............................................................................................................72 VII.- LITARATURA CITADA .................................................................................................73

LISTA DE CUADROS Pag. Cuadro 1.

Diversidad y distribución de la familia Melolonthidae en México (Morón, 1983).

Cuadro 2.

12

Especies de gallina ciega (Coleoptera: Melolonthidae) presentes en Los Altos de Jalisco, México.

46

Cuadro 3.

Características agroclimáticas de los sitios de muestreo.

50

Cuadro 4.

Variables de manejo del cultivo de maíz en los sitios de muestreo en Los Altos de Jalisco, México.

Cuadro 5.

51

Modelos de regresión entre especies de gallina Ciega y características de MO= materia orgánica; P= Fósforo en ppm.;

Mn=

manganeso

en

ppm;

FP=

Fertilización

fosfórica;Pp= precipitación en mm. y Are= % de arena, en Los Altos de Jalisco, México. Cuadro 6.

Especies de hongos entomopatógenos aislados de gallina ciega en Los Altos de Jalisco, México.

Cuadro 7.

55

Especies de entomopatógenos asociados a gallina ciega y su ubicación geográfica, en Los Altos de Jalisco, México.

Cuadro 8.

52

56

Análisis de varianza para el número de larvas muertas de gallina ciega bajo el efecto de tres aislados del hongo B. bassiana a la concentración de 1x10 8 conidias por ml.

60

Cuadro 9. Porcentaje de mortalidad de larvas y separación de medias de P. ravida por el efecto de aislados del hongo B. bassiana a la concentración de 1x10 8 conidias por ml.

61

LISTA DE FIGURAS Pag. Figura 1.

Ubicación de la región de Los Altos de Jalisco, México.

Figura 2.

Estratificación agroclimática de Los Altos de Jalisco , México (Alemán et al., 1996).

Figura 3.

7

Rendimiento potencial de maíz en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 4.

6

8

a)Tipos de raster que presentan algunas especies de gallina ciega, b) Genitales masculinos de algunas especies de Phyllophaga (King, 1984)

Figura 5.

Características

de

algunos

13 hongos

entomopatógenos

(Alves, 1998; Tubaki, 1992). Figura 6.

32

Ubicación de los sitios de muestreo en las tres zonas de siembra de maíz.

Figura 7.

35

Croquis de campo que muestra la ubicación del sitio de donde fueron extraidos los cepellones de una hectárea de superficie.

Figura 8.

36

Proporción del número de larvas de gallina ciega obtenidas en distintas zonas agroclimáticas, de Los Altos de Jalisco, México.

Figura 9.

45

Proporción de las especies de gallina ciega encontradas asociadas al cultivo de maíz en en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 10.

47

Especies de gallina ciega presentes en las zonas agroclimáticas de la región de Los

Altos de Jalisco,

México.

48

Figura 11 A. Proporción del número de especies de gallina ciega en la zona IV templada húmeda. Figura 11B.

Proporción de especies de gallina ciega templada Subhúmeda.

49 en la zona III 49

Figura 12

Relación entre las variables contenido de fósforo y materia orgánica del suelo con la presencia de C. lunulata en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 13

Relación entre las variables contenido de manganeso

53 y

fósforo del suelo con la presencia de Phyllophaga ravida en Los Altos de Jalisco, México. Figura 14

53

Relación entre las variables manganeso y precipitación pluvial con la presencia de Phyllophaga dentex en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 15

54

Relación entre las variables % de arena y pH del suelo con la presencia de Phyllophaga polyphylla. en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 16 a

54

Presencia de aislamientos de B. bassiana en función del contenido de arcilla (Arc) y manganeso (mn ) en ausencia de Fósforo (0P), en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 16 b

57

Presencia de aislamientos de B. bassiana en función del contenido de arcilla (Arc) y manganeso (mn ) cuando el contenido de fósforo es alto (60P), en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 17 a

58

Relación entre las variables fósforo y contenido de arcilla con la presencia de B. bassiana en ausencia de manganeso (0 Mn), en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 17 b

59

Relación entre las variables Fósforo y contenido de arcilla con la presencia de B. bassiana y un nivel alto de manganeso (40 Mn), en Los Altos de Jalisco, México.

59

ABUNDANCIA Y DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES (Coleoptera: Melolonthidae),

DE “GALLINA CIEGA”

HONGOS (Hyphomycetes) Y NEMATODOS

(Nematoda: Heterorhabditidae) ENTOMOPATÓGENOS) EN LOS ALTOS DE JALISCO MÉXICO. 1

DIAZ-MEDEROS, Primitivo. Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Colima. Apdo. Postal 36, C.P. 28100, Tecomán, Colima.

RESUMEN El complejo gallina ciega (Coleoptera: Melolonthidae) agrupa a 13 géneros y 850 especies en México, muchas de estas especies son consideradas plagas de cultivos de las familias Rosaceae, Leguminosae y Gramíneae, como el maíz. Durante el ciclo PV-2000-2000 se llevó a cabo un estudio con el objetivo de identificar las especies de gallina ciega asociadas al maíz; detectar la presencia de hongos y nematodos etomopatógenos en las diferentes especies de gallina ciega y evaluar la patogenicidad en larvas de 3er estadio en Los Altos de Jalisco, México. Se colectó un total de 291 larvas en nueve parcelas comerciales que correspondieron a las especies: Phyllophaga dentex (Bates) con un 27%; P. ravida (Blanch.) 27.1%; Cyclocephala lunulata (Burn) 19.9%; C. comata (Bates) 9.6%; C. lurida coahulae (Bates) 4.8%; P. polyphylla (Bates) 4.1%; P vetula (Horn) 3.1%;

P. fulviventris

(Moser) 2.7%; P. obsoleta (Blanch.) 2.1% y Anomala sp. 1.0%. También, asociados a las larvas, se identificaron 37 (80%) aislamientos del hongo entomopatógeno Beauveria bassiana (Bals) Vuill; seis (13%) de Metarhizium anisopliae (Metch.) y tres, (7%) de Beauveria brongniartii (Delacrois), así como el nematodo Heterorhabditis sp. En condiciones de laboratorio el hongo B. bassiana alcanzó niveles de mortalidad comprendidos entre el 8 y 17.5%. Se comprueba la hipótesis sobre la presencia de diferentes especies de gallina ciega asociadas al maíz y la presencia de hongos y nematodos entopomatógenos asociados a especies de gallina ciega, en Los altos de Jalisco, México.

Palabras clave : Gallina ciega, Coleoptera, Melolonthidae Entomopatógenos, Patogenicidad, Beauveria, Metarhizium, Heterorhabditis.

1

Domicilio actual: Primitivo Díaz Mederos, Apdo. postal 56, C.P. 47600. Tepatitlán, Jalisco, México.

ABUNDANCE AND DISTRIBUTION OF WHITE GRUBS SPECIES (Coleoptera: Melolonthidae), ENTOMOPATHOGENIC FUNGI (Hyphomycetes) AND NEMATODE (Nematoda: Heterorhabditidae) IN THE ALTOS OF JALISCO, MEXICO 2

Diaz M. P. Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Colima. Apdo. Postal 36, C.P. 28100, Tecomán, Colima.

SUMMARY White grubs is a complex of 13 genera and 858 species of the family Melolonthidae in México. Several species are considerated important pest of crops of the family Rosaceae, Leguminosae, and Gramineae as corn. In order to determine the grubs species (Coleoptera: Melolonthidae), the entomopathogenic fungus and nematodes (Heterorhabditidae) and evaluate the patogenicity of three isolates of B. bassiana in larvae of 3th ínstar asociated to corn, this study was done during summer 2000, in Los Altos de Jalisco, México. 291 white grubs of 3th instar was collected in plots of farmers. The species of white grubs found were Phyllophaga dentex (Bates) with 27%, P. ravida (Blanch.) 27.1%; Cyclocephala lunulata (Burn) 19.9%; C. comata (Bates) 9.6%; C. lurida coahuilae (Bates) 4.8%; P. polyphylla (Bates) 4.1%; P. vetula (Horn) 3.1%; P. fulviventris (Moser) 2.7%; P. obsoleta (Blanch.) 2.1% y Anomala sp. 1.0%. Also, asociate to white grubs, we found 37(80%) isolates of entomopathogenic fungus Beauveria bassiana (Bals) Vuill; six (13%) of Metarhizium anisopliae (Metch) Sorokin, three (7%) of Beauveria brongniartii (Delacrois) and the nematode Heterorhabditis sp. Mortality rates by the B. bassiana fungus varied between 8 and 17.5%. Its confirm the hypothese that there are different white grubs species associated to corn and entomopathogenic fungi and nematodes, in the Altos of Jalisco, México. Key words: White grubs, Coleoptera, Melolonthidae, Entomopathogenic fungi, pathogenicity, Beauveria, Metarhizium, Heterorhabditis

2

Domicilio actual: Primitivo Díaz Mederos, Apdo. postal 56, C.P. 47600. Tepatitlán, Jalisco, México

I.- INTRODUCCIÓN

Con el nombre de “Gallinas ciegas”, jobotos, nixticuiles, fogotos,

chobotes o

escarabajos de mayo y junio, se conoce a estados larvales de especies fitófagas de Coleoptera Scarabaeoidea, que incluye principalmente a la familia Melolonthidae (Endrödi, 1966; Hidalgo et al., 1996); algunas veces, estas gallinas ciegas (Forschler y Gardner, 1990) son restringidas a la subfamilia Melolonthinae, pero debido a su similitud y cercanía, se incluyen también otras subfamilias (King, 1984).

Estas especies, conjuntamente a otras como el gusano de alambre Melanotus spp. (Coleoptera: Elateridae), falsos gusanos de alambre Cebrio spp. (Coleoptera: Cebrionidae), Colaspis chapalensis Blaque y Diabrotica virgifera zeae K y S (Coleoptera: Chrysomelidae) que consumen raíces de plantas cultivadas o que son rizófagas, se les conoce como “complejo de plagas del suelo” (Morón, 1997).

Por su amplio número de especies y distribución mundial en diversas áreas de cultivo, adquiere especial atención la familia Melolonthidae, en donde se ubica al complejo gallina giega, formado por los géneros Phyllophaga,

Diplotaxis,

Macrodactylus, Anomala, Cyclocephala, Dyscinetus, Strategus, Eutheola, Orizabus, Ligyrus, Euforia y Cotinis (Endrödi, 1966; Morón, 1983; Abarca et al., 1992).

En el estado de Jalisco, México, donde se siembran anualmente cerca de 700 000 hectáreas de maíz con rendimientos medios de 3, 500 kg/ha (SAGAR 2000), la gallina ciega junto con otras plagas rizófagas, constituyen el problema entomológico del maíz más importante en Jalisco (Pérez, 1991). En el año de 1960, se reportaron 170,000 hectáreas afectadas, de las cuales el 27.7% fueron totalmente destruidas; y en 1979 se estimaron pérdidas de maíz por 1,314 kg/ha (Morón, 1997). Por su parte, en la región conocida como Los Altos de Jalisco, la presencia de estas plagas causan reduccion en producción de hasta 839 kg de maíz y 179 kg de frijol por hectárea (De la Paz, 1993), lo que significan pérdidas del orden del 27%, con respecto al rendimiento medio en la región. 1

El control de estas plagas se realiza de diferentes formas, a través de prácticas de campo (Darrel, 1979; Lim et al., 1980; Abarca et al., 1992; Potter et al., 1996; Bradford et al., 1987); mediante el uso de variedades resistentes (Hoegemeyer, 1941; Rodríguez-del-Bosque, 1986; Crocker et al., 1990; Perez, 1994; Rodríguez-delBosque, 1996); y a través del uso de insecticidas (Teetes, 1973; Morón,1997; Morón, 1984; Mc Bride, 1984); sin embargo,

estas tres formas de control, no han sido

suficientemente eficientes (Bottrel,1979) sino que por el contrario, con el uso de insecticidas, las plagas tienden a incrementarse (Fox, 2000).

El control biológico para este tipo de plagas ha sido mediante microorganismos (Jackson, 1993), se han utilizado nematodos (Sosa y Hall, 1989; Converse y Grewal, 1998), bacterias (Klein y Jackson, 1992; Robert et al., 1994; Kalla et. al., 1992; Kaya et al., 1993) y hongos (Zhang et al., 1990; Alves et al., 1990; Zimmermann,1993; Keller 1992; Shanon et al.,1993; Keller et al., 1999); pero los resultados indican que es necesario intensificar estudios para conocer más sobre

la relación entre

nematodos entomopatógenos y el medio ambiente (Georgis y Gaugler, 1991). Asimismo, debido a la inconsistencia de los resultados, el uso de bacterias no puede considerarse como una herramienta a la mano en el control de plagas del suelo como la gallina ciega (Poprawski y Yule, 1990).

Los hongos entomopatógenos han mostrado gran potencial de control; sin embargo, se requieren más estudios para determinar los factores que expliquen las bajas infecciones observadas en campo (Poprawski y Yule, 1991); su efecto sobre los diferentes estadios de las larvas, como es el caso del hongo Metarhizium anisopliae (Metch) Sorokin

que se ha utilizado contra algunas especies de Phyllophaga

(Shannon et al., 1993).

Es importante mencionar que el uso de insecticidas ha ocasionado que la entomofauna benéfica disminuya, causando un desequilibrio entre las plagas y sus enemigos naturales en varios cultivos, lo que ha propiciado que las plagas ataquen con más intensidad (Vazquez et al., 1970; Lim et al., 1980; Vitum,1985; Kard y Hain, 2

1986).

Como resultado de estos disturbios, muchos sistemas agrícolas de todo el mundo son reconocidos como no aptos para el desarrollo de enemigos naturales, debido a que se ha afectado la cadena de su hábitat natural (Landis y Marino, 1999; y Powell, 1986). Este disturbio, en la actualidad, se tiene también en los enemigos naturales, por lo que es imperante su rescate mediante prácticas que favorezcan su multiplicación, proporcionando un mejor ambiente (Landis et al., 2000).

Bajo este contexto y para el caso de la gallina ciega, puede afirmarse que se requieren estudios que incluyan la identificación taxonómica de las especies dañinas en cada región, ya que existen más de 250 especies de Phyllophaga, 20 especies de Macrodactylus, 62 de Anomala, 36 de Cyclocephala y 151 especies de otros siete géneros de Melolonthidae con larvas de tipo

gallina ciega (Nájera,1993) y en

muchos casos no se ha comprobado su status de plaga (Castro, 1998); también es necesario estudiar los aspectos ecológicos, taxonómicos, biogeográficos y socioeconómicos en cada región y agroecosistema y conocer el fenómeno que se presenta en la relación insecto-cultivo (Dorn et al., 1999) para implementar métodos adecuados de control (Morón, 1986).

Por

otra

parte,

la

detección,

conservación

y

evaluación

de

organismos

entomopatógenos de gallina ciega como enemigos naturales nativos de cada zona, constituyen una gran oportunidad si se toma en cuenta que promueven la estabilidad en los agroecosistemas como es el caso de la gallina ciega y el maíz, bajo estas condiciones, los enemigos naturales ofrecen el mecanismo más importante de regulación poblacional de la plaga, por lo que la conservación e incremento de especies entomopatógenos puede ser eficiente, ya que ofrecen un efecto preventivo (Trujillo, 1992).

Considerando las amplias perspectivas del control microbiano de larvas de gallina ciega y que en México el uso de entomopatógenos representa 3

un campo de

investigación viable (Villalobos, 1992), así como las condiciones de humedad del suelo que prevalecen durante la estación del crecimiento del maíz en la región (Flores y Ruiz, 1998) y tomando en cuenta que se ha comprobado la existencia de aislamientos de Beauveria bassiana (Bals) Vuill y Beauvera brongniartii (Delacrois) en Jalisco (Hernández et al., 1994) sin que se conozcan las especies sobre las cuales actúan estos entomopatógenos, su distribución geográfica, abundancia y que tampoco se tienen reportes de la presencia de nematodos en la zona, se consideró pertinente la realización del presente estudio encaminado hacia la identificación de las especies gallinas ciegas, así como de hongos entomopatógenos y nematodos nativos con potencialidad en el control de estas plagas.

Para la realización del presente estudio se parte de la siguiente hipótesis:

En Los Altos de Jalisco, se encuentran presentes diferentes especies de gallina ciega asociadas al maíz y que éstas son atacadas por diferentes especies de hongos y nematodos entomopatógenos.

OBJETIVOS:

1.- Identificar las especies de gallina ciega asociadas al cultivo de maíz en la región de Los Altos de Jalisco, su abundancia y su relación con características de suelo, clima y manejo del cultivo.

2.- Aislar e Identificar las especies de hongos y nematodos entomopatógenos asociados a las especies de gallina ciega presentes en el cultivo de maíz de la región de Los Altos de Jalisco y su relación con características de suelo, clima y manejo del cultivo.

4

3.- Evaluar la patogenicidad de tres aislados de B. bassiana provenientes de diferentes especies de gallina ciega asociadas al cultivo de maíz en larvas de tercer estadio de P. ravida.

5

II.- ANTECEDENTES 2.1. La región en estudio

La región de Los Altos de Jalisco está ubicada al noreste del Estado del Jalisco; comprende una superficie de 1'513,566 hectáreas, de las cuales 261,038 son de uso agrícola (SAGAR, 1994), y de esta área el 83.73% se siembra bajo condiciones de temporal (Figura 1).

Figura 1. Ubicación de la región de Los Altos de Jalisco, México.

Geográficamente se localiza entre los meridianos 101° 05’ 30’’ y 103° 16’ 15’’ L W; y los paralelos 20°30’17’’y 22° 01’ L N y altitud entre 1770 msnm en Acatic hasta 2200 m s n m. en Jesús María.

Sus climas están clasificados como Subtrópico

Semiárido templado y Subtrópico Semiárido Semicálido (Medina et al., 1998), sin embargo, esta característica presenta un gradiente agroclimático marcado, que da lugar a cuatro zonas con características bien definidas como lo muestra la Figura 2 (Alemán et al., 1996).

6

sitio

Figura. 2.- Estratificación Agroclimática de los Altos de Jalisco, México (Alemán et al.,1996).

Zona I. Templada seca.- En esta zona, la precipitación pluvial anual media es de 390 mm, la duración del temporal es de 7 días, la temperatura media anual de 17.5 º C, los suelos son clasificados de acuerdo a DEGGTENAL (1982) como xerosol, grices y de profundidad menor a 50 cm por lo que la agricultura de temporal no es redituable.

Zona II.- Templada semiseca. La precipitación pluvial media anual es de 503 mm, con duración del temporal de 60 días, temperatura media anual de 22.5 º C, los suelos son litosoles, pardos y de profundidad menor a 50 cm., la agricultura se concentra en su mayoría en cultivos como frijol algunas hortalizas como chile y en menor escala el maíz.

Zona III.- Templada subhúmeda. La precipitación pluvial media anual es de 604 mm, con duración del temporal de 83 días, temperatura media anual de 18º C, los suelos

7

son clasificados como planosoles, pardos y de profundidad hasta de 100 cm., en esta zona se siembra principalmente maíz y en menor escala frijol. Zona IV.- Templada húmeda. La precipitación pluvial media anual es de 782 mm, duración del temporal de 109 días, temperatura media anual de 16.5 º C, los suelos son clasificados como Luvisoles, rojizos y profundidad superior a 100 cm., en esta zona el cultivo de maíz es el más importante.

La región, comprende también un gradiente en el potencial productivo de maíz; de acuerdo a las condiciones agroclimáticas generales de la región, la zona I es considerada no apta; la zona II medianamente apta con rendimientos menores a 2500 kg de grano por ha; la zona III buena, con rendimientos entre 2500 y 4000 kg por ha y la zona IV muy buena con rendimientos de hasta más de 7 toneladas de grano dependiendo de la tecnología que se use (Figura 3 ).

Figura. 3. Rendimiento potencial de maíz en Los Altos de Jalisco, México.

8

2.2 Plagas de la raíz de cultivos

Dentro de las plagas del suelo, el complejo gallina ciega está constituido principalmente por los géneros Phyllophaga, Diplotaxis, Macrodactylus, Anomala, Cyclocephala, Dyscinetus, Strategus, Eutheola, Orizabus, Ligyrus, Euphoria, Golofa y Cotinis agrupados en 850 especies de Melolonthidae citadas para México, de las cuales cerca de 560 tienen larvas edafícolas, rizófagas, saprófagas o facultativas, por lo que no todas las gallinas ciegas son nocivas para las plantas; sin embargo, existen especies rizófagas estrictas como Phyllophaga, Macrodactylus, Orizabus y Anomala, que constituyen verdaderas plagas del maíz (Morón, 1983). 2.3 La gallina ciega y su clasificación taxonómica

Las gallinas ciegas están ubicadas en dos familias: Melolonthidae y Scarabaeidae. Los Melolonthidae son

adultos y larvas que tienen hábitos alimenticios bien

diferenciados, consumen raíces, humus, hojarasca, madera podrida, flores, polen, savia y frutos; en Scarabaeidae, los adultos y larvas en general se nutren con substratos similares, excremento, carroña, humus y hongos. Las larvas de Melolonthidae se distinguen por tener las maxilas con lacinia y galea fusionadas entre sí en toda o casi toda su longitud, mientras que las larvas de Scarabaeidae sensu stricto presentan estas estructuras totalmente separadas (Morón, 1983).

En muchas ocasiones las gallinas ciegas son ubicadas exclusivamente dentro de la familia Scarabaeidae con cerca de 20,000 especies descritas en todo el mundo, de las cuales un gran número causa daños de importancia económica, debido a que los adultos destruyen el follaje de las plantas al alimentarse; en estado de larva afectan al sistema radicular de gran cantidad de cultivos agrícolas, otras son benéficas porque se alimentan de materia orgánica en descomposición y de esta manera actúan como desintegradores de tales materiales (Moron, 1997).

9

De acuerdo a Ritcher (1958), las larvas de Scarabaeidae conocidas en México como gallinas ciegas o nixticuiles son plagas de los cultivos agrícolas y se encuentran en las subfamilias Melolonthinae, Rutelinae, Dynastinae y Cetoniinae; son divididas en tres categorías, de acuerdo a su hábito alimenticio: a) los que

se alimentan

únicamente de materia orgánica en descomposición como es el caso de Cetoniinae; b) las que son facultativas como Rutelinae y Dynastinae y c) las que se alimentan de raíces vivas de las plantas cultivadas, como Melolonthinae.

De esta forma y de acuerdo a Borror et al., (1975) y Ritcher (1966) las gallinas ciegas que causan daño a los cultivos se pueden ubicar taxonómicamente, en los siguientes niveles taxinómicos Clase: Insecta Subclase: Endoterigota Orden: Coleoptera Suborden: Polyphaga Superfamilia : Scarabeoidae Familias: Melolonthidae y Scarabaeidae Subfamilias: Melolonthinae: Generos: Phyllophaga , Macrodactylus, Diplotaxis Rutelinae: Género Anomala Dynastinae: Géneros: Cyclocephala, Dyscinetus, Eutheola, Orizabus, Ligyrus, Golofa, Strategus Cetoniinae : Géneros Euphoria Cotinis

2.4 Ciclo de vida Los adultos aparecen poco después de las primeras tormentas en Centro América; así como en la primavera y verano en norteamérica; emergen del suelo al atardecer y poco después inician su actividad, pues levantan el vuelo (31-93 m) para aparearse, lo cual dura aproximadamente entre 15 y 20 minutos para posteriormente alimentarse de hojas de plantas altas o árboles (Jhonson y Eaton, 1939; King, 1984; Woodruff y Beck,1988; Kard y Hain 1990 ). 10

La oviposición ocurre a los 8 o 10 días del apareamiento y continúa durante las 3 semanas siguientes;

la hembra oviposita alrededor de 50 huevecillos en forma

separada y cubiertos por tierra. Las larvas emergen entre una y cuatro semanas, después de la oviposición, el alimento son raíces de plantas y materia orgánica hasta después de un año o dos en que se desarrolla su estado larval (Jhonson y Eaton, 1939).

Tienen tres estadios larvales, al completar el tercero, las larvas,

construyen su celda y experimentan un prolongado letargo o hibernación antes de pupar (Gaylor y Frankie, 1979).

2.5 Duración del ciclo de vida

El ciclo de vida de las gallinas ciegas es muy variado, depende de la especie y la región. En Centro América la mitad de las larvas de Phyllophaga parvisetis (Bates) presentan un ciclo de un año desde huevecillo hasta adulto y el resto de especies de dos años; P. elenans (Saylor) dura dos años; mientras que P. vicina (Moser) duró un año; sin embargo, en las zonas más húmedas el ciclo es de un año, mientras que en zonas más secas es de dos años (King, 1984).

En el Sureste de los Estados Unidos, el ciclo de vida del género Phyllophaga, tiene duraciones entre 1 y 3 años (Oliver y Chain, 1988); por ejemplo, P. crassisima (Blanchard), P. ephilida (Say), P. tristis (Fabricius) y P. micans (Knoch), tuvieron un ciclo de dos años; mientras que, P. fusca (Froelich), P. hirticula (Knoch), P. ulkei (Smith) y P. luctousa (Horn), tuvieron ciclos de tres años. Asimismo, algunas Phyllophaga exhiben más corto su ciclo dependiendo de las latitudes, como P. crassisima que en Arkansas su ciclo dura entre 2 y 3 años y en Indiana dura entre 3 y 4 años (Davis, 1916).

11

2.6 Diversidad y Distribución

Cuadro 1.- Diversidad y distribución de la familia Melolonthidae en México (Morón, 1983). Subfamilia

Géneros

Distribución

No. Especies

Rutelinae

Anomala

62

Todo el país

Dynastinae

Cyclocephala

36

Zonas tropicales y templadas

Dyscinetus

6

“

Eutheola

4

Zonas tropicales

Orizabus

9

Zonas templadas y frias

Ligyrus

11

Todo el país

Strategus

9

“

Golofa

8

Areas tropicales

Euphoria

33

Zonas tropicales y templadas

Cotinis

16

“

Phyllophaga

230

Todo el país

Macrodactylus

20

Zonas templadas y frías

Diplotaxis

72

Todo el país

Cetoniinae Melolonthinae

“

“

“

“

“

2.7 Algunas características morfológicas de especies de gallina ciega.

La identificación de larvas a nivel de especie no siempre es posible (King, 1984), sin embargo existen técnicas y consideraciones utilizadas en larvas de tercer estadio (King, 1984; Jepson, 1956; Ritcher, 1966; King, 1984; Morón, 1983,1986; Nájera, 1993 y Allsopp, 1999), en las que se toma en cuenta principalmente la forma de su abertura anal, componentes del raster, características de la palidia y palidium, tamaño y color de la cabeza, mandíbula y último artejo anal, entre otras como lo muestra la Figura 4 a. Para la identificación en estado adulto existen técnicas como las de King (1984) y Frey (1975) y Saylor (1943), en las que se consideran características anatómicas principalmente los genitales masculinos Figura 4 b.

12

Phyllophaga

sp P. menetriesi

P. tenuipilis

P. ravida

P. obsoleta

Anomala sp

Cyclocephala sp

a P. testaceipennis

P. tumulosa

Bothynus sp

b Fifura 4. a) Tipos de raster que presentan algunas especies de gallina ciega; b) Genitales másculinos de algunas especies de Phyllophaga (King, 1984)

13

2.8 Hábitos y daños

Los hábitos alimenticios de las gallinas ciegas son muy diversos, pues los hay desde hábitos rizófagos facultativos que en presencia de fertilizante orgánico disminuye el consumo de raíces, hasta aquellas que en presencia de materia orgánica en el suelo aumenta su consumo de raíces (King y Saunders, 1979; Morón, 1983 ).

Las gallinas ciegas se encuentran entre los insectos del suelo más destructores y problemáticos del maíz, pastos, papa, frijol, fresa, material de viveros y casi todas las plantas cultivadas. En el caso del maíz, las plantas afectadas muestran crecimiento poco uniforme y con síntomas de secamiento, ya que sus raíces son consumidas por estos insectos (King, 1984)

El género Phyllophaga es una plaga que ataca principalmente a Gramineas (25%), Leguminosas (17 %) y 17 % las Rosaceas. Escarabajos de la familia Scarabaeidae, causan daños a un amplio número de cultivos en el mundo (Gipson y Carrillo 1959 ). De las más de 570 especies de Phyllophaga Harris, en Canadá, E.U.A., México, Sur de Texas, E.U.A, Centro América y El Caribe, destaca por su importancia agrícola P. crinita (Rodríguez-del-Bosque, 1988; Reinhard, 1940; Teetes et al., 1976; Reinert, J.A. 1979;Huffman y Harding, 1980).

También en el Sur de Texas, en 1937, fueron identificadas como de importancia económica en la agricultura las especies P. lanceolata Say y P. crinita por lo que fueron iniciados estudios en al estación Experimental de Texas, sobre hábitos y requerimientos alimenticios (Reinhard, 1940).

En Costa Rica, se reportan 20

especies de Phyllophaga colectadas en varios países de Centroamérica tales como Honduras, El Salvador y Nicaragua

en cultivos de, café, patata, maíz y sorgo

(King,1984).

En Colombia, constituyen uno de los principales problemas para la producción de yuca; sus daños obligan a la resiembra de semilla vegetativa y por lo tanto pérdida 14

económica importante en la producción; sin embargo poco se conoce de su biología, que pudieran contribuir para implementar alguna estrategia de control o bien proporcionar alguna información agroecológica de interés (Pardo, 1993). Los estados larvales del género Phyllophaga son plagas en un amplio número de cultivos en el Continente Americano, reducen el rendimiento de las cosechas por el debilitamiento o muerte de las plantas, resultado de su hábito rizófago (Hidalgo et al., 1996).

En México y Centro América, la gallina ciega o “joboto” causa daños a las raíces de un amplio número de cultivos en areas tropicales y subtropicales; la mayoría de las especies que se incluyen en este grupo pertenecen a los géneros Phyllophaga Harris, Phytalus Erichson, Chlaenobia Blanchard, Listrochelus Blanchard o Lachnosterna Hope (Melolonthinae: Melolonthini) y aunque los estudios sobre biología, taxonomía, identificación y formas de alimentación de Phyllophaga son escasos y

dispersos, datos de campo, de 1960, indicaron que la gallina ciega

constituye la mayor plaga de alimentos y cultivos indutriales en México, El Salvador, Honduras, Nicaragua y Costa Rica (Frey, 1975; Saylor, 1943; Endrodi,1966).

Los primeros reportes formales de daños causados a los sistemas radiculares de cultivos en México por Phyllophaga son relativamente recientes y en algunos casos inexactos. Poco antes y a mediados de 1960, las especies P. trichia

Bates P.

dasypoda (Bates), P. rorulenta (Burn), P. sturmi (Bates), P. crinalis (Bates) y P. vexata (Horn), son plagas en caña de azucar en los estados de Veracruz, Puebla y Sinaloa (Morón, 1997); mientras que datos más recientes reportan a P. (tridonix) lalanza, P. dentex, P. ravid, P. fulviventris y P. lenis como plagas del maíz, caña de azúcar, cacahuate, chile y jícama, en Nayarit (Morón, 1999)

En el Norte de Tamaulipas se reportan las especies

P. crinita,

Anomala sp. y

Diabrótica balteata Le Conte, como un fuerte problema ( Rodríguez-del-Bosque y Magallanes, 1994); sin embargo, la especie más importante por su abundancia y distribución es P. crinita, la cual bajo infestaciones severas causa daños estimados al maíz en más de una tonelada por hectárea (Rodríguez-del-Bosque, 1986). 15

En el Norte de México, su presencia ha creado un ambiente ideal para su estudio (Rodríguez-del-Bosque, 1988), debido principalmente a que la agricultura típica de esta región se ha concentrado en la siembra de gramíneas como maíz y sorgo principalmente, la presencia de P. crinita

se ha intensificado y es en estos dos

cultivos, en donde se han encontrado el mayor número de larvas por muestra ó cepellón de 30x30x30cm: 1.23 en sorgo y 0.82 en maíz (Rodríguez-del-Bosque, 1984).

De igual manera, en esta zona del país, oeste medio y sur de los Estados Unidos, se identificó también como plaga en maíz, papa, trigo trigo y pastos, a la especie A. fluvipensis (Burmiester), la cual a diferencia de en Los Estados Unidos, en el Norte de México dicha especie es bivolutina ó bicíclica, debido a las condiciones de temperatura y humedad de la región (Rodríguez-del-Bosque, 1998; Villalobos, 1999).

Durante 14 años en el Norte de Tamaulipas se encontró que probablemente el mayor número de especies y abundancia de gallina ciega se deba a las mejores condiciones de humedad, como ya lo han citado Campbell y Emery (1967) y Gaylor y Frankye (1979); sin embargo, existen especies como A. foraminosa (Bates) que son más frecuentes en lugares secos (Rodríguez-del-Bosque, 1993) y A. cavifrons (Le Conte) que aparentemente prefiere este tipo de ambientes (Ratcliffe, 1991).

Durante 1983 y 1984 se llevaron a cabo estudios en Río Bravo, Tamaulipas, para desarrollar un método de simulación de daño por P. crinita y Anomala sp. así como de Diabrotica balteata, en la raíz de plantas de maíz, como medio de selección de resistencia varietal a este tipo de daño. Los genotipos que mostraron mayor tolerancia al daño eran aquéllos que mostraron los más grandes rendimientos potenciales en situaciones dónde el daño estaba ausente, como lo fueron: H-422, H421 y Pionner 3147 (Rodríguez-del-Bosque, 1986).

Bajo condiciones simuladas de campo, se evaluó el daño provocado por larvas de 16

Phyllophaga crinita y de Anomala spp. en plantas de maíz; se encontró que en larvas del segundo estadio, causan pérdidas de raíz en un 41%, mientras que las de tercer estadio causan daños entre el 66 y 88 %, dependiendo de la etapa en que el daño es provocado (Rodríguez-del-Bosque, 1996) .

El daño por gallinas ciegas Cyclocephala lurida Bates ha sido evaluado también en Iowa

EUA en maíz y soya, durante dos años (1990 y 1991);

se evaluaron

infestaciones de 0, 3, 6, y 9 larvas en plantas de ambos cultivos; las variables medidas para determinar el efecto fueron emergencia de semillas, área foliar, peso de raíces y peso de planta. En maíz no hubo efecto en cuanto a emergencia de semillas; en el resto de las variables no hubo diferencias significativas con el testigo durante el primer año. En el segundo año, el nivel de 9 larvas tuvo menor área foliar, menor peso de raíces y menor peso de hoja; en cuanto a la soya no se tuvieron efectos significativos en las variables en estudio, lo que sugiere que antes de utilizar insecticidas debe considerarse que las gallinas ciegas como las de este tipo no siempre hacen daño (Rice, 1994).

Otros autores mencionan que la presencia de larvas de gallina ciega en la raíz, no forzosamente implica daño o acame, ya que no se ha encontrado relación de estas variables con la producción en maíz en Amatenango del Valle, Chiapas (Castro, 1998).

En el estado de Jalisco, desde su aparición en 1960, estas plagas han sido estudiadas desde diferentes ámbitos: el complejo de coleópteros asociado al cultivo de maíz en el Centro de Jalisco, está constituido por 9 géneros y más de 30 especies, distribuidas en las familias Cebrionidae, Elateridae, Chrysomelidae y Melolonthidae; están distribuidas principalmente en cerca de 220,000 hectáreas, con daño de un promedio mínimo de 350 kilogramos por hectárea y un máximo de 1.5 toneladas de grano por hectárea y esto equivale aproximadamente a 330,000 toneladas anuales, que representa el 16.5 % de pérdidas por concepto de plagas (Nájera, 1993). 17

Perez y Nájera (1991) determinaron la distribución estacional y los daños causados por estas plagas. Los resultados mostraron una disminución en rendimiento altamente significativa a medida que se incrementa el número de larvas; asimismo, se encontraron diferencias estadísticamente significativas en rendimiento, debido al daño por plagas de la raíz.

Por su parte, el complejo de gallina ciega existente en la zona Centro- Occidente del estado de Jalisco, comprende 20 municipios (Distrito de Desarrollo No. III de la SAGAR de Ameca), predominan los géneros Phyllophaga en un 66%, Cyclocephala en 15% y el 19% restante está formado por el complejo de Anomala, Macrodactylus y Diplotaxis. De las especies de Phyllophaga, nueve fueron las más comunes: P. ravida P. polyphylla, P. dentex, P. vetula , P. lenis y P. misteca, las cuales son incluidas dentro de las 14 más importantes citadas para México (Morón, 1986 y Najera, 1993).

Según resultados de 147 experimentos realizados durante los años 1979-1994 por el INIFAP (no publicados), las plagas de la raíz del maíz ocasionan pérdidas de grano en promedio del

orden de 998 Kilogramos por hectárea en el estado de

Jalisco; sin embargo, en ocasiones estas pérdidas pueden ascender hasta 3 840 kilogramos por hectárea (De La Paz, 1999).

En la zona agrícola de la región de Los Altos de Jalisco se han encontrado larvas de plagas del maíz y del frijol como doradillas, Diabrotica spp.; gallina ciega con varios géneros; esqueletonizador, Colaspis spp. y falso gusano de alambre, Cebrio sp. Las pérdidas ocasionadas por este complejo varía año con año y depende de las condiciones agroclimáticas; en la región de Los Altos, la

zona húmeda es

considerada como la de mayor daño; las diferencias en rendimientos entre parcelas tratadas y no tratadas con insecticida varía entre 15 y 839 kilogramos por hectárea (De la Paz, 1993).

18

2.9 Control cultural de la gallina ciega

Existen prácticas de manejo, también conocidos como “control cultural” que tienen efecto en las poblaciones de “gallinas ciegas” y constituyen alternativa al control químico, como en el caso de las especies Popillia japonica Newman, Cyclocephala borealis Arrow y C. lurida, que son plagas en el Este de E.U.A. en pastos, en donde la aplicación de sulfato de aluminio al suelo, tiene efectos significativos en la reducción del número de larvas de C borealis; en contraste con P. japonica en que no hay efecto; se ha observado también que la aplicación de riegos reduce significativamente las poblaciones tanto de Popillia como

de Cyclocephala en

periodos de vuelo; asimismo, en las parcelas tratadas con composta la presencia de mayates verdes de junio es más abundante; igualmente ocurre con el contenido de humedad, la cual se correlaciona significativamente con una mayor cantidad de larvas por metro cuadrado (Potter et al., 1996).

Otra práctica importante, para reducir los daños por plagas del suelo, es mediante el manejo de la maleza. Las plantaciones de abetos para árboles de navidad han sido fuertemente afectados por esta plaga y prácticas como chaponeos de maleza, propician que los árboles presenten el mayor número de larvas y en consecuencia el mayor daño, en comparación con el tratamiento en donde no se chaponea la maleza (Bradford et al., 1987).

Las prácticas de preparación de suelos o rotación de cultivos ha sido utilizada como alternativa para reducir plagas, aunque en condiciones tropicales su efecto no ha sido muy significativo; de la misma manera, la solarización con plástico transparente, como método no químico, ha demostrado ser efectivo en el combate de hongos, maleza y nematodos y cierta acción no cuantificada sobre plagas del suelo (Lim et al., 1980), aunque algunos microorganismos sobreviven este proceso (Pullman et al.,1981).

Sobre la posibilidad de uso de la solarización como método de control de larvas de 19

galina ciega, en Costa Rica han sido probados diferentes tipos de plástico combinados con insecticidas y diatomita para el control de larvas de las especies de Phyllophaga spp., Anomala spp. y Cyclocephala spp. en el cultivo de fresa y se ha comprobado que la combinación de plástico transparente con diatomita, disminuye significativamente el número de plantas dañadas por estas plagas (Abarca et al., 1992).

La resistencia genética es otra estrategia que se ha utilizado para la contribuir a la reducción de daño por plagas y ha demostrado ser efectiva, económica y segura (Botrell, 1979). En el caso del maíz, se ha evaluado la tolerancia de germoplasma al daño causado por larvas que atacan a la raíz bajo algunos criterios como capacidad de regeneración de raíces, soporte de individuos atacando planta y el tamaño de la raíz entre otros, mismos que han permitido clasificar los geneotipos (Fitzgerald et al., 1968).

En pruebas de susceptibilidad realizadas en la Estación Experimental de Kansas E.U.A. se

identificaron

híbridos de maíz (cruzas simples y cruzas dobles), que

muestran diferencias altamente significativas

por su insensibilidad al daño de

Phyllophaga spp. (Hoegemeyer, 1941). Estos estudios han contribuido para que otros autores realicen trabajos similares, como es el caso del daño simulado por plagas de la raíz del maíz (Pérez, 1994 y Rodríguez-del-Bosque, 1996).

En otras gramineas, como trigo, avena y cebada, la resistencia genética contra gallinas ciegas particularmente P. congrua, también han sido una estrategia de control importante, puesto que se han encontrado amplias diferencias a resistencia a esta especie, entre y dentro de este tipo de granos; sin embargo, la avena es menos preferida y el trigo moderadamente resistente, mientras que la cebada es altamente susceptible (Crocker et al., 1990). 2.10 Control químico de la gallina ciega

20

Se han realizado múltiples ensayos con insecticidas para el control de plagas del suelo (Fuchs et al., 1974; King y Saunders,1979). Evaluaciones de insecticidas como Clordano, Diazinon, Desaint, Propoxur y Carbofuran G mediante aplicaciones directas al suelo en en el cultivo del sorgo han mostrado que los mejores productos fueron: Diazinon y Carbofuran, los cuales muestran diferencias altamente significativas en cuanto a número de larvas, mayor número de plantas, así como en mayor rendimiento. En trigo, los resultados mostraron como mejor tratamiento al Diazinon (Teetes, 1973)

En Dakota del Norte, EUA, entre 1977 y 1982, evaluan la eficiencia de insecticidas contra plagas de la raíz del maíz Phyllophaga anixia Lec. y Phyllophaga implicita (Horm), los cuales habían sido efectivos también

contra D. longicornis. Los

resultados mostraron que el Terbufos aplicado en banda sobre el surco al tiempo de la siembra, es tan efectivo como Furadán y el Temik (McBride, 1984).

No solamente se evalúan insecticidas de manera independiente, para el control de plagas de la raíz, en algunas ocasiones la aplicación de insecticida se mezcla con el fertilizante. En Scurry County Texas, se evaluaron insecticidas y fertilizante nitrogenado para conocer el impacto de P. crinita sobre césped, el efecto sobre el daño a raíces no fue significativo (Darrel, 1979). En Jalisco también se ha evaluado la combinación fertilización -insecticidas sobre el daño causado por larvas rizófagas al maíz; los rendimientos mayores se obtuvieron con la aplicación conjunta de insecticida

y

fertilizante

nitrofosfatado,

en

comparación

con

la

aplicación

independiente del nitrógeno ó el fósforo, en donde las plantas no se recuperaron del daño causado por las plagas y el rendimiento fue similar al testigo sin fertilizar (De la Paz, 1993).

2.11 Control biológico de la gallina ciega

El concepto de control biológico se define como el uso de enemigos naturales (parasitoides, depredadores y patógenos) para el control de plagas. Es uno de los 21

métodos más antiguos y eficaces, conocidos por el hombre, puesto que los insectos que atacan a los cultivos, muchas veces son a su vez atacados por muchas clases de enemigos naturales (N.A.S., 1971). El término “Control Biológico” puede también definirse como la acción de parásitos, depredadores y patógenos que mantiene la densidad de población de otro organismo a un nivel más bajo de aquel que ocurriría en su ausencia (Bosh y Messenger, 1973).

El control microbiano de

insectos es considerado como la utilización dirigida de

entomopatógenos con el objeto de disminuir las poblaciones de plagas insectiles. De los agentes de acción microbiana, los hongos entomopatógenos presentan una diversidad de organismos que a la fecha no se han terminado de describir y caracterizar (Villalobos et al., 1993).

El conocimiento de los patógenos de los insectos data desde el siglo XVIII (1726) con el descubrimiento del hongo patógeno Cordyceps de un nóctuido; cien años después en 1835, se publicó el primer libro sobre enfermedades de los insectos; sin embargo, en la época moderna, después de la segunda guerra mundial, es del conocimiento general, que los insectos destructivos están sujetos a enfermedades causadas por microorganismos (De Bach, 1975).

El caso del

control microbiológico de plagas de la familia Scarabaeidae

fue

propuesto desde hace más de 100 años. Los nematodos entompatógenos, las bacterias, hongos y virus patógenos actualmente han sido utilizados con éxito en el control biológico; sin embargo en escarabajos, aún es limitado, (Jackson, 1993) 2.11.1 Los nematodos en el control de gallina ciega

El control biológico de P. japonica de los pastos tuvo éxito Steinernema

(Neoplectana)

glaseri

parásito

en

con el nematodo

Carolina

del

Norte.

Subsecuentemente se han realizado estudios tendientes a identificar otras especies como opciones en el control de este tipo de plagas, como es el caso de 22

Heterorhabditis heliothidis (khan, broks & hirschmann) (= H, bacteriophora) Poinar, Steinernema carpocapsae (Weiser) y S. glaseri que se han probado contra larvas de Phyllophaga hirticula Knoch. De estos tres nematodos, H. heliothidis causa la mayor mortalidad sobre P. hirticula; sin embargo, no se apreció una tendencia en mortalidad provocada

de acuerdo al incremento en el niveles

de concentración de los

nematodos (Forschler y Gardner, 1991).

Se ha estudiado también la combinación de nematodos y tratamientos con riegos como es el caso de H. bacteriophora sobre P. japonica, en donde los resultados muestran que la aplicación de riego antes e inmediatamente después de la aplicación de los nematodos así como regando hasta 18 horas después de la aplicación, se tiene hasta un 100% de mortalidad de la palga; sin embargo, cuando la aplicación se hace en suelo seco y se riega inmediatamente después, la efectividad del nematodo es nula a diferencia del tratamiento con insecticida, el cual causa un 54% de control (Suggars, 1994).

De igual forma se han evaluado en campo y laboratorio, los nematodos S. feltiae y H. heliothidis contra P. anixia (Le conte), P. fusca (Froelich) y P. comes (Casey). En laboratorio matan entre 60 y 80% de las larvas; sin embargo, en campo los resultados son irregulares. En forma asperjada, la aplicación de nematodos aunque es efectiva contra larvas, es muy variable, ya que el nivel de control no corresponde a las dosis aplicadas; mucho tiene que ver la diferencia de especies de nematodos y su movimiento, por lo que debe investigarse más para clarificar las inconsistencias de estos resultados (Bradford et al., 1988).

En un ensayo en cajas de plástico, se evaluaron los nematodos S. kushidae S. intermedia, S. carpocapsae (cepa mexicana) S. feltiae, S. glaseri y H. heliothidis, para el control de la gallina ciega Anomala cuprea Hope, que causa daños a la papa dulce y a árboles de ciprés japonés. S. kushidae causa niveles de mortalidad de 90%, mientras que el resto presentan niveles de mortalidad comprendida entre 30 y 87% en larvas de 2° y 3° estadio. Este resultado identifica a S. kushidae como un 23

poderoso agente de control biológico para poblaciones de estas larvas; sin embargo, deberá investigarse sobre métodos de producción comercial y probarse a nivel de campo (Ogura, 1993).

Del mismo modo se ha evaluado a las especies S. glaseri, A. anomali, S. feltiae y Heterorhabditis HE-87.3 entre otros, contra larvas de Phylloperta horticola L. y Amphymallon solstitialis. Un aislamiento de Heterorhabditis HE-87.3 proveniente de larvas de P. horticola, causa un 100 % de mortalidad en larvas de tercer estadio de P. horticola; sin embargo, bajo condiciones de campo presenta menos del 47%, de mortalidad de larvas debido probablemente a condiciones de altas temperaturas alrededor de 30°C. Por lo anterior, se deduce que al igual que lo ocurrido en EUA, New Zelanda y Australia, es posible obtener controles de larvas en porcentajes cercanos al 50%, bajo condiciones de campo (Klein, 1990).

El uso de nematodos para el control en campo tiene muchos problemas, ya que las larvas de gallina ciega no son tan susceptibles a nematodos como lo son las larvas de Lepidoptera u Otiorhinchus sulcatus F. (Coleoptera: Curculionidae); por otro lado, la experiencia y pruebas hechas en invernadero, muestran que el factor más importante para un éxito con nematodos en el control biológico son las condiciones ambientales, así como la presión sobre la sensibilidad de larvas a la infección (Smith, 1992) .

Wassink y Poinar (1984) Steinernematidae

reportaron que los nematodos de la familia

son de los más importantes

grupos de agentes de control

biológico de insectos del suelo; asimismo, existen por lo menos 100 especies de insectos de 11 órdenes en América Latina que son susceptibles a S. feltia; de igual forma, Poinar (1979) menciona que muchas plagas son parasitadas por nematodos Steinernematidos

y las especies más ampliamente usadas han sido

cepas de

variado origen geográfico de S. feltia (= N. carpocapsae).

Por su parte, Sosa y Beavers (1985) identificaron a S. feltia como moderadamente 24

efectivo y a S. glaseri como un excelente agente contra Ligurus subtrópicus, ya que causan mortalidades comprendidas entre 17 y 100% de mortalidad respectivamente. Sin embargo, bajo condiciones de campo (temperatura media 23.3°C, media mínima de 13.9°C, suelo con 20% de humedad, pH: 6.2 y 46% de materia orgánica) los dos nematodos no causaron niveles significativos de reducción del número de larvas (16.6 y 2.7% respectivamente), aunque S. glaseri presentó la mayor mortalidad (Sosa y Hall, 1989).

La humedad del suelo es a menudo el factor más crítico en la supervivencia y movimiento de nematodos entomopatógenos; Shetlar et al., (1988) demuestran que hay una reducción en la mortalidad de P. japonica cercana al 50% cuando la humedad se reduce de un 40% a un 25%. Similares resultados son encontrados por Jackson et al., (1983), quienes mencionan que los nematodos aplicados durante la lluvia, o cuando se hacen riegos antes de la aplicación, permanecen más estables que aplicados en condiciones secas.

En general, los nematodos entomopatógenos, principalmente de las familias Steinernematidae y Heterohabditidae, a diferencia de otros microorganismos, tienen muchas cualidades que los hacen excelentes agentes de control de plagas del suelo y tienen un amplio rango de hospederos, facilidad de reproducción, facilidad para buscar huéspedes, matarlos rápidamente y por ser seguros en cuanto a impacto ambiental (Gaugler, 1981).

No obstante lo anterior, los nematodos tienen características que pueden ser limitantes dependiendo de las condiciones del campo donde se pretenda utilizar como método de control, son

susceptibles a la temperaturas altas > de 30º C

(Woodring y Kaya, 1988) requieren de suficiente humedad, por lo que es indispensable contar con sistema de riego ( Wiright y Jackson, 1988; Kaya y Gaugler 1993).

25

2.11.2 Las Bacterias en el control de gallina ciega

La especie Bacillus popilliae Dutky causa la “enfermedad lechosa” en muchas especies de escarabajos; es uno de los patógenos más conocidos en el control biológico de insectos (Klein

y Jackson, 1992). Harris (1959), Hutton y Burbutis

(1974), Boucias et al., (1986), Kaya et al., (1992, 1993) y Redmond y Pooter (1995), han reportado la prevalencia de B. popilliae en diferentes especies de gallina ciega lo que indica que la efectividad en el control de las poblaciones requiere

de alta

infección. En muchas ocasiones es subestimado el grado de infección aparente de la bacteria en larvas (Cherry y Klein, 1997).

La especie B. popilliae

ha sido utilizada para el control de otros escarabajos

diferentes a P. japonica, en donde no se ha tenido mucho éxito; investigaciones posteriores indican que B. popilliae es altamente específica para Popillia japonica; asimismo, otras cepas de esta bacteria mostraron también especificidad para su huesped (Klein y Jackson, 1992).

Bacterias como B. popilliae y Rickettsiella popilliae ( Dutky y Gooden), han sido aisladas de poblaciones de C. hirta en California, EUA y son consideradas como una alternativa efectiva para el control biológico de biotipos típicos y atípicos de estos Scarabaeidos, sobre todo si son introducidos (Kalla et al., 1992).

Otras especies de Coleópteros como larvas de Oxythyrea funesta Poda, Tropinota scualida Scopoli y Cetonia aurata L. (Coleoptera: Scarabaeidae así como de Leptinotarsa

decemlineata

Say

y

Phaedom

cochleariae

F.

(Coleoptera:

Chrysomelidae) han sido evaluados con la bacteria Bacillus thuriengensis Berlinger. Esta bacteria mató al 100% de larvas de O. funesta, L. decemlineata y Phaedom cochleariae F, sin embargo en Cetonia aurata L y T. scualida causa el 0% nivel de mortalidad debido a su especificidad (Robert et al., 1994).

De manera más aplicable se han realizado trabajos para probar la efectividad de las 26

bacterias sobre larvas del tercer estadio de C. hirta con la bacteria B. popilliae, el insecticida Bendiocarb y los nematodos S. feltiae y H. bacteriophora. Los resultados muestran diferencia no significativa entre tratamientos incluyendo el de insecticida; sin embargo, todos los tratamientos ejercieron una notable declinación en número de larvas. No obstante a estos resultados la presencia de B. popilliae en el suelo, infectó y mató entre un 67-90% de las larvas (Kaya et al., 1993).

La información publicada con respecto a la asociación entre bacterias y escarabajos del género Phyllophaga spp. es escasa; entre las bacterias entomopatógenas obligadas, solo B. popilliae y B. letimorbus Dutky han sido reportadas, que ocurren en forma natural entre poblaciones de Phyllophaga spp. (Dutky, 1940); sin embargo, en Quebec Canadá se reporta la incidencia de cinco entomopatógenos: B. popilliae, B. cereus, Pseudomonas

aeuriginosa, Serratia

marcescens

y Micococus

nigrofasciens en adultos, huevecillos prepupas, pupas y larvas de Phyllophaga spp. (Poprawski y Yule, 1990).

Estos mismos autores evaluaron la susceptibilidad de Phyllophaga spp., al mismo grupo de bacterias. En el primer caso, se encontró a los entomopatógenos en Phyllophaga spp., principalmente en estados larvales por parte de B. popilliae y M. nigrofasciens, aunque B. cereus se encuentra en prácticamente todos los estadios del insecto. En todos los casos, la incidencia varía de 0.01 al 2.78%. En cuanto a susceptibilidad, en larvas de tercer estadio y de un año de edad, la respuesta es variada, desde un 3.3% y 10% con P. aeruginosa aplicada vía oral o inyectada, respectivamente, y 60 y 83.3% con B. cereus por vía oral e inyectada. No obstante a estos resultados, el uso de bacterias como agentes de control biológico en especies de Phyllophaga, no deben ser considerados como promisorios; sin embargo, deberán realizarse más ensayos sobre aislamientos para fortalecer esta conclusión.

La enfermedad “lechosa” provocada por B. popilliae es la más amplia y viable alternativa para plagas como las larvas del mayate japonés, pero su uso ha tenido 27

muchos obstáculos debido principalmente a su estrecho rango de hospederos, bajo incremento en el suelo y a la falta de cultura para cultivar in vitro (Klein, 1988) .

Por otra parte, se ha evaluado la patogenicidad de la bacteria

Xehorhabdus

japonicus (Thomás y Poinar) en larvas de tercer estadio de A. cuprea en forma de inyección directa al hemocelo de las larvas; las fases I y II a concentraciones de 100, 1000 y 10,000 células por larva

matan el 100% en dos días posteriores a la

aplicación. Con nematodos juveniles infectados de la bacteria en fase I y aplicados mediante inyección al homocelo,

también se presenta el 100% de mortalidad,

aunque esta tarda 10 días; sin embargo, con infecciones de fase II los nematodos presentan menos del 20% de mortalidad acumulada a los 10 días (Tachibana et al., 1996). 2.11.3 Hongos en el control de gallina ciega Con los hongos B. bassiana, M. anisopliae, Fusarium sp., Penicilium sp., Cordyceps sp. y Cordyceps ravenelii (Berk y Curt) se reporta patogenicidad sobre larvas de diferentes estadios de Phyllophaga spp. en EUA y Canadá. Los hongos B. bassiana y M. anisopliae provocan mayor mortalidad de larvas que los otros hyfomicetos; B. bassiana ocasiona niveles de mortalidad de 24%, mientras que M. anisopliae mata entre el 82% y 97% de larvas de segundo y tercer estadio respectivamente a bajas dosis; lo que permite considerar a este hongo como una alternativa para el control de larvas de Phyllophaga spp. (Poprawski y Yule, 1991).

Con base en la capacidad de los hongos entomopatógenos para el control de plagas insectiles (Bing y Lewis, 1992) y dada la falta de formulaciones (Wrighit y Chandler, 1992) se han realizado estudios para la elaboración de bionsecticidas con micelio seco de M. anisopliae y B. bassiana en alguinate y fécula de maíz (maicena) como sustrato. Los resultados muestran que esta formulación puede ser una alternativa, como medio de diseminación de estos hongos, para el control de plagas de insectos (Pereira y Roberts, 1991).

28

Por su parte, Ferron (1981) menciona la actividad residual de B. Brongniartii, para un control satisfactorio de poblaciones de Melolontha, años después del tratamiento. De igual forma, con el uso de M. anisopliae en suelo, ha mostrado

alta

patogenicidad contra A. cuprea hasta después de un año de su aplicación, lo que provoca reducciones en las poblaciones de insectos; no obstante lo anterior, estos resultados deben ser probados experimentalmente (Shimazu et al., 1993).

Se ha observado que la colecta de tres aislamientos de M. anisopliae de larvas de L. subtropicus (Blatchley) y la evaluación de su patogenicidad en larvas de tercer estadio a nivel de campo, muestran que únicamente los aislamientos obtenidos de la misma especie de insecto son patógenos y causan niveles

de mortalidad

comprendidios entre 78 y 92%; mientras que en forma natural, M. anisopliae ofrece niveles de mortalidad más bajos. Lo anterior garantiza el control biológico de estas especies de insectos; sin embargo, se requieren más estudios para determinar los factores que definen las bajas infecciones en campo (Raid y Cherry, 1992).

En el caso del hongo B. brongniartii, este ha sido usado con éxito en forma de preparado comercial para el control del escarabajo Melolontha melolontha L. de praderas y árboles,

en paises como Suiza, Italia

y Alemania

con resultados

satisfactorios (Keller, 1992).

Por otra parte, se tienen antecedentes de la existencia de aislamientos de B. brongniartii de larvas de Phyllophaga spp. así como de B. bassiana en larvas de Diabrótica en la zona conocida como Ciénega de Chapala, Jalisco (Hernández et al., 1994). En Tepatitlán, Jalisco han sido obtenidos hongos entomopatógenos pero la identificación no ha sido confirmada (Berlanga et al., 2000).

De acuerdo a Jackson (1993), la comercialización de algunos productos, para el control microbino puede ser un proceso no muy atractivo, por lo que se requiere de esfuerzos conjuntos entre autoridades, compañías comerciales y los usuarios, ya que el desarrollo de este tipo de control en escarabajos y otros insectos plaga, 29

pueden ser

un

proceso

lento;

sin

embargo,

la

necesidad

de

encontrar

sustentabilidad, para el siglo XXI, deberá exigir la continuidad del desarrollo del control microbiano para la solución de los problemás por larvas de escarabajos.

Por otra parte, el uso constante de insecticidas ha hecho que la entomofauna benéfica disminuya causando un desequilibrio entre las plagas y sus enemigos naturales, lo que propicia que las plagas sean más voraces; sin embargo, el uso de microorganismos como medio de control biológico debe considerar a los factores que regulan la patogenicidad de dichos organismos como la especificidad, ya que éstos presentan una cierta especificidad para un cierto número de insectos hospederos; la adhesión, ya que la capacidad de adhesión influye en su virulencia; la producción de exoenzimás, las cuales permiten al entomopatógeno degradar la cutícula del insecto, formación de apresorios que involucran la formación de “mucus” y producción de toxinas. (Lezama, 1994)

No obstante a estas consideraciones, los hongos Beauveria sp. y Metarhizium sp. además de ser aptos para la reproducción masiva son ampliamente utilizados en el control biológico, su calidad de patógenos facultativos por poseer requerimientos nutricionales simples, les permite tener un rango de hospederos muy amplio (Lezama, 1994). Estos microorganismos han sido utilizados en múltiples trabajos para el control de insectos plaga y de gallina ciega (Coleoptera: Scarabaeidae). Las pruebas realizadas sobre P. menitriesti y P. vicinia,

han mostrado resultados

medianamente exitosos, por lo que se dificulta sacar conclusiones (Shanon et al, 1993); asimismo, pruebas de aislamientos de B. bassiana sobre P. congrua, no produjeron enfermedad, por lo que se requiere probar otras cepas u otro tipo de especies entomopatógenos para este tipo de plagas (Crocker, 1987).

En tres años de inspección de enemigos naturales de Phyllophaga spp. en Quebec, se ha observado que de 15, 550 larvas, el 7% presentaron infección por hongos; el 5% por nematodos; 3% por bacterias y 1% por virus; en tanto el 26% de adultos, pupas, prepupas y huevecillos estuvieron 30

en su mayor parte, libres de

enfermedades. Del mismo modo, bioensayos en laboratorio con pruebas de M. anisopliae, B. bassiana, B. popilliae y Mikoletzkya aerivora, muestran que con el hongo Metarhizium, puede tenerse posibilidades de éxito en el control biológico (Yule y Poprawski, 1983; Zobery 1995; Jones et al., 1996; Milner et al., 1997).

2.11.3.1 Clasificación de los hongos entomopatógenos Los hongos entomopatógenos comúnmente utilizados en el control microbiano como Beauveria, Paecilomyces y Metarhizium, de acuerdo a Tanada y Kaya (1992), se les ubica en los siguientes niveles taxonómicos. División: Eumycota Subdivisión: Deuteromycotina Clase: Deuteromycetes (Hyphomycetes) Orden: Moniliales Familia: Moniliaceae

2.11.3.2 Características morfológicas de algunos hongos entomopatógenos En la Figura 5, se presentan las características de algunos hongos entomopatógenos las cuales son utilizadas para su identificación

2.11.3.3 Mecanismo de infección de los hongos El modo de infección de todos los hongos entomopatógenos Hyphomycetes es muy similar, por lo general, se producen conidias en grandes cantidades como propágulos infectivos. Dichos propágulos son diseminados y entran en contacto sobre su hospedero y se inicia la infección; es decir, la conidia se adhiere a la cutícula, germina, penetra, se desarrolla vegetativamente y se multiplica en cuerpos hifales o blastosporas dentro de la hemolinfa (Anderson, 1979);

las conidias de muchos

Deuteromycetes como B. bassiana, Nomura rileyi y M. anisopliae, poseen una superficie seca e hidrofóbica que interacciona con la parte más externa de la cutícula del hospedero y permite su ingreso (Grula et al., 1984). 31

a) Beauveria bassiana, b) conidióforo

a) Conidióforo y conidias b) M. anisopliae Var. Anisopliae.

a) conidias de Paeciloyices Verticilium lecanii a) conidióforo

Figura 5. Características de algunos hongos entomopatógenos (Alves, 1986; Tubaki, 1952) 2.11.3.4 Relación entre patogenicidad y dosis Históricamente la patogenicidad o virulencia de los hongos entomopatógenos ha estado basado en bioensayos imprecisos; sin embargo, se han llevado a cabo ensayos con B. bassiana contra un gran número de hospederos como el realizado por Ferron y Robert (1975) en Acanthoscelides obstectus (Say), en donde la mortalidad estuvo en función de la cantidad de inóculo. Similares resultados obtuvo Barson (1977) quien encontró que la mortalidad de adultos de Scolytus scolytus (Forther) tuvo una relación lineal con la concentración del inóculo. 32

2.11.3.5 Efecto de la luz

El efecto de la luz sobre los hongos puede inducir o inhibir la formación de estructuras. Diferentes formas de radiación pueden ser dañinos, benéficos o inocuos, dependiendo del tipo de hongo y del tipo de radiación. De acuerdo con Ignoffo et al., (1977), las esporas de hongos entomopatógenos son más resistentes a la luz solar que las esporas de protozoarios, pero menos resistentes que las esporas de bacterias. Los rayos ultravioleta (UV) tienen diferente efecto, dependiendo del tipo de hongo, por ejemplo, contra B. bassiana este tipo de radiación causa más daño de lejos que de cerca (Kreig et al., 1981); mientras que en H. thompsonii ocurre exactamente lo contrario (Tuvesond y Mc Coy, 1982), en el caso de M. anisopliae, al exponerse directamente a la luz solar, pierde viabilidad por los rayos UV (Roberts y Campbell, 1977). 2.11.3.6 Efecto de temperatura La temperatura tiene un efecto en toda la actividad celular, debajo de 0º C las células de los hongos sobreviven, pero raramente se desarrollan y sobre los 40º C muchas de las células detienen su crecimiento y en ocasiones mueren; entre este rango la actividad fúngica puede también incrementarse o disminuir dependiendo de la especie y la temperatura (Carruthers et al., 1985). No obstante a lo anterior, los hongos desarrollan su patogenicidad en forma óptima a una temperatura que oscila entre los 20 y 300 C (Roberts y Campbell, 1977; Soares y Pinnock, 1984).

2.11.3.7 Efecto de la humedad relativa En general, los hongos requieren alta humedad relativa para desarrollarse desde la germinación hasta la reproducción, así como para su estabilidad y sobrevivencia. Un ejemplo de este fenómeno se presenta en Entomophthorales, los cuales requieren de 8 a 10 días con humedad relativa mayor al 90%; pero con periodos prolongados de rocio o niebla, esto ocurre en 2 o tres días (Wilding, 1969 y 1970); similares

33

condiciones son requeridas por B. bassiana, M. anisopliae y otras especies de Deuteromycetes (Walstad et al., 1970). 2.11.3.8 Efecto del suelo La investigación sobre la supervivencia de propágulos de entomopatógenos en el suelo ha arrojado diversos resultados. De acuerdo a Hüber (1958), el suelo tiene agentes que dificultan el desarrollo de conidias de B. Bassiana. Walstad et al., (1970) reportan niveles reducidos de germinación de conidias de B. bassiana, M. anisopliae y N. rileyi (Ignoffo et al., 1978) al parecer debido a las altas temperaturas en el suelo ó por infiltración del suelo removido. Se ha encontrado que B. bassiana persistió y creció en suelo estéril (Lingg y Donaldson, 1981); sin embargo, posteriormente las investigaciones muestran que

un metabolito (patulin) de

Penicillium urticae, inhibe la germinación y el crecimiento de B. bassiana (Shields et al., 1981). 2.11.4 Seguridad a los vertebrados

Todos los experimentos y estudios evidencian que el rango de hospederos de los hongos entomopatógenos excluyen a humanos y otros vertebrados, aunque no han sido probados todos los hogos entomopatógenos conocidos. Existen algunos casos en los que se ha citado cierto nivel de toxicidad o alergia en humanos, otros vertebrados e invertebrados a esporas de B. bassiana, M. anisopliae y Aspergilius sp. (Ignofo, 1973); sin embargo, estudios realizados en ratones con conidias de B. Bassiana, vía alimenticia y peritoneal no presentan síntomas que manifestaran toxicidad (Popov, et al.,1982); en otros tipos de hongos, como Hirsutella thompsonii Fisher y Nomuraea rileyi (Farlow) Samson, no se han observado efectos nocivos a vertebrados (Mc.Coy y Helmpel, 1980)

34

III.- MATERIALES Y MÉTODOS 3.1 Identificación de especies de gallina ciega asociadas al cultivo de maíz

3.1.1 Colecta de larvas

La colecta se llevó a cabo de acuerdo a la metodología de Teetes et al., (1976), para lo cual

se eligieron parcelas comerciales de productores,

reconocidas como

frecuentemente infestadas de gallina ciega. Dicha colecta se llevó a cabo durante la 2ª quincena de Agosto y primera de Septiembre, fecha en la que es posible encontrar larvas de tercer estadio.

Sitio

Figura 6. Ubicación de los sitios de muestreo en las tres zonas de siembra de maíz.

En las zonas II, III Y IV se seleccionaron un total de 9 parcelas con siembras de maíz, y en una hectárea de superficie se tomaron 25 muestras o cepellones (figuras 6 y 7). Una hectárea de la superficie fue dividida en 5 partes y en cada una de ellas se extrajeron 5 submuestras, que en tota l contabilizaron 25 por parcela (Figura 7) (Aragón y Morón, 1998), Las submuestras de cada cepellón fueron extraídas con el 35

auxilio de una “barra de acero” y una pala de corte recto; cada cepellón midió 30x30x30 cm de largo, ancho y profundidad, respectivamente, se extrajo también la raíz de plantas de maíz y suelo de acuerdo a Rodríguez-del-Bosque (1995).

100 m 25 m

20 m

Figura 7. Croquis de campo que muestra la ubicación del sitio de donde fueron extraídos los cepellones en una hectárea de superficie. 3.1.2 Manejo del cultivo

En cada parcela se registraron datos sobre manejo del cultivo, tal como lo propone Darrel, (1979) y Lim et al., (1980), con la finalidad de determinar la posible relación sobre el manejo y la presencia de especies de gallina ciega y de entomopatógenos.

3.1.3 Condiciones edáficas

Del mismo modo, de cada localidad o sitio de muestreo, se colectaron 5 muestras de suelo de los primeros 20 cm de profundidad, con ellas se conformó una muestra 36

compuesta, a la cua l se le realizó un análisis

físico-químico (color, textura, pH.

%M.O. N nítrico, N amoniacal, P. K. Ca, Mg. Mn), para determinar la relación de estos datos con la presencia del número de

especies

de gallina ciega y

entomopatógenos (Abarca et al., 1992; Bidochka et al., 1998).

3.1.4 Condiciones climáticas

También de la estación meteorológica de la Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (SAGARPA, 2001) más cercana a los sitios de muestreo, se tomaron los datos de temperatura máxima y mínima, precipitación y evaporación diaria con la finalidad de determinar la relación con las presencia especies de gallina ciega y entomopatógenos (Weiss, 1990; Diark et al., 1998; Fox, 2000) 3.1.5 Manejo de larvas colectadas

El cepellón con las larvas, fueron depositadas en bolsas de plástico de 500 mm (Rodríguez-del-Bosque, 1995) y transportadas al laboratorio. En el laboratorio el contenido de las bolsas fue vaciado sobre un plástico negro, las larvas fueron separadas del suelo y colocadas individualmente en cajas petri de 1.5 cm. de altura X 12.0

cm

de diámetro con suelo proveniente

del lugar de la colecta y

permanecieron a una temperatura de 250 C (Raid y Charry, 1992; Nájera, 1998). 3.1.6 Identificación de especies de gallina ciega

La identificación de las especies de larvas se realizó con larvas de tercer estadio tal como lo citan Jepson (1956); Ritcher (1966); King (1984); Morón (1983); Morón (1986); Nájera (1993) y Allsopp (1999).

De las larvas que no se logró la identificación a nivel de especie, una parte de ellas se “fijaron” en alcohol al 70% y el resto se mantuvo en cajas petri con suelo húmedo 37

y fueron alimentadas con zanahoria para continuar con su desarrollo hasta llegar a adultos (Cherry y Clein, 1997; Hidalgo et al,1996; Nájera, 1998). La identificación se llevó a cabo de acuerdo a las claves de King (1984) y Frey (1975) y Saylor (1945). 3.1.7 Asociación de especies de gallina ciega con las características agroclimáticas de los sitios y de manejo del cultivo.

Para conocer la relación de especies de gallina ciega con las características agroclimáticas y de manejo del cultivo de los sitios de muestreo, se realizaron análisis de correlación entre dichas variables, considerando como variable dependiente a las especies de gallina ciega y como variable independiente a las características agroclimáticas; mediante procedimiento Stepwise (SAS, 1993) se obtuvieron los modelos de regresión múltiple que define la relación existente entre las variables. 3.2 Presencia de hongos entomopatógenos

Para detectar, aislar e identificar los hongos entomopatógenos, de las larvas; éstas se mantuvieron en observación durante 60 días y fueron revisadas cada 24 horas (Keller, 1997). Aquellas que murieron, se colocaron en cajas petri de plástico (1.5 cm de altura x 6 cm de diámetro) con papel filtro húmedo, a 25º C (Bidochka et al., 1998), para evitar posible contaminación por impurezas del propio suelo (Carmichael, 1955), hasta observar la presencia de micelio o en su caso, esporas o cuerpos fructíferos que permitieran su aislamiento (Yarwoord, 1946 y Samson, 1981).

Paralelamente, se utilizaron 5 larvas de sexto estadio de Galleria mellonella L. como insecto trampa, para determinar la presencia de entomopatógenos en cada muestra de suelo de los sitios de muestreo. Las cinco larvas se colocaron en vasos de plástico de 1.0 litro de capacidad que contenían 500 g de suelo húmedo; los vasos con el suelo y las larvas fueron mantenidos a 25° C y revisados después de 7 día s para observar la posible aparición de microorganismos y procesarlos para su 38

identificación respectiva y aislamiento (Zimmerman (1986). 3.2.1 Aislamiento de hongos entomopatógenos

De cada una de las larvas

que murieron y presentaron infección por hongo,

siguiendo la técnica de Campbell (1949), se tomó una muestra del hongo y se pasó a un medio de cultivo de sabouraud dextrosa Agar, extracto de levadura y 500 ppm de Cloranfenicol ( Alves y Pereira, 1989; Rombach, 1989; Pereira y Roberts 1990, 1991; Jenkis y Prior, 1993; Moorhouse et al., 1993; Sneh, 1991; Poprawsky y Yule, 1991) se incubaron a 25 +- 1º C por tres semanas (Barson et al., 1994), 3.2.2 Identificación de hongos entomopatógenos

Una vez aislados y purificados los hongos en medio de cultivo, se realizó la identificación taxonómica de los hongos, tomando en cuenta sus características morfológicas, sus conidióforos, así como posición, forma, color y tamaño de sus conidias, forma y posición de las esporas y fiálide, según las claves de Alves (986), Samson (1981), Tanada y Kaya (1993), Rombach y Roberts (1989). 3.2.3

Asociación de entomopatógenos con características agroclimáticas y de manejo

Para conocer la relación de entomopatógenos con las características agroclimáticas y de manejo del cultivo de los sitios de muestreo, se realizaron análisis de correlación entre dichas variables, considerando como variable dependiente a los hongos entomopatógenos y como variable independiente a las características agroclimáticas; mediante procedimiento Stepwise (SAS, 1993) se obtuvieron los modelos de regresión múltiple que define la relación existente entre las variables

39

3.2.4 Conservación de aislamientos

Una vez que se identificaron los hongos

entomopatógenos cada uno de los

aislamientos se pasaron a tubos de ensayo con tapón de vaquelita con el medio ya descrito, para luego incubarse a 25 ± 1º C (Barson et al., 1994) y 70% de humedad relativa durante tres semanas. Transcurrido ese periodo los cultivos fueron cubiertos con

aceite

mineral

para

su

conservación

en

la

colección

de

hongos

entomopatògenos del laboratorio de Control Biológico de la FCBA de la Universidad de Colima.

3.3 Evaluación de la patogenicidad de los hongos entomopatógenos

Para conocer el nivel de mortalidad que provocan tres aislados de los hongos, provenientes de larvas de las especies Phyllophaga sp., Cyclocephala sp. y Anomala sp., se llevó a cabo una evaluación de estos aislamientos en larvas de P. ravida, (especie presente en la zona de estudio). Estas

larvas fueron mantenidas en

laboratorio como se describe a continuación. 3.3.1 Obtención de larvas para el bioensayo

Para la obtención de las larvas que se utilizaron en el experimento se capturaron adultos, que se colocaron en jaulas para su apareamiento y oviposición hasta la obtención de larvas, para ello se utilizaron las técnicas de como Reinhard (1940); Teetes et al., (1976); King (1994); Crocker et al., (1996) mismas que se adecuaron a las condiciones de la localidad (Hidalgo et al., 1996; Nájera, 1998). A continuación, brevemente se describe la metodología utilizada.

3.3.1.1 Captura de adultos La captura de adultos se llevó a cabo por las noches durante la primera semana del mes de Julio; se utilizó una trampa tipo pantalla con una fuente de luz mercurial de 175 wats y pila de 12 Volts (Nájera, 1998), la cual fue colocada en un predio de maíz 40

del municipio de Tepatitlán, Jal.; así como una trampa de luz negra (Pérez, 1991) instalada en el Campo Experimental Altos de Jalisco del INIFAP, conectada a la corriente eléctrica y ubicada a 2.0 metros de altura. Dicha trampa consiste en una barra de luz negra en posición vertical de 15 watts provista de cuatro láminas de plástico transparente y un depósito de aluminio, en el cual son recibidos los insectos que atraídos por la luz chocan con las láminas y caen.

Al mismo tiempo se recolectaron los individuos que se encontraban en áreas cercanas a la lámpara, sobre todo aquellos que se encontraban copulando. Los especimenes colectados en la trampa y en el campo se colocaron en botes de plástico de un litro, con perforaciones en la tapa y se concentraron en el laboratorio. 3.3.1.2 Separación de la especie P. ravida La separación de la especie P. ravida, se llevó a cabo de acuerdo a las claves de King (1984), en las que se toma en cuenta el genital masculino, así como otras características morfológicas de la especie como lo son la forma de las uñas mesotarsales masculinas (Morón, 1986).

3.3.1.3 Producción de huevecillos Una vez identificada la especie, se formaron grupos de 25 parejas de adultos y fueron colocadas en cubetas de plástico de 20 litros con perforaciones en la tapa, con aproximadamente 15 cm de suelo de textura franca con 22% de humedad (Goonawardene, 1985), el suelo fue esterilizado en una autoclave a una presión de 20 libras/pulgada2 durante 1.5 horas o equivalente; para posteriormente ventilar el suelo durante 24 horas. En el centro de la cubeta se colocó un frasco de vidrio con 250 cc de agua y ramas de Acacia farnesiana (L), que sirve de alimento y sostén de los insectos para la cópula. La temperatura a la que permanecieron fue de 22 ±1ºC.

Diez días después se revisaron las cubetas, se extrajeron los huevecillos y se colocaron en charolas de plástico de 30x20x7 cm, con una capa de 1.5 cm de suelo 41

húmedo cubierto con papel absorvente en donde permanecieron alrededor de 8 días. Los huevecillos de mayor tamaño fueron pasados en grupos de 60 a contenedores de 32x21x13 cm con una capa de 3 cm suelo franco esterilizado de así como germinado de arroz, en donde emergen las larvas.

3.3.2 Cría de larvas

Las larvas recién emergidas iniciaron su alimentación consumiendo las pequeñas raíces del arroz; a los 7 días se cortó el arroz en su parte aérea y se realizó una nueva siembra de germinado de arroz, en otra capa de 3 cm de suelo; a los 8 días se aplicó la última capa de suelo y se realizó la última siembra de arroz. Desde el momento en que se depositaron los huevecillos en el contenedor hasta la última siembra transcurrieron 21 días durante los cuales se desarrollaron las larvas de primer estadio.

A los de 30 días, se vació el suelo sobre un plástico negro para separar las larvas de primer y segundo estadio. Las de primer estadio fueron regresadas al contenedor con suelo y germinado de arroz y las de segundo estadio fueron colocadas en forma individual en vasos de plástico de 200 ml, los cuales contenían 100 cc de suelo y dos plántulas de maíz de 5 días de emergidas. Las plántulas fueron remplazadas cada semana; la alimentación de las larvas fue complementada con rebanadas de zanahoria y permanecieron en estas condiciones hasta el tercer estadio y fase final del desarrollo larval.

Para facilitar el manejo del segundo y tercer estadio, los vasos son colocados en grupos de 20, sobre charolas de 44x35x3 cm e introducidas en bolsa de plástico, lo cual permite conservar humedad. Todo el alimento fue previamente desinfectado con hipoclorito de sodio al 1% y durante todo el proceso de cría, se mantuvo una temperatura ambiental de 23 ° C. Finalmente, las larvas de tercer estadio fueron individualizadas en cajas de Petri de 12 x 1.5 cm con suelo húmedo y alimentadas

42

con rebanadas de zanahoria (Cherry y Clein, 1997) hasta ser utilizadas en el bioensayo. 3.3.3 Aislamientos

Para el bioensayo se seleccionaron los aislados Bb1, Bb2 y Bb3 obtenidos en la colecta de campo y con las larvas en tercer estadio de P. ravida, provenientes de la cría masiva obtenidas en el laboratorio. 3.3.4 Inoculación de larvas

Para la inoculación de las larvas, se utilizó una suspensión de conidiass a la concentración de 1x108 conidias/ml. Las larvas fueron inoculadas en forma individual; cada larva fue introducida en la suspensión contenida en un vaso de precipitado durante 30 segundos (Moorhouse, 1993); posteriormente fueron colocadas a cajas de Petri, en donde permanecieron alimentándoseles con rebanadas de zanahoria (Raid y Cherry 1992; Cherry y Clein 1997; Converse y Greval 1998). El experiemento se realizó a 25ºC en condiciones de laboratorio. Cada 24 horas se revisaron las larvas y se registró el número de larvas muertas por hongo (Keller et al., 1999). Para determinar si una larva estaba muerta, se detectó si dicha larva no se movía, al tocarla en la superficie ventral del tórax. Las larvas muertas se separaron, se lavaron con agua destilada estéril sobre una capa doble de papel filtro, para favorecer la esporulación del hongo (Barson et al., 1994).

3.3.5 Diseño

El diseño experimental utilizado en este bioensayo fue completamente al azar, con 4 tratamientos y 4 repeticiones (Lezama et al., 2000). Cada tratamiento estuvo formado por cada aislado del hongo y el testigo, el cual estuvo formado por la aplicación de agua destilada estéril al 0.1% de Tween. En total se utilizaron 20 larvas por unidad

43

experimental en cada tratamiento. 3.3.6 Análisis estadístico

Los datos se sometieron a un análisis de varianza y una prueba de medias de acuerdo a Tukey 0.05 (Stimac et al., 1993), utilizando el programa SAS (1993).

44

IV.-RESULTADOS 4.1 Especies de gallina ciega asociadas al cultivo del maíz

En total se colectaron 291 larvas en las tres zonas agroclimáticas del estudio. En la zona húmeda se colectó el 82 % (238); en la zona subhúmeda, un 16% (47) y en la zona semiárida solo un 2% (6) (Figura 8). De acuerdo al número de larvas colectadas por cepellón, en las tres zonas, se encontraron 1.9, 0.4 y 0.06 larvas, el mismo orden.

2% 16%

Z. T. húmeda Z. T. Subhúmeda Z. T. semiseca 82%

Figura 8. Proporción del número de larvas de gallina ciega obtenidas en distintas zonas agroclimáticas, de Los Altos de Jalisco, México.

Con respecto al número de géneros y especies de gallinas ciegas, en total se identificaron tres géneros Phyllophaga, Anomala y Cyclocephala y 10 especies asociadas con la rizósfera del maíz. Las cantidades de individuos de cada una de las 45

especies encontradas corresponden a P. dentex, con 27.4%; P. ravida, con 27.1%; C. Lunulata, 17.9%; C. Comata, 9.6%; C. Lurida, 4.8%; P. polyphylla, 4.1%; P. vetula, 3.1%; P. fulviventris,

2.7%;

P. obsoleta, 2.1% y Anomala sp. 1%,

respectivamente. Se encontró que las especies P. dentex y P. ravida, representan el 54.5% del total de individuos colectados y junto con C. lunulata, suman el 72.4%. Por otro lado, las especies menos abundantes fueron P. vetula, P. fulviventris, P. obsoleta y Anomala sp. (Cuadro 2, Figura 9).

De la misma forma, se encontró que del total de las especies, las del género Phyllophaga representan el 66.5%; de Cyclocephala, el 32.3% y de Anomala, un 1.2%. Las especies de Cyclocephala, C. lunulata fue la más abundante (Cuadro 2, Figura 9).

Cuadro 2. Especies de gallina ciega (Coleoptera: Melolonthidae) presentes en Los Altos de Jalisco, México.

No

Subfamilia

Especie

especies

No.

%

Larvas

1

Melolonthinae

Phyllophaga(Phyllophaga) dentex (Bates.) 1888

80

27.4

2

Melolonthinae

Phyllophaga(Phyllophaga) ravida(Blanch.) 1850

79

27.1

3

Dynastinae

Cyclocephala lunulata (Burm.) 1847

52

17.9

4

Dynastinae

Cyclocephala comata (Bates) 1888

14

9.6

5

Dynastinae

Cyclocephala lurida coahuilae (Bates) 1888

12

4.8

6

Melolonthinae

Phyllophaga (Phyllophaga) polyphylla(Bates), 1988

28

4.1

7

Melolonthinae

Phyllophaga (Phyllophaga) vetula (Horn) 1887

9

3.1

8

Melolonthinae

Phyllophaga (Phyllophaga) fulviventris (Moser) 1918

8

2.7

9

Melolonthinae

Phyllophaga(Phytalus) obsoleta(Blanch), 1850

6

2.1

Rutelinae

Anomala sp.

3

1.2

291

100

10

Total de larvas

46

2%1% 3%3% 4% 5%

27%

10%

18% 27%

P. dentex P. ravida C. lunulata P. polyphylla C. comata C. lurida coah P. fulviventris P. vetula P. obsoleta Anomala

Figura 9.- Proporción de las especies de gallina ciega encontradas asociadas al cultivo de maíz en Los Altos de Jalisco, México.

Con respecto a la ubicación de las especies de gallina ciega y su distribución en las tres zonas agroclimáticas, se encontró que las 10 especies están presentes en la zona templada húmeda, estas son P. dentex, P. ravida, C. lunulata, C. comata, C. lurida, P. polyphylla, P. vetula, P. fulviventris, P. obsoleta y Anomala sp.; en la zona templada subhúmeda se encontraron siete de las 10 especies detectadas, ellas son P. ravida, C. lunulata, C. comata, P. polyphylla, P. vetula, P. obsoleta y Anomala sp.; en la zona semiseca, únicamente se encontró la especie P. ravida. Esta última especie es la única que fue encontrada en las tres zonas (Figura 10).

47

La proporción de cada una de las especies, en las diferentes zonas agroclimáticas, se muestran en las figuras 11A y 11B. En la zona templada húmeda las dos especies más abundantes fueron P. dentex y P. ravida, mientras que en la zona templada subhúmeda sobresalieron las especies C. lunulata y P. ravida. Las especies que son comunes en las dos zonas y que tienen cierto nivel de abundancia son P. ravida, C. lunulata y P. poliphylla . La especie P. dentex fue la más abundante en la zona templada húmeda.

Z. T Húmeda P. dentex P. ravida P. obsoleta P. fulviventris P. polyphylla P. vetula C. lunulata C. cumata C. lurida Anomala

Z.T. Semiseca P. ravida

Z. T. Subhúmeda P. ravida P. polyphylla P. vetula P. obsoleta C. lunulata C. comata C. lurida coah.

Figura10. Especies de gallina ciega presentes en las zonas agroclimáticas de la región de Los Altos de Jalisco, México.

48

P. dentex P. ravida C. lunulata P. polyphylla C. comata P. fulviventris P. vetula C. lurida coah. P. obsoleta Anomala sp.

35.0

%

30.0 25.0 20.0 15.0 10.0 5.0 0.0

Figura 11 A) Proporción del número de especies de gallina ciega en la zona IV templada húmeda.

C. lunulata

50.0

P. ravida

40.0

P. polyphylla C. lurida coah.

30.0

C. comata

20.0

P. vetula

%

P. obsoleta

10.0 0.0

Figura 11 B) Proporción del especies de gallina ciega en la zona III templada Subhúmeda.

49

4.1.1 Características agroclimáticas de los sitios de muestreo

En lo que respecta a las características agroclimáticas de los sitios de muestreo se encontró que los suelos de las localidades de Acatic, Arandas, Tepatitlán y Jesús María, que corresponden a la zona templada húmeda,

tienen textura arcillosa,

valores de pH menor de 5.2 y contenido de manganeso que varía desde 12 hasta 40 ppm; la precipitación pluvial anual es superior a 645 mm. Las localidades de San Miguel y Villa Obregón, de la zona templada subhúmeda; Teocaltiche y Villa Hidalgo, de la zona templada semiseca, presentan en su mayoría con arenosa, pH superior a 6.0, contenido de manganeso de 5 ppm y la precipitación menor a 600 mm. Otras variables como el contenido de nitrógeno amoniacal, potasio y la temperatura media, en las tres zonas no guardan una tendencia significativa (Cuadro 3).

Cuadro 3. Características agroclimáticas de los sitios de muestreo. Loc. Mtra Zona Longitud W Latitud N Altitud % msnm are

%

%

%

arc

lim

Mo

pH

Nam P

K

Ca

Mg

Mn

Pp

ppm

ppm ppm

ppm ppm ppm mm

TM 0

C

1

25

TH

102048’38’’ 20043’53’’ 1770 26.5 45.6 27.8 1.9

5.1

80

50

250

1600 25

25

773 17.8

2

25

TH

102037’39’’ 20049’57’’ 1870 28.5 43.6 27.8 1.0

4.3

12

25

120

900

25

25

778 18.6

3

25

TH

102038’58’’ 20050’43’’ 1800 28.5 43.6 27.8 1.6

4.2

12

25

180

1600 50

12

778 18.6

4

25

TH

102013’54’’ 20041’19’’ 2200 40.5 29.6 29.8 2.0

4.2

35

25

180

900

40

646 16.8

5

25

T SS 102037’13’’ 21040’56’’ 1966 52.7 13.6 33.6 1.6

6.3

12

25

250

1200 50

5

500 19.3

6

25

T SH 102017’03’’ 21004’34’’ 1910 60.9 17.3 21.8 4.8

6.9

12

25

250

1600 125 5

571 17.4

7

25

T SH 102040’11’’ 21008’57’’ 1860 33.1 27.3 39.6 1.9

6.5

12

12

250

1200 125 5

558 19.1

8

25

T SS 102030’17’’ 21030’17’’ 1823 55.1 13.3 31.6 1.6

6.6

12

12

250

1200 125 5

514 18.6

9

25

TH

1020 24’35’’ 20049’35’’ 2010 32.9 41.3 25.8 3.2

5.0

12

12

120

1600 25

780 17.2

25

25

Loc: 1) Acatic, 2) Tepatitlán a, 3)Tepatitlán b, 4) Jesús María, 5) Villa Hidalgo, 6)San Miguel, 7 Villa Obregón, 8) Teocaltiche, 9) Arandas; Mtra:

Zona: TH)Templada húmeda;TSS) Templada semiseca; TSH)Templada

semihúmeda. Are=Arena, arc=Arcilla, lim=Limo,MO=MateriaOrgánica,PH, Nam=Nitrógeno amoniacal, P=Fósforo, K=Potasio, Ca=Calcio, Mg=Magnesio, Mn=Manganeso,Pp= Precipitación pluvial, TM=Temperatura Media.

50

4.1.2 Prácticas de manejo del cultivo de maíz en los sitios de muestreo

Se encontró que el manejo que se le dio al cultivo de maíz en las tres zonas de estudio fue variado, a excepción de la práctica de labranza, que fue casi siempre el tradicional; la aplicación de estiercol de bovino se realizó en siete de las nueve localidades y en ocho de los nueve sitios desarrollan el sistema de siembra maíz – maíz, es decir, no realizan rotación de cultivos.

Se encontró que el control de plagas se realiza en los sitios de Acatic, los dos sitios de Tepatitlán, Arandas y Jesús María, que corresponden a los de mayor presencia de gallina ciega y es donde se realiza también, control de maleza, mediante aplicación de herbicidas en preemergencia; la variedad de maíz es el criollo, de cada localidad. El fertilizante nitrogenado es desde 0 hasta 180 kg por hectárea, mientras que el fósforo oscila entre 0 y 70 kg por hectárea (Cuadro 4). Cuadro 4. Variables de manejo del cultivo de maíz en los sitios de muestreo en Los Altos de Jalisco, México.

No.

Sistema de

Rotación

Estiérol

Variedad

siembra

Control Q. Control Q. Kg de N / ha De plagas. Maleza

Kg de P / ha

(FN)

(FP)

1

Labr. Tradic.

Maíz -Maíz

Si

H-1464 (C)

Si

Si

180

70

2

Labr. Tradic.

Maíz -Maíz

No

H-1070 (C)

Si

Si

96

69

3

Labr. Tradic.

Maíz -Maíz

Si

Criollo

Si

0

0

0

4

L. Conservación M- Trigo

Si

Halcón (A)

Si

Si

100

60

5

Labr. Tradic.

Maíz -Maíz

Si

Criollo

NO

Si

27

9

6

Labr. Tradic.

Maíz -Maíz

Si

Verens

NO

SI

36

46

7

Labr. Tradic.

Maíz -Maíz

Si

Criollo

NO

NO

0

0

8

Labr. Tradic.

Maíz -Maíz

Si

Criollo

NO

NO

0

0

9

Labr. Tradic.

Maíz -Maíz

NO

H-1070 (C)

Si

SI

45

46

(C): CATASMET, (A): ASGROW

51

Los análisis de correlación múltiple, realizados entre el número de larvas de cada especie de gallina ciega con el contenido de p, M.O., Mn, FP, Pp., %arena y pH, indicaron correlación significativa con las especies C. lunulata, P. ravida, P. dentex y P. poliphylla (Cuadro 5). La presencia de la especie C. lunulata se correlacionó positivamente con el contenido de materia orgánica (MO %) y el contenido de fósforo (ppm), esto indica que según el modelo a mayor cantidad de fósforo y de materia orgánica, el número de larvas aumenta (Figura 12, cuadro 5). Por su parte, la especie P. ravida se correlacionó positivamente con el contenido de manganeso (Mn) y en forma negativa con la fertilización fosfórica (FP), es decir, que

a medida que se incrementa el

contenido de manganeso y se reduce el contenido de fósforo, se incrementa el número de larvas (Figura 13, Cuadro 5). De igual forma, P. dentex se relacionó positivamente con el manganeso (Mn) y en forma negativa con la precipitación pluvial (Pp), es decir, de acuerdo al modelo el número de larvas de esta especie se incrementa, conforme aumenta el contenido de manganeso (Mn) y disminuye la precipitación pluvial (Pp) (Figura 14, Cuadro 5). Por su parte, P. polyphylla se relacionó negativamente con la textura arenosa (Are) y positivamente con el pH, lo que indica que a medida que se incrementa el pH del suelo y se reduce el % de arena (Are) el número de larvas de esta especie aumenta. (Figura 15, Cuadro 5). Cuadro 5. Modelos de regresión entre especies de gallina Ciega y características de MO= materia orgánica; P= Fósforo en ppm.; Mn= manganeso en ppm; FP= Fertilización fosfórica;Pp= precipitación en mm. y Are= % de arena,

VARIABLE DEPENDIENTE No de larvas de C.lunulata

en Los Altos de Jalisco, México.

MODELO

R2

Prob>F

Y = -0.54 + 0.14 (MO) + 0.02 (P)

0.30

0.0001

No de larvas de P. ravida

Y =0.045 + 0.03 (Mn) - 0.01 (FP)

0.20

0.0001

No de larvas de P. dentex

Y = 1.63 + 0.134 (Mn) - 0.01 (Pp)

0.56

0.0001

No de larvas de P. polyphylla

Y = -0.44 - 0.01 (Are) + 0.2 (pH)

0.20

0.0001

52

Figura 12. Relación entre las variables contenido de fósforo y materia orgánica del suelo con la presencia de C. lunulata, en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 13. Relación entre las variables contenido de manganeso y fósforo del suelo con la presencia de P. ravida en Los Altos de Jalisco, México. 53

Figura 14. Relación entre las variables manganeso y precipitación pluvial con la presencia de P. dentex, en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 15. Relación entre las variables % de arena y pH el suelo con la presencia de P. polyphylla en Los Altos de Jalisco, México.

54

4.2 Presencia de entomopatógenos asociados a especies de gallina ciega, en los Altos de Jalisco, México.

Se encontró que de las 291 larvas obtenidas en los diferentes sitios de muestreo, 45 (15.4%) de ellas estuvieron infectadas con hongos entomopatógenos. De estos hongos, 37 (82%) pertenecen a la especie B. bassiana; 5 (11%) a M. anisopliae y 3 (7%) a B. brongniartii (Cuadro 6). Del mismo modo, de las muestras de suelo, en la localidad de Jesús María fue aislado M. anisopliae y el nematodo Heterorhabditis sp., posiblemente H. bacteriophora (Cuadro 7).

De los 46 aislados de hongos entomopatógenos, 38 (83%) provinieron de diferentes especies del género Phyllophaga, 5 (11%) de la especie Cyclocephala lunulata, y solamente 1 aislado se obtuvo de Anomala sp. Se encontró que de los 46 aislados de hongos entomopatógenos 45 (99%) fueron obtenidos en la zona templada húmeda y solamente un aislamiento, el del hongo de M. anisopliae fue obtenido en la zona templada subhúmeda; en la zona semiseca no se aisló ningún entomopatógeno. Los municipios en los que más se concentraron los hongos entomopatógenos fueron Jesús María, con el 53% y Arandas, con el 31% (Cuadro 7).

Cuadro 6. Especies de hongos entomopatógenos aislados de gallina ciega en Los Altos de Jalisco, México.

ENTOMOPATÓGENO Beauveria bassiana

HOSPEDERO P. dentex, P. ravida, P. polyphylla,

TOTAL

%

37

82

P. vetula, P. obsoleta, C. .lunulata, Anomala sp. Metarhizium anisopliae

P. dentex, C .lunulata, Suelo.

5

11

Beauveria . brongniartii

P. polyphylla, C. lunulata.

3

7

45

100

Total de aislamientos.

55

Cuadro 7. Especies de entomopatógenos asociados a gallina ciega y su ubicación geográfica, en Los Altos de Jalisco, México. No Progre.

Entomopatógeno

Hospedero

Localidad

Zona Agroclim.

Longitud W

Latitud N

T. Húmeda

1020 13’ 54’’ 1020 13’ 54’’ 1020 37’ 39’’

20041’19’’ 20041’19’’ 20049’57’’

T. Húmeda

1020 37’ 39’’

20049’57’’

1 2

M. anisopliae B. bassiana

(suelo)Galleria m. Jesús María. T. Húmeda C. lunulata Jesús María. T. Húmeda

3

B. bassiana

P. obsoleta

Tepatitlán B

4

B. bassiana

Anomala sp..p

Tepatitlán B

5

B. bassiana

P.vetula

Tepatitlán B

T. Húmeda

102 37’ 39’’

20049’57’’

6

B. bassiana

C. lunulata

Jesús María. T. Húmeda

1020 13’ 54’’

20041’19’’

7 8

B. bassiana B. bassiana

P. dentex P.dentex

Jesús María. T. Húmeda Jesús María. T. Húmeda

0

0

20041’19’’

0

20041’19’’

0

102 13’ 54’’ 102 13’ 54’’

9

B. bassiana

P. ravida

Jesús María. T. Húmeda

102 13’ 54’’

20041’19’’

10

B. bassiana

P. dentex

Jesús María. T. Húmeda

1020 13’ 54’’

20041’19’’

11 12

M. anisopliae B. bassiana

C. lunulata P. dentex

San Miguel

T.Semiseca

Jesús María. T. Húmeda

0

21004’54’’

0

20041’19’’

0

102 17’ 03’’ 102 13’ 54’’

14

B. bassiana

P.vetula

Arandas

T. Húmeda

102 24’ 35’’

20049’35’’ 20049’35’

15

B. bassiana

P. dentex

Arandas

T. Húmeda

102024’ 35’’

20049’35’

13

16

B. bassiana

B. bassiana

P.vetula

P.vetula

Arandas

Arandas

T. Húmeda

T. Húmeda

102 24’ 35’’ 0

0

20049’35’

0

102 24’ 35’’

17

B. bassiana

P. ravida

Arandas

T. Húmeda

102 24’ 35’’

20049’35’

18

B. bassiana

P.dentex

Jesús María. T. Húmeda

1020 13’ 54’’

20041’19’’

19 20

B. bassiana B. bassiana

P. dentex P. polyphylla

Jesús María. T. Húmeda Arandas

T. Húmeda

0

20041’19’’

0

20049’35’

0

102 13’ 54’’ 102 24’ 35’’

21

B. brongniartii

P. polyphylla

Arandas

T. Húmeda

102 24’ 35’’

20049’35’

22

B. bassiana

P. polyphylla

Arandas

T. Húmeda

102024’ 35’’

20049’35’

23 24 25

B. bassiana B. brongniartii B. bassiana

Anomala sp..p C.lunulata P. dentex

Jesús María. T. Húmeda Acatic

T. Húmeda

Jesús María. T. Húmeda

0

20041’19’’

0

20049’35’

0

20041’19’’

0

102 13’ 54’’ 102 24’ 35’’ 102 13’ 54’’

26

B. bassiana

P.dentex

Jesús María. T. Húmeda

102 13’ 54’’

20041’19’’

27

B. bassiana

P. dentex

Jesús María. T. Húmeda

1020 13’ 54’’

20041’19’’

28

B. bassiana

P. ravida

Tepa Baluarte T. Húmeda

0

20049’57’’

0

102 37’ 39’’

29

B. bassiana

P. polyphylla

Jesús María. T. Húmeda

102 13’ 54’’

20041’19’’

30

B. bassiana

P. ravida

Arandas

102024’ 35’’

20049’35’

31 32

B. bassiana B. bassiana

P. dentex P. dentex

T. Húmeda

Jesús María. T. Húmeda Jesús María. T. Húmeda

0

20041’19’’

0

20041’19’’

0

102 13’ 54’’ 102 13’ 54’’

33

B. bassiana

P. polyphylla

Arandas

T. Húmeda

102 24’ 35’’

20049’35’

34

B. bassiana

P. dentex

Jesús María. T. Húmeda

1020 13’ 54’’

20041’19’’

35 36 37

B. bassiana B. bassiana M. anisopliae

P. dentex P. dentex P. dentex

Jesús María. T. Húmeda Jesús María. T. Húmeda Jesús María. T. Húmeda

0

20041’19’’

0

20041’19’’

0

20041’19’’

0

102 13’ 54’’ 102 13’ 54’’ 102 13’ 54’’

38

M. anisopliae

P. dentex

Tepa Baluarte T. Húmeda

102 37’ 39’’

20049’57’’

39

B. bassiana

P. obsoleta

Jesús María. T. Húmeda

1020 13’ 54’’

20041’19’’

40

B. bassiana

P. polyphylla

Arandas

T. Húmeda

0

20049’35’

0

102 24’ 35’’

41

B. bassiana

P. dentex

Jesús María. T. Húmeda

102 13’ 54’’

20041’19’’

42

B. bassiana

P. polyphylla

Arandas

102024’ 35’’

20049’35’

43 44

B. bassiana B. brongniartii

P. polyphylla P. dentex

Arandas

T. Húmeda T. Húmeda

Jesús María. T. Húmeda

0

20049’35’

0

20041’19’’

0

102 24’ 35’’ 102 13’ 54’’

45

M. anisopliae

P. polyphylla

Arandas

T. Húmeda

102 24’ 35’’

20049’35’

46

M. anisopliae

C. lunulata

Tepa Baluarte T. Húmeda

1020 37’ 39’’

20049’57’’

47

Heterorhabditis sp.. Suelo

Jesús María. T. Húmeda

56

0

102 13’ 54’’

20041’19’’

4.2.1 Relación de las características de los sitios con la presencia de hongos.

Al igual que con las especies de gallina ciega, los análisis de correlación, entre las características agroclimáticas, de manejo de los sitios y la presencia de entomopatógenos, mostraron que algunas de ellas correlacionaron con la presencia de la especie B. bassiana y se obtuvo el siguiente modelo de regresión múltiple: Y = 0.187 - 0.007(Arc) - 0.01(P) + 0.03 (Mn) con P>F= 0.0001 y r2 = 0.4 Lo que significa que la presencia de B. bassiana está en función de la textura y del contenido de fósforo y manganeso en el suelo; es decir, que el número de aislamientos de B. bassiana (Y) se incrementa conforme disminuyen el porciento de arcilla (Arc) y el contenido de fósforo (P); así como al aumentar el contenido de manganeso (Mn). Se encontró que la variación entre la presencia del número de aislamientos de B. bassiana depende del comportamiento de los factores (Figura 16a y 16b). Lo anterior indica que conforme disminuye la presencia de fósforo (0 P) y en presencia de manganeso la cantidad de aislados de este hongo aumenta, como en la Figura 16a y 16 b. Del mismo modo, se encontró que el aumento en el contenido de manganeso, tal como se aprecia en las figuras 17 a y 17 b, da como resultado un aumento en el número de aislamientos de B. bassiana; sin embargo, en un suelo con alto nivel de este elemento, se esperaría la presencia de hongos sin importar el nivel de los otros dos factores.

57

Figura 16 a Presencia de aislamientos de B. bassiana en función del contenido de arcilla (Arc) y manganeso (mn ) en ausencia de Fósforo (0P), en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 16 b Presencia de aislamientos de B. bassiana en función del contenido de arcilla (Arc) y manganeso (mn) con alto contenido de fósforo (60P), en Los altos de Jalisco, México.

58

Figura 17 a. Relación entre las variables fósforo y contenido de arcilla con la presencia de B. bassiana en ausencia de manganeso (0 Mn), en Los Altos de Jalisco, México.

Figura 17 b. Relación entre las variables fósforo y contenido de arcilla con la presencia de B. bassiana y un nivel alto de manganeso (40 Mn), en Los Altos de Jalisco, México. 59

4.3 Patogenicidad de B. bassiana en larvas de P. ravida .

Con respecto a la virulencia de tres aislados de B. bassiana en larvas de tercer estadio de P. ravida, a la concentración de 1x108 conidias/ml, se encontró que las primeras larvas muertas por hongo se observaron a los 28 días después de la inoculación. La mortalidad total, acumulada hasta los 91 días, fue de 8.8, 10 y 17.5%, para los aislados provenientes de Phyllophaga sp., Cyclocephala sp. y Anomala sp., respectivamente, periodo en el que las larvas no afectadas por los hongos emergieron como adulto. El análisis de varianza, realizado con el número de larvas muertas en cada uno de los tratamientos, mostró que hay diferencias significativas entre la virulencia de los aislados, con respecto a la especie P. ravida (Cuadro 8).

Cuadro 8. Análisis de varianza para el número de larvas muertas de gallina ciega bajo el efecto de tres aislados del hongo B. bassiana a la concentración de 1x10 8 conidias por ml.

F.Var.

GL

SC

CM

F CALC. Pr > F

TRA

3

2.46500000

0.82166667

6.06

0.0153

REP

3

0.51500000

0.17166667

1.27

0.3431

Error

9

1.22000000

0.13555556

Total

15

4.20000000

C.V. 23.0%

La prueba de comparación de medias por Tukey (0.05) indicó que los tres aislados de B. bassiana sor virulentas para larvas de P. ravida; sin embargo, el aislamiento obtenido de una especie de Anomala resultó no compartir igualdad estadística con el segundo nivel de significancia, al que corresponde el testigo y se detectó que los aislados de Cyclocephala sp. y Phyllophaga sp. comparten igualdad estadística con el tratamiento testigo (Cuadro 9). 60

Cuadro 9. Porcentaje de mortalidad de larvas y separación de medias de P. ravida por el efecto de aislados del hongo B. bassiana a la concentración de 1x108 conidias/ml.

Tratamiento

Mortalidad (%)

B. bassiana aislado de Anomala sp.

17.5a

B. bassiana aislado de Cyclocephala sp.

10 ab

B. bassiana aislado de Phyllophaga sp.

8.8 ab

Testigo

0b C.V. 23%;

Media:12.1%

61

V.- DISCUSIÓN 5.1 Identificación de especies de gallina ciega asociadas al maíz

La presencia de gallina ciega en su estado adulto ha sido reportada, prácticamente en todos los ambientes de México y en la mayoría de los cultivos, principalmente en gramíneas (Gipson y Carrillo, 1959). De La Paz (1993) reporta en la región de Los Altos, la presencia de adultos de Cyclocephala sp. Strategus julianus L; Ligyrus sp. , Cotinis mutabilis (G. y P), Euphoria leucografa (G. y P.), Macrodactylus virens Bates y Phyllophaga longipilosa Bates. En estado de larva solamentese reporta el género Phyllophaga; con el presente trabajo fue posible identificar a dichas especies en su estado larvario, lo que constituye una importante aportación para el diseño de estrategias de control.

La identificación especies de Melolonthidos en estadio de larva resulta difícil por lo que se reportan pocas especies plenamente identificadas asociadas al maíz (Morón, 1997; King, 1984). En el presente estudio se identificaron, en estado de larva, dos especies de Cyclocephala; seis de Phyllophaga y una de Anomala; de las seis de Phyllophaga, dos (P. dentex y P. ravida) son reconocidas asociadas al maíz y reconocidas como plagas en este cultivo por Morón, (1986); Posteriormente este mismo autor considera también dañinas a P. vetula y P. fulviventris y P. obsoleta, por tener hábitos rizófagos (Morón, 1997).

Se observó que la presencia de gallina ciega en la región, está relacionada con algunas características agroclimáticas de las tres zonas, es decir, se observó que el mayor número de larvas de las diferentes especies fueron encontradas en la zona templada húmeda, seguido de la templada semihúmeda y templada semiseca, en esta última, solamente fue encontrada una especie. Estos resultados coinciden con los reportados por De la paz (1983), quien señala que los adultos de gallina ciega tienen su mayor actividad en la zona templada húmeda.

62

La zona templada húmeda es la parte de la región de Los Altos de Jalisco con mayor potencial de producción de maíz y de otras gramineas, lo que constituye un ambiente propicio para el desarrollo de especies de gallina ciegas del género Phyllophaga Cyclocephala y Anomala, tal como lo menciona Rodríguez-del-Bosque (1988), quien señala que especies rizófagas estrictas, se incrementan conforme aumenta la superficie de siembra de maíz (Morón, 1983). De igual manera, en esta zona es donde cada año se utiliza más insecticida para controlar las plagas del suelo, sin que los resultados sean los esperados,

sino por el contrario, a la postre éstas se

incrementan cada año Fox (2000).

La presencia P. ravida y P. polyphylla en la zona de estudio indica que se requiere de más estudios para conocer otras posibles especies en la región consideradas económicamente importantes. Morón (1997) señala que en Ameca, Jalisco estas dos especies, junto con Diabrotica virgifera zeae son las plagas económicamente más importantes.

Por su parte, la presencia de P. ravida en las tres zonas agroclimáticas confirma que es una especie ampliamente distribuida en Jalisco, ya que ha sido encontrada prácticamente en todos los lugares en donde se han realizado estudios de este tipo (Pérez, 1991; Nájera 1993) y en este estudio fue encontrada en todas las localidades de muestreo.

Las especies P. vetula, P. fulviventris y P. obsoleta fueron encontradas en menor proporción en la zona de estudio; sin embargo estas especies están comprendidas dentro del listado considerado como plagas agrícolas en México y reportadas para altitudes que van desde 1,200 a 2,400 msnm en vegetación forestal (Morón, 1997). La especie P. obsoleta tiene un rango más amplio, que va desde de 400 a 2400 msnm y junto a P. fulviventris han sido encontradas también en Centro América (King, 1984); el área donde se llevó acabo el presente estudio comprende de los 1,770 a los 2,200 msnm.

63

Las tres especies mencionadas han sido reportadas en otras zonas maiceras del estado de Jalisco, diferentes a la de la región de Los Altos (Pérez, 1991; Nájera 1993); esta investigación confirma la presencia de estas especies también a nivel de larva, asociadas al cultivo de maíz en esta región.

La ocurrencia de Cyclocephala en pastos del estado de California, EUA, es reportada por primera vez por Saylor (1945); las especies C. hirta Le Conte, C. lurida Bland, C. longula Le Conte, C. melanocephala Fabr. y C pasadena Cases, son consideradas como plagas en pastos (Alí, 1989). La presencia de C. lunulata en estado de larva en este estudio, coincide

con lo reportado por Pérez (1991) y Nájera (1993) en la

Cienega de Chapala, quienes identificaron a esta especie y los mismos investigadores la ubican como plaga en su estado de larva.

Del mismo modo en la zona de estudio fueron

identificadas larvas del género

Anomala; Pérez (1991) y Nájera (1993), reportan la presencia de

Anomala

inconstans Burmieister en estado adulto, en zonas de Jalisco cercanas a donde se realizó el presente estudio, posiblemente el ejemplar aquí encontrado corresponda a esa misma especie. Morón et al., (1997) reportan esta especie en Jalisco y en otros estados de la república, esta especie ha sido reportada además de en México, en Centro América, Sudamérica y el Caribe (Blackwelder, 1944 y Jamenson, 1998); sin embargo, se requiere de confirmar con otros estudios, si las larvas encontradas en Los Altos de Jalisco corresponden a esta especie.

Con respecto a la relación que guardan el número de especies de gallina ciega con los factores agroclimáticos y de manejo, se observó que C. lunulata

está

directamente relacionada con el contenido de materia orgánica y con el contenido de fósforo de los suelos, esta información coincide con lo expuesto por Morón et al., (1997), quienes ubican a la tribu Cyclocephalini, a la cual pertenece este género, como consumidoras tanto de raíces como de restos orgánicos humificados.

64

En el caso de P. ravida, su presencia se relaciona con el contenido de manganeso de los suelos y de la fertilización fosfórica; por su parte, la especie P. dentex se relacionó con el contenido de manganeso y la precicipatión pluvial; por último P. polyphylla, se relacionó con el tipo de textura y con el pH.

En general, el número y diversidad de especies de gallina ciega observadas en la zona de estudio, tuvo una relación directa con el gradiente agroclimático y productivo; es decir, en la zona templada húmeda donde se tiene el mayor potencial de maíz, se encontró que el 82% del total de larvas y el 100% de las especies; en la zona templada subhúmeda, donde el potencial para el maíz es bueno, se encontró el 16 % del total de larvas y el 66% de las especies; mientras que en al zona templada semiseca, donde se tiene el menor potencial para maíz, solamente se encontró el 2% del total de larvas y una especie, lo que representa el 11% de las 9 especies encontradas.

La relación existente entre las características del medio ambiente y de manejo del cultivo de maíz con la presencia de especies de gallina ciega, requieren de investigarse con mayor precisión; y estos resultados pudieran servir como base para futuros trabajos sobre el tema, tal como lo señala Morón (1986) quien sostiene que se requiere de intensificar este tipo de estudios, para conocer los agroecosistemas en donde se desarrollan estas plagas y llegar así a tener métodos efectivos de control. 5.2 Aislamiento e identificación de hongos entomopatógenos asociados a gallina ciega. La detección y aislamiento de entomopatógenos endémicos de gallina ciega constituye una oportunidad para conocer los enemigos naturales endémicos en Los Altos de Jalisco y poder, a partir de ello, seleccionar un posible candidato para ser considerado como agentes de control biológico, puesto que promueven la estabilidad de las poblaciones presentes en los agroecosistemás (Trujillo, 1992). Los resultados obtenidos con el presente estudio motivan a la búsqueda de microorganismos que 65

ofrezcan posibilidades

de control contra estas plagas, tal como lo han venido

realizando Shanon et al., (1993) quienes han intensificado los estudios sobre utilización de aislamientos nativos y exóticos de hongos para pruebas sobre larvas de Phyllophaga.

Del mismo modo, se han realizado múltiples trabajos para probar la asociación de hongos del género Beauveria con larvas de Scarabaeidae; Ferrón (1972), llevó a cabo un diagnóstico patológico en larvas L3 de Melolonta melolonta L., durante 4 meses de cuarentena, en dos épocas diferentes (1971 y 1972), observó que B. tenella estuvo presente en el 11.2 y 10.7% de las larvas, respectivamente, valores muy superiores a los obtenidos con otros entomopatógenos como B. popilliae, Ricketsiella melolonthae, M. anisopliae, Nosema melolonthae, Adelina melolonthae, otras bacterias y virus.

En este trabajo fueron obtenidos e identificados 46 aislamientos de hongos entomopatógenos (37 de B. bassiana, tres de B. brongniartii y seis de M. anisopliae) provenientes de 45 larvas de gallina ciega asociadas al maíz y de una muestra de suelo. Situación que confirma lo mencionado por Bidochka et al., (1998), quienes señalan la amplia distribución geográfica de estas especies de entomopatógenos; así como

su

amplio rango de especies de insectos en los que suelen estar

presentes (Mugnai et al., 1989).

La proporción mayoritaria de B. bassiana encontrada con relación a M. anisopliae en larvas de gallina ciega, coincide con lo obtenido por Poprawsky y Yule (1991), quienes encontraron también una proporción similar en larvas de 2º. y 3er estadio, mientras que en otros estadios de escarabajos, la incidencia mayor correspondió a M. anisopliae y otras especies. Entre las especies de gallina ciega de donde fueron obtenidos los entomopatógenos en Los Altos de Jalisco, se encuentran algunas del género

Phyllophaga, que ya habían sido reportadas como

hospederas de M.

anisopliae var. mayor y B. bassiana por Poprawski y Yule (1991) y (2000). 66

Berlanga et al.,

La presencia de las B. bassiana y B. brongniartii ha sido reportada por Hernández et al., (1994) en una región de Jalisco cercana a la zona de estudio; sin embargo, junto con M. anosopliae las tres especies encontradas en este trabajo, representan el primer reporte de la existencia de hongos entomopatógenos en la región de Los Altos; situación que coincide con lo planteado por Remauddiere y Latge (1985) quienes señalan la existencia de entomopatógenos en México.

Vannien (1996), señala que la ocurrencia de hongos Hyphomycetos como B. bassiana, M. anisopliae, P. farinosus (Holmsk) A.H.S. Br G,Sm., Cordyceps militaris (L.:Fr) Link, sobre insectos al Norte de la Península Escandinaba ha sido acumulada gradualmente desde el siglo pasado. Por su parte Vannien, Husberg y Hokkanen (1989) señalan que la presencia Hyphomycetes como de B bassiana, M. anisopliae, P. farinosus es común encontrarlos en forma natural en suelos no cultivados; sin embargo, en

el presente estudio, las tres especies de hongos (B bassiana, B

brongniartii y M. anisopliae) fueron encontrados bajo suelo cultivable.

En esta investigación la especie B. bassiana fue aislada de todas las especies de gallina ciega encontradas en la región: P. dentex, P. ravida, P. polyphylla, P. vetula, P. obsoleta, C. lunulata y Anomala, esto coincide con lo expuesto por Mc Leod, (1954) y De Hoog (1972),

quienes afirman que desde su descubrimiento como

causante de la enfermedad conocida como muscardina del gusano de seda, B. bassiana junto con B. brongniartii, atacan a todos los estadios de todos los grupos de insectos.

Del mismo modo en el presente estudio se obtuvieron aislamientos de M. anisopliae de C. lunulata, P. dentex y P. polyphylla. Este hongo ha sido aislado también de Anomala expansa (Bates) en Taiwan en 1962; ha sido reconocido como virulento en hospederos de Scarabaeidae ( Fargues y Robert, 1983) y ha sido reportado causando enfermedad a larvas de

Psilophplis vestila (Sharp) (Coleoptera:

Melolonthidae) la cual es una plaga importante del 67

árbol de caucho en 1965

(Thomas,

1973);

es

decir,

se

tiene

una

opción

como

microorganismo

entomopatógeno nativos, el cual ha sido reconocido como agente de control de gallinas ciegas (Propawsky y Yule, 1991).

Tulloch (1976) separó a este hongo en dos variedades: flavoviridaeata y anisopliae; esta última ha sido utilizada para control de Oryctes rhinoceros L. (Coleoptera: Scarabaeidae) (Latch, 1976). Las dos variedades han sido utilizadas en Francia, para el control de Otiorhynchus sulcatus F. (Coleoptera: Curculiónidae), insecto de importancia económica en cultivos de fresa (Soares et al., 1983); Por su parte Rayd y Cherry, (1992), han utilizado aislamientos M. anisopliae, provenientes de L. subtropicus B. para estudios de mortalidad de larvas; es decir es una especie ampliamente utilizada para el control biológico de plagas agrícolas que incluso en algunos países ya tienen formulaciones comerciales (Zimmermann, 1993).

De la especie B. brongniartii fueron obtenidos tres aislamientos, cada uno de larvas de P. dentex, P. polyphylla y C. Lunulata respectivamente.

Esta especie fue

separada de B. bassiana por la forma y tamaño de sus conidias así como por la forma elíptica mayoritaria de sus conidias y forma alargada de su fialide (De Hoog, 1972). Este hongo es considerado un excelente insecticida biológico, sobre todo si se cuenta con humedad y temperaturas adecuadas, para el control de Melolontha melolontha L. (Ferrón, 1965). Por su parte Keller et al., (1999), resalta también la patogenicidad de este hongo en M. melolontha L. y su rápida multiplicación e infección entre individuos.

Hace falta evaluar cada uno de los aislados en este estudio para tratar de seleccionar el aislado y la especie de hongo entomopatógeno para cada una de las especies de gallina ciega, con miras de generar un desarrollo biotecnológico para el control biológico de gallina ciega.

En relación a las zonas agroclimáticas, se encuentra que la mayor cantidad de microorganismos entomopatógenos (hongos y una especie de nematodo) fueron 68

obtenidos en la zona templada húmeda, donde es de esperarse que exista la mayor cantidad de factores bióticos y abióticos que favorezcan su desarrollo, tal como lo mencionan Lingg y Donaldson (1981), Osborne y Boucias (1985), Gaugler et al., (1989) y Studert et al., (1990); además que B. bassiana tiene un amplio rango de adaptación por temperatura, (Fargues et al., 1997).

Hywel-Jones y Gillespie (1990) mencionan que

B. bassiana y

M. anisopliae

concurren cuando la temperatura es adecuada y existen insectos en donde puedan hospedarse; lo cual coincide con estos resultados ya que en la zona donde hubo la mayor presencia de insectos

se observó también la mayor cantidad de hongos

entomopatógenos.

B. bassiana ha sido aislado más frecuentemente a temperaturas comprendida entre (8-15º C) comparado con M. anisopliae (Bidochka et al., 1998); en este trabajo sin embargo no se observó este fenómeno, puesto que en los sitios de muestreo la temperatura ambiental osciló entre 16.2 º y 19.3 º C. También se menciona que en Europa B. bassiana se ha localizado en ambientes naturales y M. anisopliae zonas de cultivo (Vanninen 1996; Stenzel 1992; Mietkowski et al., 1991; Kleespies et. al.1989) y en Australia lo confirma Rath et al., (1992); en este estudio los muestreos de larvas hospedantes y en consecuencia la presencia de hongos fue observada en suelos de cultivo

Finalmente, en el modelo de regresión

obtenido para la presencia de

entomopatógenos, puede observarse que la presencia de B. bassiana se relaciona en forma negativa con el contenido de arcilla (Arc) y con el fósforo del suelo (P) y en forma

positiva con el contenido de Manganeso (Mn); condiciones similares se

presentaron en suelos forestales ácidos de Finlandia, en donde ha predominado la presencia de B. bassiana (Vanninen, 1996). Sin embargo esta correlación entre el hongo y las características el contenido de este elemento, requiere más investigación para explicar el fenómeno.

69

5.3 Mortalidad de larvas de Phyllophaga ravida

La evaluación de tres aislamientos del hongo B. bassiana obtenidos de tres especies de gallina ciega, en larvas de P. ravida, especie reconocida como una de las de mayor importancia económica (Morón, 1986), mostró que el nivel de mortalidad acumulada causada por los aislamientos en el bioensayo oscilaron entre el 8.8 y el 17.5 %, a los 91 días después de la inoculación; el valor más alto se presentó con el aislado de Anomala sp. (17.5%); sin embargo, estos datos toman interés, considerando los resultados que encontró Shanon (1993) en Costa Rica, en donde cepas de B. bassiana no tuvieron éxito con larvas de 2º estadio de P. menetriesi y esporádicamente mató larvas de 3er. estadio.

Datos similares muestra Crocker (1987), quien reporta niveles de mortalidad por debajo del 8% en larvas de Phyllophaga, a los 52 días después del tratamiento con dos aislamientos de B. bassiana. Por su parte, Poprawski y Yule (1991) encuentran niveles de mortalidad del orden del 24% con B. bassiana, en comparación con M. anisopliae el cual mata entre el 82 y 97% de larvas de 2º y 3er estadio de Phyllophaga, pero por inyección. Por su parte, Ferrón (1967) mide los niveles de micosis presentados por larvas de M. melolontha, después de la infección de este Beauveria tennela (Delacr.) Siesmako (=B. brongniartii), perteneciente al mismo grupo de hongos (Tubaki, 1952) y encuentra también bajos niveles de mortalidad, el rango obtenido varia de 4% a 76%, esta última cifra con un nivel de 1011 conidiosporas por m2 de suelo.

Con larvas de otro tipo de escarabajos, como Alphitobius diaperinus Panzer (Coleoptera: Tenebrionidae), B. bassiana es capaz de causar un 100% de mortalidad, a dosis de 2.5 x1011 conidias /m2 (Geden et al., 1998); así como en larvas de Chalcodermus bimaculatus (Coleoptera: Curculionidae) en que B. bassiana mata hasta un 90% (Quintela et al., 1990). Estos resultados hacen suponer que larvas jóvenes de gallina ciega, pudieran tener más susceptibilidad a B. bassiana, situación que motiva para realizar ensayos con larvas de primeros estadios. 70

Estos resultados permiten aseverar que B. bassiana es un hongo patógeno natural de larvas de gallina ciega que puede ser considerado como alternativa, no obstante que se presentaron bajos niveles de mortalidad, situación que motiva para continuar con más investigación tendiente a evaluar la virulencia de los aislados: ya que se ha demostrado que son muchos los factores que influyen sobre micosis de B. tenella (temperatura, humedad, tipo del suelo entre otros) en los bioensayos de laboratorio (Ferron, 1965)

Otros trabajos se han enfocado a reducir poblaciones de larvas, mediante el uso de otra especie de Beauveria, tal es el caso del estudio realizado por Keller et al., (1997), quien realiza aplicaciones aéreas de esporas de B. brongniartii en adultos de M. melolontha, para controlar las larvas de generaciones subsecuentes, las cuales son

una plaga importante de plantaciones forestales en el Norte de

Suiza y

encuentra que hay una mayor tasa de reproducción, en el área no tratada por el hongo que en el área tratada.

Situación similar había ocurrido con aplicaciones de B. bassiana en adultos de Leptinotarsa decemlineata (Coleoptera: Chyzomelidae), en donde se observa una reducción de larvas de la generación subsecuente en áreas en donde es aplicado el hongo a los adultos (Storch y Dill, 1987). Estos resultados pueden conducir a realizar estudios con mayor control de variables (laboratorio, invernaderos, etc.) que permitan conocer mejor el fenómeno de transferencia del patógeno entre un estadio a otro del insecto.

Los resultados del presente estudio pueden considerarse como una oportunidad para continuar realizando pruebas con los aislamientos obtenidos, sobre las diferentes especies de gallina ciega existentes en la zona de estudio y fuera de él, ya que de acuerdo a Morón (1986) se requiere de estudios de los agroecosistemas,

para

definir métodos eficientes de control de las gallinas ciegas consideradas como plagas. 71

VI.-CONCLUSIONES Bajo las condiciones en que se llevó a cabo la presente investigación, se puede concluir lo siguiente: Se confirma la hipótesis de que existen diferentes especies de gallina ciega asociadas al cultivo de maíz en Los Altos de Jalisco; las especies presentes de mayor a menor abundancia fueron: P. dentex, P. rabiad C. lunulata, C. cumata, C. lurida coahulae, P. polyphylla, P. vetula , P. fulviventris , P. obsoleta y Anomala sp; cuya distribución de mayor a menor número de individuos fue en la zonas templada húmeda, templada subhúmeda y templada semiseca. La especie

P. ravida

se

encontró en las tres zonas agroclimáticas. Se detectó que algunas de las especies de gallina ciega están relacionadas positivamente con características del suelo, como materia orgánica, fósforo, manganeso y pH; en forma negativa se relacionaron con la textura arenosa, la fertilización fosfórica y la precipitación pluvial. Se confirma también la hipótesis de que las especies de gallina ciega asociadas al maíz en Los Altos de Jalisco, son infectadas por entomopatógenos. El entomopatógeno más frecuente fue el hongo B. bassiana, mismo que fue aislado de larvas de P. dentex, P. ravida, C. lunulata, P. polyphylla, P. vetula, P.obsoleta y Anomala; el hongo M. anisopliae

fue aislado de C. lunulata, P. dentex

y P.

polyphylla y la especie B. brongniartii se encontró en larvas de C. lunulata, P. dentex y P. polyphylla. Del mismo modo, se encontró el nematodo heterorhabditis sp. extraído de suelo. A excepción de un aislamiento de M. anisopliae, todos los entomopatógenos fueron encontrados en la zona templada húmeda. La abundancia de la especie B. bassiana se relacionó de forma negativa con el contenido de arcilla y el fósforo del suelo y en forma positiva, con el contenido de manganeso. En condiciones de laboratorio, tres aislados de B. bassiana fueron capaces de matar larvas de P. ravida a los 28 días después de la inoculación; a los 91 días postinoculación se alcanzó una mortalidad máxima de 17.5%. Los tres aislados de B. bassiana probados sobre larvas de P. ravida fueron estadísticamente iguales, con niveles de mortalidad entre el 8 y 17.5% 72

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