Universidad de Colima
TRATAMIENTO COMBINADO CON SOLUCIÓN HIPERTÓNICA HIPERONCÓTICA Y NALOXONA EN UN MODELO CANINO DE CHOQUE HIPOVOLÉMICO SEVERO
TESIS Que para obtener el grado de:
MAESTRO EN CIENCIAS MÉDICAS Presenta: El Médico Veterinario Zootecnista
DAVID ZEFERINO GARCÍA MARTÍNEZ
Tutores D. en C. JESÚS MUÑIZ MURGUÍA M. en C. ELISEO PORTILLA DE BUEN Coasesor M.C. PATRICIO SANTILLÁN DOHERTY
Colima, Col. Agosto de 2004
A Luz María, con profundo amor A mi pequeña Marisol Eshenní
A mi Madre, María Engracia Martínez Ramos A la memoria de mi Padre, Arturo García Hernández
A: Beti, Marigel, Arturo, Laura, Pablo, Miguel y Jorge
A mi gran Familia en Chihuahua
i
AGRADECIMIENTOS Agradezco sinceramente a mis compañeros del CIBO que participaron en la realización de este trabajo, particularmente al MVZ Eliseo Portilla de Buen, al QFB Adolfo Cárdenas Ortega, a la Biol. Caridad Leal Cortés y al personal del Bioterio.
A mis tutores por sus acertadas correcciones y comentarios.
A mis brillantes maestros del posgrado.
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ÍNDICE Página TABLAS Y FIGURAS............................................................................................................
1
RESUMEN.............................................................................................................................
3
ABSTRACT...........................................................................................................................
4
INTRODUCCIÓN...................................................................................................................
5
ANTECEDENTES..................................................................................................................
6
Definición de choque................................................................................................
6
Choque hemorrágico................................................................................................
7
Respuesta a la hemorragia.......................................................................................
7
Microcirculación ........................................................................................................
8
Respuesta metabólica..............................................................................................
9
Daño celular..............................................................................................................
9
Alteraciones endócrinas ...........................................................................................
11
Radicales libres en el choque...................................................................................
11
Opioides endógenos.................................................................................................
11
Naloxona...................................................................................................................
13
Terapia del choque...................................................................................................
14
Fluidos hipertónicos..................................................................................................
14
Coloides....................................................................................................................
15
OBJETIVO............................................................................................................................. 17 HIPÓTESIS............................................................................................................................ 17 MATERIAL Y MÉTODOS......................................................................................................
18
Selección y preparación de animales.......................................................................
18
Manejo anestésico....................................................................................................
18
Instrumentación ........................................................................................................
18
Inducción del choque................................................................................................
20
Formación de grupos de estudio ..............................................................................
21
Medición de variables dependientes.........................................................................
22
Análisis estadístico...................................................................................................
22
RESULTADOS......................................................................................................................
27
DISCUSIÓN
49
....................................................................................................................
CONSIDERACIONES FUTURAS.........................................................................................
55
CONCLUSIONES..................................................................................................................
56
BIBLOGRAFÍA......................................................................................................................
57
iii
iv
TABLAS Y FIGURAS Página TABLA 1. Variables.....................................................................................................................24
FIGURA 1. Colocación del catéter de Swan-Ganz a través de la arteria pulmonar derecha.......
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FIGURA 2. Instrumentación del animal para la inducción del choque y monitoreo de variables.
20
FIGURA 3. Diagrama metodológico de los grupos de estudio.....................................................
22
FIGURA 4. Peso corporal de los animales utilizados en el estudio.............................................. 27 FIGURA 5. Talla ventral (distancia de la punta de la nariz al ano) de los animales del estudio...
28
FIGURA 6. Área de superficie corporal en los animales del estudio............................................. 28 FIGURA 7. Volumen circulante calculado en los animales del estudio......................................... 29 FIGURA 8. Volumen de sangre extraída a los animales del estudio............................................. 29 FIGURA 9. Porcentaje del volumen sanguíneo total, extraído a los animales del estudio............
30
FIGURA 10. Cambios en el hematocrito para cada grupo hacia el final del experimento.............
30
FIGURA 11. Cambios en el contenido de hemoglobina para cada grupo en el tiempo.................
31
FIGURA 12. Cambios en la temperatura corporal para cada grupo en el tiempo..........................
32
FIGURA 13. Cambios en el gasto cardíaco para cada grupo en el tiempo.................................... 32 FIGURA 14. Cambios en el índice cardíaco para cada grupo en el tiempo...................................
33
FIGURA 15. Cambios en la presión arterial media para cada grupo en el tiempo.........................
34
FIGURA 16. Cambios en la resistencia vascular sistémica para cada grupo en el tiempo............
35
FIGURA 17. Cambios en el pH arterial para cada grupo en el tiempo........................................... 36 FIGURA 18. Cambios en la PCO2 arterial para cada grupo en el tiempo......................................
36
FIGURA 19. Cambios en la PO2 arterial para cada grupo en el tiempo........................................
37
FIGURA 20. Cambios en el bicarbonato arterial para cada grupo en el tiempo............................
38
FIGURA 21. Cambios en el exceso de base arterial para cada grupo en el tiempo.....................
38
FIGURA 22. Cambios en la saturación de oxígeno arterial para cada grupo en el tiempo...........
39
FIGURA 23. Cambios en el pH venoso para cada grupo en el tiempo.........................................
40
FIGURA 24. Cambios en la PCO2 venosa para cada grupo en el tiempo.....................................
40
FIGURA 25. Cambios en la PO2 venosa para cada grupo en el tiempo........................................
41
FIGURA 26. Cambios en el bicarbonato venoso para cada grupo en el tiempo............................
42
FIGURA 27. Cambios en el exceso de base venoso para cada grupo en el tiempo......................
42
FIGURA 28. Cambios en la saturación de oxígeno venosa para cada grupo en el tiempo............
43
FIGURA 29. Cambios en el contenido de oxígeno arterial para cada grupo en el tiempo..............
44
FIGURA 30. Cambios en el contenido de oxígeno venoso para cada grupo en el tiempo..............
44
FIGURA 31. Cambios en la diferencia arterio-venosa de contenido de oxígeno para cada grupo en el tiempo...............................................................................................................45 FIGURA 32. Cambios en la entrega de oxígeno para cada grupo en el tiempo.............................. 46
1
FIGURA 33. Cambios en el consumo de oxígeno para cada grupo en el tiempo...........................
46
FIGURA 34. Cambios en la extracción de oxígeno para cada grupo en el tiempo.......................... 47 FIGURA 35. Cambios en el gasto urinario para cada grupo en el tiempo........................................ 48 FIGURA 36. Porcentaje de sobrevida para cada grupo en el tiempo............................................... 48
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RESUMEN La solución hipertónica hiperoncótica (NaCl al 7.5% y dextrán 60 al 6%) y la naloxona han demostrado efectividad para el tratamiento del choque hemorrágico por medio de expansión plasmática y por antagonizar con los opiodes endógenos, respectivamente. Se estudió la respuesta hemodinámica al tratamiento combinado de ambos agentes, en 30 perros machos híbridos bajo choque hemorrágico durante 160 minutos. Se formaron 5 grupos de 6 animales con diferente tratamiento: SHH=Solución hipertónica hiperoncótica (4 ml/kg), N=Naloxona (10 mg/kg), HH/N= Solución hipertónica hiperoncótica (4 ml/kg) y naloxona (10 mg/kg), S= Reinfusión con sangre autóloga, y ST=Sin tratamiento. Los grupos N y HH/N mostraron tendencia a mejores flujos, diferencias arterio venosas y consumos de oxígeno. El grupo HH/N fue superior con respecto a temperatura y gasto urinario. Los resultados sugieren que este modelo es útil en estudios de choque hemorrágico, y que la solución hipertónica hiperoncótica con naloxona proporcionan una mejor respuesta hemodinámica aguda.
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ABSTRACT During hemorrhagic shock, hypertonic-hyperoncotic solution (NaCl 7.5% and dextran 60 6%) and naloxone have demonstrated be useful by plasma expansion and endogen opioids antagonism, respectively. To prove the effect of both agents combined, hemodynamic responses were monitored during 160 minutes in hemorrhaged mongrel male dogs. Different treatments were given to five different groups,
six
animals
each:
SHH=hypertonic-hyperoncotic
solution
(4
ml/kg),
N=naloxone (10 mg/kg), HH/N=hypertonic hyperoncotic solution (4 ml/kg) and naloxone (10 mg/kg), S=shed blood, and ST=no treatment. The animals from N and HH/N groups demonstrated better flows, arterial-venous differences, and oxygen consumption. HH/N was superior with respect to body temperature and urinary output. The results suggest the employed model is suitable for severe hemorrhagic shock studies. Hyperontonic-hyperoncotic solution in combination with naloxone is able to stimulate an appropriate hemodynamic response after severe hemorrhage.
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INTRODUCCIÓN Una intervención acertada que mejore la sobrevida durante el choque hemorrágico podría prevenir muchas muertes prematuras. Se ha estimado que aproximadamente tres millones de personas mueren cada año por choque hemorrágico en todo el mundo. Cerca de dos millones de esas defunciones son por causa de lesiones y el resto por hemorragia materna, ruptura de aneurismas aórticos, o por hemorragia esofágico intestinal (Mapstone, Roberts, & Evans, 2003). Las lesiones traumáticas permanecen como una de las principales causas de muerte durante las tres primeras décadas de vida (Mizushima, Wang, Cioffi, Bland, & Chaudry, 2000; Remmers, Wang, Cioffi, Bland, & Chaudry, 1998). Las estadísticas oficiales de causas de mortalidad en México durante el año 2001 (sin considerar el total de las defunciones por lesiones), colocan a los accidentes de tráfico de vehículos de motor en el séptimo lugar general con una tasa de 13.51 defunciones por cada 100,000 habitantes. Son la primera causa de mortalidad en la población en edad escolar (5 a 14 años), y cuarta en la de edad productiva (15 a 64 años). El origen de una buena parte de estas defunciones sin lugar a dudas es el choque hemorrágico (http://www.salud.gob.mx/apps/htdocs/estadísticas/sinais.php). El tratamiento efectivo de los pacientes lesionados en estado crítico con choque hipovolémico es todavía un reto de manejo, y su éxito depende principalmente del control de la hemorragia en curso, así como de la restauración del volumen intravascular para mejorar a l perfusión tisular. Esto se valora clínicamente por indicadores hemodinámicos y por la función renal (Mizushima et al., 2000; Remmers et al., 1998).
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ANTECEDENTES Las muertes relacionadas con trauma que ocurren tan pronto se llega a los servicios de emergencia, se deben generalmente a hemorragias masivas, las cuales conducen al choque hemorrágico, o a lesiones severas del sistema nervioso central (Sheikh, Eaker, Chin, Gunther, & Kramer, 1996).
Definición de choque El choque circulatorio es un estado de flujo sanguíneo insuficiente, hasta el punto en el que los tejidos sufren daño debido a la perfusión tisular periférica reducida, especialmente por la poca entrega de oxígeno y otros nutrientes, además de que existe una remoción inadecuada de los productos de desecho celulares. El choque está asociado con una caída en la presión sanguínea y decremento en la función y contractilidad cardíaca (Luchette, Friend, Brown, Upputuri, & James, 1998; Prasad, Kalra, & Buchko, 1988; Chendrasekhar et al., 1996; Guyton & Hall, 1996). Cualquier factor que reduzca el gasto cardíaco probablemente provocará choque circulatorio. Existen dos tipos de factores que pueden reducir severamente el gasto cardíaco: 1. Anormalidades cardíacas que reducen la capacidad del corazón para bombear sangre. Entre las que se incluyen: infarto al miocardio, disfunción valvular cardíaca, y arritmias cardíacas. 2. Factores que reducen el retorno venoso. Las causas más comunes son: volumen sanguíneo disminuido, tono vascular disminuido y la obstrucción del flujo sanguíneo. De manera ocasional, el gasto cardíaco es normal o aún mayor que lo normal y el sujeto puede encontrarse en estado de choque circulatorio. Esto puede ser debido a un metabolismo excesivo, o a patrones de perfusión tisular anormales, de tal manera que la mayor parte del gasto cardíaco pasa a través de vasos sanguíneos que evitan el flujo hacia aquellos que proporcionan nutrición local a los tejidos (cortocircuitos). Estas condiciones están presentes con mayor frecuencia en el tipo de choque llamado séptico.
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El choque posee varios grados de severidad, y para su comprensión está dividido en tres etapas: 1. Una etapa no progresiva (etapa compensada), en la que los mecanismos compensatorios
de
la
circulación
normal
causarán
finalmente la completa
recuperación sin la ayuda de terapia externa. 2. Una etapa progresiva, en la que el choque empeora de manera constante hasta la muerte. 3. Una etapa irreversible, en la cual el choque ha progresado hasta el punto en el que las formas de terapia conocidas son inadecuadas para salvar la vida (Guyton et al., 1996).
Choque hemorrágico La disminución del volumen sanguíneo es conocida como hipovolemia. La hemorragia es la causa más común del choque hipovolémico o hemorrágico, debido a ésta, la presión de llenado de la circulación disminuye, y como consecuencia se reduce el retorno venoso. Como resultado, el gasto cardíaco cae por debajo de lo normal y sobreviene el choque (Guyton et al., 1996). El choque hemorrágico es provocado por pérdida sanguínea aguda externa o interna debida a razones traumáticas o endógenas. Mientras que la pérdida aguda es evidente en las lesiones penetrantes, el sangrado oculto dentro de las cavidades corporales tales como el tórax o el abdomen pueden llegar a ser clínicamente evidentes relativamente tarde, algunas veces sólo en el momento de la descompensación circulatoria. El déficit agudo del volumen y la reducción de los acarreadores de oxígeno inducen a una serie de alteraciones fisiopatológicas de la circulación sistémica, microcirculación, sistema inmune y metabolismo (Marzi, 1997).
Respuesta a la hemorragia La respuesta a la hemorragia incluye procesos compensatorios tanto rápidos como graduales orientados a restaurar la homeostasis cardiovascular. El principal mecanismo en la fase temprana es la respuesta simpático-adrenérgica caracterizada por incremento del tono simpático y la liberación de catecolaminas que conducen al
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mantenimiento de la presión sistémica por el aumento en el gasto cardíaco secundario principalmente a taquicardia y a una redistribución del volumen sanguíneo circulante inducido por vasoconstricción del tracto gastrointestinal, riñones, músculo esquelético, hígado y piel, lo que se traduce en un incremento en la resistencia vascular periférica. Mientras que el corazón y el cerebro permanecen suficientemente perfundidos, la vasoconstricción de los riñones activa el sistema clásico de renina-angiotensina-aldosterona. La reorientación del flujo sanguíneo, va en una magnitud de 50 a 90% del flujo sanguíneo normal de un órgano dado (Luchette et al., 1998; Lillehei, Longerbeam, Bloch, & Manax, 1964; Marzi, 1997; Borgström, Bruttig, Lindbom, Intaglietta, & Arfors, 1990; Law & Ferguson, 1987a; Kerger, Saltzman, Menger, Messmer, & Intaglietta, 1996). Un segundo mecanismo compensatorio importante en la fase temprana de la hipotensión hemorrágica es la absorción de fluido extravascular dentro del compartimiento vascular. La intensa vasoconstricción por sí misma proporciona una especie de autotransfusión, dado que la presión hidrostática disminuida dentro de los lechos capilares permite a la presión coloidosmótica del plasma dentro de los capilares atraer volúmenes de fluido mayores a los normales hacia el espacio vascular en las terminales venosas capilares (Lillehei et al., 1964; Borgström et al., 1990).
Microcirculación Durante la etapa no compensada del choque, la microcirculación en la mayoría
de
los
órganos
está
sustancialmente
alterada.
Se
produce
una
vasoconstricción intensa en los esfínteres arteriolares precapilares así como en los esfínteres venulares postcapilares durante la respuesta simpático-adrenérgica que llevan a una perfusión microvascular disminuida además de la hipoperfusión inducida por el choque mismo (Lillehei et al., 1964; Marzi, 1997). Como resultado de la vasoconstricción en las arteriolas y en las vénulas, los productos del metabolismo se acumulan y se produce una acidosis, y el pH bajo, causa que los mismos vasos muestren menos respuesta a los efectos de las catecolaminas. Esto a su vez produce una liberación incrementada de norepinefrina por el sistema nervioso simpático y una secreción aumentada de epinefrina por la médula adrenal para
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mantener la vasoconstricción frente a la acidosis incrementada, y de ahí, la disminución de la efectividad de estas sustancias. Finalmente, si el choque se prolonga, los esfínteres arteriolares no son capaces de mantener el tono a pesar de los intentos del organismo de secretar sustancias vasoactivas adicionales. Con la pérdida del tono arteriolar, la sangre entonces puede ingresar hacia los lechos capilares. Sin embargo, los esfínteres venulares tienen la capacidad de mantener un tono razonablemente normal, aún frente a la severa acidosis del choque. Esto podría ser debido al hecho de que los esfínteres venulares funcionan normalmente a pH más bajo que el del lado arteriolar y son capaces por lo tanto, de funcionar con el pH característico del choque. El resultado inevitable ahora es que la sangre tiene dificultad de dejar estos lechos capilares estancados. La presión hidrostática dentro de los capilares congestionados se incrementa por encima de la presión colidosmótica y el fluido comienza a dejar la circulación en cantidades ascendentes. Se han medido pérdidas significativas (30-40%) del volumen plasmático que ocurre de esta manera, en perros que sufren choque por varias causas (Lillehei et al., 1964).
Respuesta metabólica Las alteraciones en el flujo microcirculatorio conducen a un decremento en la disponibilidad de oxígeno, lo que evita el metabolismo oxidativo, estimula la glicólisis, e induce la producción de lactato en vez de piruvato. A partir de estas respuestas fisiológicas, se sabe que el aumento en el lactato sanguíneo representa un cambio del metabolismo aeróbico hacia el metabolismo anaeróbico, ya sea por hipoxia tisular o por falla mitocondrial (Luchette et al., 1998). En animales sometidos a choque hemorrágico ocurre depleción del trifosfato de adenosina (ATP) intracelular. El ATP es defosforilado a ADP, y después a AMP; el AMP es entonces defosforilado a adenosina (ADO). Las concentraciones tisulares de ATP, parecen ser determinantes en el desenlace del estado de choque (Benjamin et al., 1994; VanWay et al., 1996).
Daño celular Entre los efectos de daño celular que ocurren en el organismo se sabe que:
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1. El transporte activo de sodio y de potasio a través de la membrana celular se encuentra considerablemente disminuido. Como resultado, el sodio y el cloruro se acumulan dentro de las células y el potasio sale de las mismas. Las células comienzan a hincharse. 2. La actividad mitocondrial en las células hepáticas así como en muchos otros tejidos se deprime severamente. 3. Los lisosomas se fragmentan en áreas tisulares extendidas, con la liberación intracelular de hidrolasas que causan el deterioro intracelular. 4. El metabolismo celular de nutrientes, como el de la glucosa, se reduce considerablemente en las últimas etapas del choque. También la actividad de algunas hormonas se ve deprimida, lo que incluye una depresión de la acción de la insulina de 200 veces. Todos estos efectos contribuyen al deterioro posterior de muchos órganos, entre los que se incluyen los pulmones, con el desarrollo final de edema pulmonar y pobre intercambio gaseoso, y el hígado, con la disminución de muchas de sus funciones metabólicas de detoxificación, ya que posee un aporte sanguíneo único y los hepatocitos centrilobulares son particularmente vulnerables al daño hipóxico durante períodos de hipotensión (Eldridge et al., 1996; Guyton et al., 1996). El choque hemorrágico produce incremento pronunciado en las concentraciones circulantes de aspartato y alanina aminotransferasa, e incrementos moderados en los valores de bilirrubina y fosfatasa alcalina asociados con alteraciones histológicas, que incluyen necrosis en la zona media, cambios hidrópicos, infiltración de leucocitos polimorfonucleares, y calcificación de la zona 3. Estos cambios histológicos y de química clínica son secundarios a la hipoxia tisular asociada con el choque hipovolémico (Eldridge et al., 1996). También se ha sugerido que el choque hemorrágico no controlado en el modelo porcino induce la producción local de citocinas proinflamatorias, las cuales a su vez, contribuyen a inflamación disfuncional y lesión orgánica terminal (Brundage, Schreiber, Holcomb, Zautke, & Mastrangelo, 2003).
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Alteraciones endócrinas Durante el choque hemorrágico, la pérdida sanguínea conduce a alteraciones endócrinas, las cuales incluyen liberación incrementada de ACTH, corticosterona, arginina-vasopresina, y β-endorfina. También se atribuye al choque hemorrágico ser la causa de una marcada depresión en la inmunidad específica y no específica. Estas alteraciones en las funciones inmunes son aparentes inmediatamente después de la hemorragia (comienza desde los 30 minutos después de la inducción de la hipotensión) y persisten por un período prolongado (5-7 días). Se ha observado una depresión adicional de las funciones inmunes cuando se asocia un trauma tisular moderado al choque hemorrágico (Wichmann, Zellweger, DeMaso, Ayala, & Chaudry, 1996; Cronenwett, Baver-Neff, Grekin, & Sheagren, 1986).
Radicales libres en el choque Se ha demostrado que la isquemia tisular durante el choque produce incremento en la xantina y en la xantina oxidasa, esto favorece la producción de radicales libres de oxígeno (anión superóxido, peróxido de hidrógeno, y radical hidroxilo). Durante la isquemia, existe una pérdida tanto de superóxido dismutasa como de glutatión peroxidasa, lo cual puede producir un incremento en los niveles de dichos radicales (Prasad et al., 1988). En estudios de choque hemorrágico en perros, se ha podido demostrar que la aplicación de alopurinol, un inhibidor de la xantina oxidasa, incrementa el periodo de sobrevida (Horton & Borman, 1987).
Opiodes endógenos. Los sistemas opioides endógenos son activados por estrés y trauma, y están involucrados en la fisiopatología del choque circulatorio (Wichmann, Zellweger, Ayala, & Chaudry, 2000; Napolitano, 2000; McIntosh et al., 1986; Holaday & Faden, 1978; Law & Ferguson, 1987b; Law et al., 1987a; Boeuf et al., 1998). El sistema opioide endógeno incluye a tres familias mayores de péptidos; dinorfina (derivado de la pre-proencefalina B), endorfinas (derivadas de la pre-proopiomelanocortina) y encefalinas (derivadas de la pre-proencefalina A). Las múltiples formas de los péptidos opiodes endógenos (POEs) son derivadas de estos precursores mayores y
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muchos de ellos poseen propiedades cardiovasculares potentes. Los POEs y sus receptores están ampliamente distribuidos a través de todo el cuerpo, inclusive en el corazón; llevan papeles importantes en la regulación cardiovascular y son liberados bajo diversas situaciones de estrés tales como el choque, falla cardíaca e isquemia miocárdica, en las que pueden contribuir a los efectos deletéreos respectivos. En preparaciones de corazón aislado de rata se ha demostrado que la morfina (un opioide exógeno) deprime la contractilidad miocárdica y el ritmo cardíaco; la βendorfina por su parte, causa arritmia cardíaca y también deprime la contractilidad miocárdica. En una preparación in vivo, la administración de morfina, β-endorfina o dinorfina por vía intravenosa o intracisternal produjeron hipotensión y bradicardia (Chen, Lin, Lee, Chen, & Hwang, 1995). Los POEs son liberados durante estos estados fisiopatológicos en los que inducen cambios deletéreos en las variables hemodinámicas, y esto puede ser bloqueado con antagonistas opiáceos. Estos hallazgos sugieren fuertemente un posible papel regulador de los POEs en el sistema cardiovascular (Chen et al., 1995). Se han demostrado incrementos significativos en la β-endorfina y encefalina circulantes durante el choque hemorrágico en el perro (Holaday, 1983). En mandriles no anestesiados los niveles plasmáticos de β-endorfina están elevados durante el choque hemorrágico y correlacionan temporalmente con una disminución en el gasto cardíaco (McIntosh et al., 1986). Holaday y Faden proporcionaron la primera evidencia experimental de la participación de los opioides péptidos en la fisiopatología de choque circulatorio. Investigaciones
subsiguientes
apoyan
la
eficacia
terapeútica
de
los
antagonistas opioides en diferentes estados de choque experimental (endotóxico, hipovolémico, cardiogénico, espinal y anafiláctico) en diversas especies animales. Se han publicado muchos artículos sobre el uso de la naloxona, un antagonista opioide, en el tratamiento del choque en humanos. La terapia con naloxona ha sido señalada como efectiva en la mayoría de las publicaciones pero en algunos trabajos ha fallado en demostrar algún tipo de mejoría hemodinámica (Wichmann et al., 2000; Brown, Larsen, & Parsa, 1989; Holaday et al., 1978; Law et al., 1987b; Raymond, Harkema, Stoffs, & Emerson, 1981; Boeuf et al., 1998).
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Naloxona Sobre la base de las acciones farmacológicas en el humano y los animales de experimentación, se ha postulado la existencia de tres subespecies de receptores para los opiáceos llamados µ, κ, y σ. El receptor µ se considera mediador de la analgesia supraespinal, la depresión respiratoria, la euforia y la dependencia física; el receptor κ, la analgesia espinal, la miosis y la sedación, y el receptor σ, la disforia, las alucinaciones y la estimulación respiratoria y vasomotora. Aunque la naloxona tiene acción antagonista sobre los tres receptores, es más poderosa como antagonista de los efectos de los agonistas µ, y por eso se cree que tiene mayor afinidad por dicho receptor (Jaffe & Martin, 1981). La naloxona puede producir su efecto por antagonismo de β-endorfina y otros péptidos opioides en el nivel periférico de los receptores opiáceos en el corazón y adrenales y en los ganglios nerviosos. Se han descrito otras propiedades antichoque de la naloxona: efecto estabilizador de membrana, prevención de disfunción celular, reversión del atrapamiento plaquetario pulmonar, y prevención de la disminución del conteo plaquetario y de leucocitos (Napolitano, 2000). En un estudio realizado en perros anestesiados y no anestesiados, bajo el reto de endotoxina para provocar choque, con aplicación de una dosis inicial de naloxona de 10 mg/kg y dosis subsecuentes de 5 mg/kg cada hora durante seis horas, se observaron: disminución de la hipotensión, moderado incremento en los valores de hematocrito, decremento mínimo en el pH arterial y prevención de la hipoglucemia, atribuidos a mejor flujo y presión sanguínea, y a una mejor descarga eferente simpático-adrenal (Raymond et al., 1981). El aumento de la presión arterial media puede resultar de los incrementos en el gasto cardíaco, resistencia vascular periférica, o de ambos. El incremento en la resistencia periférica ha sido demostrado en cerdos y en ratas después de la administración de naloxona durante el choque, mientras que en perros, la naloxona parece elevar primariamente la presión sanguínea al incrementar el gasto cardíaco (Law & Ferguson, 1988). La mejora en el status ácido base de los animales después de la administración de naloxona ha sido atribuida tentativamente a la reducción del lactato sérico derivado de la perfusión restablecida. Además, existe evidencia que sugiere
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que la naloxona puede mejorar la capacidad ventilatoria durante el choque endotóxico (Law et al., 1987b).
Terapia del choque La prioridad en la terapia actual para el choque hemorrágico es el control del sangrado y la rápida restauración de la perfusión hacia los órganos mediante la infusión de fluidos de resucitación (Alam et al., 2000; Tisherman, 2003). La resucitación de pacientes traumatizados con soluciones isotónicas es a menudo inefectiva, dado que sólo pueden ser administradas cantidades limitadas de fluidos a través de catéteres periféricos en un tiempo determinado (Frey et al., 1994; Sheikh et al., 1996). En contraste, han sido utilizados con efectividad, volúmenes pequeños de soluciones hipertónicas (7-7.5% de NaCl) en la resucitación por fluidos tanto en modelos animales como en ensayos clínicos (Frey et al., 1994).
Fluidos hipertónicos. Los
fluidos
hipertónicos
tienen
significativamente
más
partículas
osmóticamente activas por unidad de volumen o de peso comparados con el fluido intracelular y causan movimiento del agua desde los espacios intersticiales e intracelulares hacia el espacio intravascular. Esto incrementa la concentración intersticial de sodio y la tonicidad intersticial y causa deshidratación intracelular. Este efecto no sólo aumenta el volumen sanguíneo, sino que también mejora la conductancia de la microcirculación, la cual, a su vez, garantiza una rápida restauración del flujo sanguíneo regional. El incremento en la presión hidrostática intravascular puede empujar el sodio y el agua de regreso hacia dentro del espacio intersticial. Las soluciones salinas hipertónicas al 5% y al 7.5% han sido utilizadas en el manejo del choque severo, particularmente en el choque hemorrágico. La salina hipertónica incrementa rápidamente la precarga en aproximadamente 30 minutos post-infusión. Las dosis seguras estimadas son de 6 a 10 ml/kg para la solución al 5% y de 4 a 8 ml/kg para la solución al 7.5% (Tølløfsrud, Mathru, & Kramer, 1998; Krieter et al., 2002; Svensén, Waldrop, Edsberg, & Hahn, 2003; Broadstone, 1999). Volúmenes de infusión de 4-5 ml/kg de peso corporal de soluciones hipertónicas
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(solas o en combinación con un componente coloide hiperoncótico) restauran el gasto cardíaco, incrementan la presión arterial y normalizan la perfusión de los órganos en animales sujetos a hemorragia equivalente al 50% de su volumen sanguíneo total. Los mecanismos de acción de las soluciones hipertónicas incluyen la rápida expansión del volumen plasmático (resucitación hipovolémica), estimulación miocárdica por un efecto inotrópico positivo ligero, vasodilatación pulmonar y sistémica con aumento en el flujo sanguíneo microvascular. Los efectos benéficos de la solución salina hipertónica son más pronunciados y sostenidos cuando se adiciona dextrán al 6%, el cual incrementa el poder oncótico (Marzi, 1997; Frey et al., 1994; Tølløfsrud et al., 1998; Ogino, Suzuki, Kohno, Nishina, & Kohama, 1998).
Coloides Las soluciones coloides contienen partículas grandes que no dejan fácilmente el espacio intravascular por lo que atraen y retienen agua en el espacio vascular, es por eso que expanden el volumen vascular y ejercen presión oncótica de manera similar a las proteínas plasmáticas. Los coloides naturales incluyen plasma, preparaciones de albúmina y sangre total. Los coloides artificiales incluyen dextrán, preparaciones de gelatina e hidroxietil almidón. La efectividad de los coloides artificiales depende de sus propiedades fisicoquímicas tales como su peso molecular, el contenido de coloide y su degradabilidad. La selección de un coloide para su administración está basada en su capacidad para expandir el volumen intravascular y para mantener la presión oncótica, y de esta manera la manutención de las presiones de perfusión cuando los cristaloides por sí solos son inadecuados. Los dextranos son moléculas de polisacárido lineales sintetizadas por la bacteria Leuconostoc mesenteroides (cepa B12) que crece en medio de sacarosa. Sus presentaciones comerciales son hidrolizados de 70, 60 y 40 (peso molecular promedio de 70,000, 60,000 y 40,000 Da respectivamente). Los dextranos de alto peso molecular tales como el dextrán 70 pueden incrementar la sedimentación intravascular de eritrocitos, lo cual limita su uso en casos de choque severo. El dextrán 60 está preparado en una solución de cloruro de sodio al 6% o al 0.9%, esto contiene 60 g/L de coloide y 154 mEq/L tanto de sodio como de cloro, es
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hiperoncótico comparado con el plasma y de esa forma expande el volumen plasmático (Broadstone, 1999). La expansión del volumen intravascular dada por una solución hipertónica de NaCl y un coloide hiperosmótico (solución hipertónica hiperoncótica) es de hasta cuatro veces el volumen infundido, con la ventaja adicional de normalizar el diámetro luminal de los microvasos a causa de la disminución del volumen celular endotelial, lo que incrementa el flujo sanguíneo microcirculatorio (Marzi, 1997; Tølløfsrud et al., 1998; Kreimeier & Messmer, 2002).
Dada la utilidad demostrada de la naloxona y la solución hipertónica hiperoncótica para el manejo del choque circulatorio en estudios clínicos y experimentales, y debido a que ambos agentes ejercen su acción por mecanismos diferentes, surge el interés por conocer el efecto que pudiera tener su combinación sobre los parámetros hemodinámicos de perros sometidos a choque hemorrágico.
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OBJETIVO Valorar el efecto hemodinámico del tratamiento combinado de naloxona y solución hipertónica hiperoncótica en un modelo de choque hemorrágico severo en perros.
HIPÓTESIS
El tratamiento combinado de naloxona y solución hipertónica hiperoncótica, produce un mayor efecto benéfico sobre las constantes hemodinámicas de perros sometidos a choque hemorrágico severo, que el observado por el tratamiento de ambos agentes por separado.
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MATERIAL Y MÉTODOS Selección y preparación de animales. En este estudio fueron utilizados perros sanos, adultos, machos, híbridos, de 14 a 20 kg de peso, mantenidos en condiciones de bioterio convencional, con alojamientos individuales en un área cerrada, luz natural, temperatura media de 20°C y alimentación con alimento sólido formulado para perros de baja actividad física. Por lo menos seis semanas previas al estudio, todos los animales fueron sometidos a esplenectomía con la técnica quirúrgica descrita por Castro (Castro, García, & Ledesma, 1984) para evitar que durante el experimento el bazo funcionase como un reservorio sanguíneo (Frey et al., 1994; Risöe, Hall, & Smiseth, 1991). Antes del inicio del experimento se realizó examen clínico, biometría hemática y examen general de orina para confirmar el estado de salud de los sujetos.
Manejo anestésico. Previo pesaje del animal, se aplicó propiopromazina (0.678 mg/kg IM), y se indujo anestesia con pentobarbital sódico (18.9 mg/kg IV). Se tomó registro de la talla (medida ventralmente de la punta de la nariz al ano) para el cálculo del área de superficie corporal con la utilización de un nomograma diseñado para perros (Kirk & Bistner, 1980); asimismo se calculó el volumen sanguíneo circulante como el 9% del peso corporal (Swenson, 1977). Si durante el experimento los animales salían del plano anestésico, eran administradas dosis de mantenimiento equivalentes a la cuarta parte de la dosis inicial de pentobarbital sódico.
Instrumentación. Fue colocada una cánula orotraqueal de 8 mm de diámetro interno para mantener permeables las vías respiratorias. No se proporcionó ventilación asistida. Se introdujo un catéter arterial pulmonar de termodilución de cuatro vías (SwanGanz) cal. 5 Fr, a través de la vena yugular externa derecha, y vía corazón derecho, la parte distal del catéter fue ubicada en la arteria pulmonar derecha (Figura 1); esto fue realizado por medio de control fluoroscópico.
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El animal fue fijado a una mesa quirúrgica en decúbito dorsal y cubierto con campos quirúrgicos para evitar pérdida excesiva de temperatura corporal.
FIGURA 1. Colocación del catéter de Swan-Ganz a través de la arteria pulmonar derecha.
De manera percutánea, fue introducido un catéter cal. 18 G en la arteria femoral izquierda, y fijado a la piel del muslo con dos puntos de sutura con seda cal. 000. Para conseguir anticoagulación se aplicó un bolo de heparina de 200 UI/kg IV. El catéter de Swan-Ganz fue conectado a una computadora de gasto cardíaco para el monitoreo de gasto cardíaco y de temperatura corporal. Se colocó un equipo para transfusión purgado con solución salina fisiológica (SSF), a través de una llave de cuatro vías conectada al catéter femoral, a su vez fue conectado a un esfigmomanómetro de aguja para la medición de presión arterial media (PAM) en mm Hg. Se colocó un catéter de alimentación cal. 8 Fr por vía transuretral hasta la vejiga, y esta última fue vaciada con una jeringa de 20 ml para permitir la medición del gasto urinario durante el experimento, con la colección de orina en una probeta graduada.
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Una vez realizada la instrumentación sobre el animal (Figura 2), se dejó éste sin manipular durante 15 minutos para permitir su estabilización, al final de este período se hicieron mediciones basales (mediciones PRE).
FIGURA 2. Instrumentación del animal para la inducción del choque y monitoreo de variables.
Inducción del choque. Todos los animales fueron inducidos a un estado de choque hemorrágico severo. Con la utilización de una jeringa de 60 ml, a través del catéter femoral se extrajo manualmente la cantidad de sangre suficiente para alcanzar una PAM de 20 mm Hg; dicha presión fue mantenida durante 30 minutos por extracción o introducción de cantidades pequeñas de sangre, si la presión aumentaba o disminuía respectivamente. La sangre extraída fue derivada a una bolsa estéril (reservorio) para colección de sangre. Los animales que durante el período de exanguinación fallecieron, fueron excluidos del experimento.
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Formación de grupos de estudio. Se consideró tiempo cero al término del período de 30 minutos de inducción del choque, en ese momento cada uno de los animales fue asignado a alguno de los siguientes cinco grupos de manera aleatoria: Grupo
Tratamiento
ST
Sin tratamiento, una vez alcanzado el período de choque sólo se manipularon para la medición de variables, n=6
SHH
Animales
tratados
con
solución
hipertónica
hiperoncótica,
formulada con NaCl al 7.5% y dextrán 60 al 6% (4 ml/kg IV, infusión rápida con jeringa), n=6 N
Aplicación de naloxona (10 mg/kg, IV, infusión rápida con jeringa), n=6
HH/N
Tratamiento combinado de solución hipertónica hiperoncótica (4 ml/kg IV) y Naloxona (10 mg/kg, IV) por infusión rápida con jeringa, n=6
S
Reinfusión de la sangre extraída, colectada en bolsa para sangre (sin preservadores ni anticoagulante), con la anticoagulación proporcionada con la heparina sistémica (IV, por gravedad a 1 m de altura con equipo de transfusión), n=6
El tratamiento (en su caso) fue administrado como dosis única por vía intravenosa, y a partir de concluir su aplicación, los sujetos fueron estudiados durante los siguientes 160 minutos (Figura 3).
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FIGURA 3. Diagrama metodológico de los grupos de estudio.
Medición de variables dependientes. Se realizaron mediciones y cálculos de las variables hemodinámicas previas a la hemorragia (PRE) y una vez terminado el período de 30 minutos a 20 mm Hg de PAM (tiempo cero); asimismo a los 15, 30, 45, 90 y 160 minutos después de aplicado el tratamiento respectivo. Se midió el gasto urinario total a los 160 minutos del estudio (ver Tabla 1). Al concluir el experimento, los animales sobrevivientes fueron sacrificados con sobredosis de pentobarbital sódico IV.
Análisis estadístico. Las diferencias entre las medias de los grupos para: peso corporal, talla, superficie corporal, volumen circulante, volumen exanguinado, porcentaje de sangre extraída, y gasto urinario, fueron evaluadas con análisis de varianza de una vía. Si el análisis reveló diferencias significativas (P < 0.05) entre las medias, las diferencias individuales fueron evaluadas post hoc con la prueba de Tukey. El análisis de sobrevida fue realizado con la prueba de Log-Rank.
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Las variables restantes fueron evaluadas también con análisis de varianza de una vía, la comparación se hizo entre las medias de los grupos en cada uno de los tiempos evaluados, y dentro de cada grupo para determinar sus variaciones durante el período de estudio. Las diferencias significativas fueron analizadas con la prueba post hoc de Tukey. Excepcionalmente, en algunos casos, las medias no mostraron una distribución normal y para compararse, fue necesaria la utilización de la prueba de Kruskal Wallis, con la prueba post hoc de Dunn para contrastar las diferencias individuales. Los
valores
de
probabilidad
menores
a
0.05
fueron
considerados
significativos. El análisis estadístico se llevó a cabo con la utilización del programa Sigma Stat W*. Todos los valores están representados en las gráficas como media ± error estándar de la media (EEM). Las gráficas fueron realizadas con el programa Slide Write Plus**.
*Sigma Stat for Windows 3.0. SPSS Inc., 2003. **Slide Write Plus for Windows 3.0. Advanced Graphics Software Inc., 1995.
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TABLA 1. Variables
VARIABLE
ABREVIATURA
DEFINICIÓN OPERACIONAL
TÉCNICA DE MEDICIÓN
UNIDAD DE MEDIDA
VALORES NORMALES
Dosis única
---
%
37-55%
g/dl
12-18 g/dl
°C
38.5-39.5 °C
L/min
2.7-3.6 L/min
L/min/m2
4.28-4.44 L/min/m2
mm Hg
93-111 mm Hg
dinas/seg/cm-5
2266-3022 dinas/seg/cm-5
Unidades de pH
7.25-7.45
mm Hg
24-52 mm Hg
INDEPENDIENTE: Sin Tratamiento---------
Tipo de tratamiento
Solución Hipertónica Hiperoncótica----------Naloxona----------------Combinación de Sol. Hipertónica Hiperoncótica y Naloxona----------------Reinfusión de sangre--
ST
ST: Evolución sin Tratamiento
SHH N
SSH: 4 ml/kg N: 10 mg/kg
HH/N S
HH/N: 4 ml/kg + 10 mg/kg S: Devolución de sangre autóloga extraída
DEPENDIENTES: Hematocrito
Hto
Hemoglobina
Hb
Temperatura corporal
Temp.
Gasto cardíaco
QC
Índice cardíaco
IC
Presión arterial media
PAM
Resistencia vascular sistémica
RVS
pH arterial
pHa
PCO2 arterial
PaCO2
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Masa relativa de eritrocitos en Micrométodo por sangre de arteria femoral. centrifugación. Contenido de hemoglobina en Método espectrofotométrico sangre de arteria femoral. para cianometahemoglobina. Temperatura medida en la Termistor del catéter de Swanarteria pulmonar. Ganz. Cálculo por técnica de Volumen de sangre expulsado termodilución en computadora por el ventrículo derecho en de gasto cardíaco Elecath un minuto. 5000 Gasto cardíaco en relación al QC/área de superficie área de superficie corporal. corporal. Promedio de todas las En esfigmomanómetro presiones en un período de conectado al catéter de la tiempo, medido en la arteria arteria femoral. femoral. Presión arterial media, PAM (80) ajustada al flujo. QC pH medido en sangre obtenida del catéter Gasómetro IL 1304 posicionado en arteria femoral. Presión parcial de anhídrido Gasómetro IL 1304 carbónico en sangre de la arteria femoral.
PO2 arterial
PaO2
HCO3 arterial
HCO3a
Exceso de base arterial
Eba
Saturación de O2 arterial
SATaO2
pH venoso
pHv
PCO2 venosa
PvCO2
PO2 venosa
PvO2
HCO3 venoso
HCO3v
Exceso de base venoso
Ebv
Saturación de O2 venosa
SATvO2
Contenido de O2 arterial
CaO2
Contenido de O2 venoso
CvO2
Diferencia arterio-venosa
Da-v
Entrega de O2
OD
Consumo de O 2
VO2
Presión parcial de oxígeno en sangre de la arteria femoral. Contenido de bicarbonato en sangre de la arteria femoral. Medida del componente metabólico en el equilibrio ácido-básico de la sangre de la arteria femoral. Grado de saturación de la hemoglobina por oxígeno en la sangre de la arteria femoral. pH medido en sangre obtenida del catéter posicionado en la aurícula derecha. Presión parcial de anhídrido carbónico en sangre de la aurícula derecha. Presión parcial de oxígeno en sangre de la aurícula derecha. Contenido de bicarbonato en sangre de la aurícula derecha. Medida del componente metabólico en el equilibrio ácido básico de la sangre de la aurícula derecha. Grado de saturación de la hemoglobina por oxígeno en la sangre de la aurícula derecha. Cantidad de oxígeno contenido en 100 ml de sangre de la arteria femoral. Cantidad de oxígeno contenido en 100 ml de sangre de aurícula derecha. Diferencia entre los contenidos de oxígeno arterial y venoso en un momento determinado Cantidad de oxígeno expulsada por ventrículo izquierdo en una unidad de tiempo. Extracción de oxígeno por los tejidos en una unidad de tiempo.
Gasómetro IL 1304
mm Hg
58-110 mm Hg
Gasómetro IL 1304
mEq/L
14-28 mEq/L
Gasómetro IL 1304
mEq/L
-10 – 3 mEq/L
Gasómetro IL 1304
%
>92%
Gasómetro IL 1304
Unidades de pH
7.24-7.42
Gasómetro IL 1304
mm Hg
28-58 mm Hg
Gasómetro IL 1304
mm Hg
25-78 mm Hg
Gasómetro IL 1304
mEq/L
16-29 mEq/L
Gasómetro IL 1304
mEq/L
-8 – 3 mEq/L
Gasómetro IL 1304
%
64-97%
(SATaO2 X 1.36 X Hb ) + (PaO2 X 0.003) 100
vol%
11.97-22.62 vol%
(SATvO 2 X 1.36 X Hb) + (PvO 2 X 0.003) 100
vol%
8.94-20.54 vol%.
CaO2 - CvO2
vol%
1.4-3.7 vol%
CaO2 x QC x 10 kg
ml/kg/min
7.7-52.92 ml/kg/min
ml/kg/min
0.091-0.731 ml/kg/min
( CaO2 - CvO2) x QC kg
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Extracción de O2
O2ext
Gasto Urinario
QU
Porcentaje de sobrevida
Sob
26
Fracción del oxígeno entregado, consumida por los tejidos Cantidad de orina producida durante los 160 min del experimento. Proporción de animales vivos en el transcurso del estudio, respecto a los que lo iniciaron a partir del tiempo cero.
VO2 x 100 OD
%
0.71-2.37%
Recuperación con jeringa en catéter uretral y colección en probeta graduada.
m/kg/160 min
2.66-4.55 ml/kg/160min
Observación directa en el transcurso del estudio.
%
?
RESULTADOS La distribución de los animales en los grupos resultó homogénea, reflejado en el hecho de que no existieron diferencias estadísticamente significativas en sus características generales. El peso promedio de los grupos de animales utilizados fue de 17.51 kg. El grupo con menor peso fue el SHH (14.42 kg), mientras que el grupo con mayor peso fue el HH/N (19.5 kg) (Figura 4). No se encontraron diferencias significativas (n.s.) entre los grupos. Con respecto a la talla tampoco se encontraron diferencias entre los grupos, con un promedio en el total de los grupos de 106.77 cm (Figura 5).
FIGURA 4. Peso corporal de los animales utilizados en el estudio (n.s.).
El área de superficie corporal varió de 0.62 m2 a 0.77 m2 para los grupos SHH y HH/N respectivamente, con una media de 0.714 m2. No existieron diferencias entre los grupos (Figura 6). La Figura 7 muestra el volumen circulante para los cinco grupos. En este caso, el volumen promedio fue de 1.578 L. No se encontraron diferencias significativas entre los grupos; tampoco las hubo con respecto al volumen obtenido durante la exanguinación, que varió de 368.33 ml para el grupo SSH, hasta 663 ml para el grupo N, con un promedio de 561.45 ml para todos los grupos (Figura 8). 27
FIGURA 5. Talla ventral (distancia de la punta de la nariz al ano) de los animales del estudio (n.s.).
FIGURA 6. Área de superficie corporal en los animales del estudio (n.s.).
En cuanto al porcentaje de sangre extraída durante la inducción del choque (Figura 9), la media de los grupos fue de 36.14%, con valores desde 28.19% para el grupo SSH, hasta de 39.89% para el grupo N, sin diferencias significativas entre los grupos.
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FIGURA 7. Volumen circulante calculado en los animales del estudio (n.s.).
FIGURA 8. Volumen de sangre extraída a los animales del estudio (n.s.).
En total, 45 perros fueron sometidos al procedimiento, pero 15 animales murieron antes de llegar a los 30 minutos con PAM de 20 mm Hg, por lo que se excluyeron del experimento. Esto resulta en una mortalidad del 33.33% durante la inducción del choque hemorrágico.
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FIGURA 9. Porcentaje del volumen sanguíneo total, extraído a los animales del estudio (n.s.).
En la Figura 10 puede apreciarse una disminución moderada del hematocrito hacia el tiempo cero en todos los grupos, que coincide con la pérdida del volumen sanguíneo inducida por el modelo de choque. Dentro de Grupos (P < 0.05) ST = SHH = N= HH/N = S=
n.s. PRE vs. 0, y 160 0 vs. 160 n.s. PRE vs.160 0 vs. 160 n.s.
FIGURA 10. Cambios en el hematocrito para cada grupo hacia el final del experimento.* S vs. ST, SHH, N, y HH/N (P
