UNIVERSIDAD DE TALCA FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA DE AGRONOMIA

UNIVERSIDAD DE TALCA FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA DE AGRONOMIA EVALUACION DEL BIOCONTROLADOR 3Tac® FORMULADO A BASE DE TRES CEPAS DE Trichod...
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UNIVERSIDAD DE TALCA FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA DE AGRONOMIA

EVALUACION DEL BIOCONTROLADOR 3Tac® FORMULADO A BASE DE TRES CEPAS DE Trichoderma , EN EL CONTROL DE Fusarium EN UNA LINEA DE MAIZ DULCE (Zea mays var. Rugosa)

MEMORIA DE TITULO

HUGO IVAN ARROS POZO

Talca – Chile 2011

1

UNIVERSIDAD DE TALCA FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA DE AGRONOMIA

EVALUACION DEL BIOCONTROLADOR 3Tac® FORMULADO A BASE DE TRES CEPAS DE Trichoderma , EN EL CONTROL DE Fusarium EN UNA LINEA DE MAIZ DULCE (Zea mays var. Rugosa)

MEMORIA DE TITULO Por

HUGO IVAN ARROS POZO

MEMORIA DE TITULO

Presentada a la Universidad de Talca como parte de los requisitos para optar al título de

INGENIERO AGRÓNOMO

Talca – Chile 2011

APROBACION

Profesor guía

Ing. M. Sc. D. Claudio Sandoval Briones Profesor Facultad de Ciencias Agrarias Universidad de Talca

Profesor Informante

Ing. M. Sc. D. Mauricio Lolas Caneo Profesor Facultad de Ciencias Agrarias Universidad de Talca

Fecha Presentación de Defensa de Memoria Marzo 2007

RESUMEN

Se evaluó el control de Fusarium por medio del biocontrolador comercial 3Tac® formulado en base a tres cepas de Trichoderma, ( T. harzianum, T. viride, T. longibrachiatum) en plantas de maíz dulce (línea parental), el producto se aplicó en 7 tratamientos en distintos periodos, desde siembra hasta aporca, versus un testigo sin aplicación. Las dosis de las aplicaciones para todos los tratamientos fueron de 100 grs. / 15 ltrs. de agua (por aplicación). La investigación se realizó en el sector de Bajo Los Rocos, San Clemente, Séptima región. Del lugar de establecimiento del ensayo se tomaron muestras de suelo previo a la siembra para determinar la presencia del patógeno Fusarium , las cuales fueron analizadas en el laboratorio de fitopatología de la Universidad de Talca, donde fue confirmada su existencia y su patogenidad mediante un test de inoculación de plantas sanas y su posterior aislación desde las mismas. Se evaluó, altura de plantas, peso seco, peso de mazorcas. Además de la incidencia y severidad de la enfermedad en dos periodos, 7 días después de emergidas las plantas (7dde) y madurez fisiológica.

Los mejores resultados en altura de plantas

se obtuvieron en los tratamientos número siete y seis con medias de 93,40 cm. Y 89,92 cm., en peso seco el tratamiento siete fue el que obtuvo el mayor valor en masa final del periodo de evaluación y fue de 137,08 gramos, en lo que concierne al peso de mazorcas el único tratamiento que se diferencio del resto fue el testigo que presento el valor mas bajo,

de solo 21,84 gramos, el

tratamiento cuatro fue el que presento los valores mas bajos en incidencia para la primera evaluación con un valor de 70,67% , para la segunda fecha de evaluación el tratamiento siete presento una media de 53,46% de plantas enfermas siendo el mejor evaluado. Para severidad 7dde solo se evaluaron cuatro tratamientos, para medir incidencia se utilizo la escala según Ogawa (1986), el tratamiento cuatro fue el mejor evaluado en los cuatro niveles de severidad (0,1,2,3 dependiendo del grado de severidad del ataque del patógeno), en madurez fisiológica el tratamiento siete fue el de mayor grado de marchitez.

Los tratamientos con mas de una aplicación durante la temporada

presentaron en todas las evaluaciones los mejores valores. El biocontrolador

fue capaz de disminuir la severidad e incidencia de la enfermedad en condiciones de campo.

SUMMARY

The control of Fusarium was evaluated by commercial biocontrol 3Tac® formulated on the basis of three stumps of Trichoderma, (T. harzianum, T. viride, T. longibrachiatum) in sweet maize plants (lineal parentage). The product was applied during seven treatments during different time periods, from the time of sowing to the covering of the plants in fresh soil, which were tested against control plants that were not applied with the product.

The dose of the

applications for all the plants were 100 grams/15 liters of water (per application). The investigation took place in the sector of Bajo los Rocos, San Clemente, in the seventh region. From the place where the study took place, samples from the sowed ground were taken in order to determine the presence of the pathogen Fusarium, which were then analyzed in a phytopathological laboratory in the University of Talca. The existence and pathogenicity of Fusarim was confirmed by testing the inoculation of the healthy plants and their subsequent insulation from the same plants. The height of the plants, the dry weight and the weight of the maize were evaluated. In addition, the effect and severity of the disease during the two periods were measured seven days after the emergence of the plants (7 dde) and also their physical maturity. The best results regarding the height of the plants were obtained during the seventh and sixth treatments with averages of 93,40 cm and 89.92 cm. In dry weight, the seventh treatment obtained the biggest results in final mass during the period of evaluation and was 137,08 grams. During tests of the weight of the maize, the only plant that showed any change was the control plant, which presented the lowest result at only 21,84 grams. The fourth treatment was the treatment that presented the lowest results in impact during the first evaluation with the value of 70.67%. For the second date of evaluations, the seventh treatment presented an average of 53,46% of diseased plants which was the best evaluation. For the severity 7dde only 4 treatments were evaluated. In order to measure the effect, the Ogawa scale (1986) was used. The fourth treatment was the best evaluated according to the four levels of severity (0,1,2,3 depending on the degree of the severity of the attack of the pathogen). As for the physical maturity, the seventh treatment had the highest degree of wilting.

The treatments with more than one

application during the period of the experiment all presented better results. The biocontrol was able to decrease the severity and effect of the disease on the conditions of the field.

ÍNDICE

I.

INTRODUCCION

1

1.1

Objetivos generales

1

1.2

Objetivos específicos

1

II.

REVISION BIBLIOGRAFICA

2

2.1

Maíz dulce (Zea mays var. Rugosa)

2

2.1.1 Variedades

3

Requerimientos

3

2.2.1 Clima

3

2.2.2 Suelo

3

2.2.3 Siembra

3

2.2.4 Fertilización

4

2.2.5 Espaciamiento

5

2.2.6 Polinización

5

2.2.7 Producción

5

Labores Culturales

6

2.3.1 Cuidados durante la temporada del cultivo

6

2.3.2 Cosecha y almacenamiento

7

Problemas potenciales

8

2.4.1 Clima

8

2.4.2 Plagas

8

2.4.3 Animales

8

2.2

2.3

2.4

2.4.4 Enfermedades

2.5

Antecedentes de Fusarium

8

9

2.5.1 Sintomatología

11

2.5.2 Ciclo Biológico

11

2.5.3 Alternativas de control

12

2.5.4 Control biológico

12

Trichoderma

14

2.6.1 Morfología y taxonómia

15

2.6.2 Mecanismos de acción

16

2.6.3 Relación de Trichoderma con la planta

18

III.

MATERIAL Y METODOS

19

3.1

Ubicación del ensayo

19

3.2

Material vegetal

19

3.3

Controlador biológico 3Tac

3.4

Obtención e identificación de Fusarium

20

3.5

Prueba de patogenicidad

21

3.6

Descripción del ensayo

22

3.7

Análisis de semillas en laboratorio

23

3.8

Evaluaciones

3.9

Diseño experimental

25

IV.

RESULTADOS Y DISCUSION

26

4.1

Identificación del hongo Fusarium

26

4.2

Prueba de patogenicidad

26

4.3

Evaluaciones de 3Tac en el control de Fusarium en una línea

2.6

parental de maíz dulce

19

24

28

4.3.1 Altura final de planta

28

4.3.2 Peso Seco

29

4.3.3 Peso Mazorca

31

4.3.4 Severidad de la enfermedad siete días después de emergidas Las plantas de maíz

32

4.3.5 Severidad de la enfermedad en madurez fisiológica

33

4.4

Incidencia de Fusarium

34

V.

CONCLUSIONES

37

VI.

BIBLIOGRAFIA

38

INDICE DE CUADROS

Cuadro 3.1 Tratamientos del Ensayo

23

Cuadro 4.1 Resultados de la prueba de patogenicidad efectuado en plantas de maíz , inoculadas con Fusarium

26

Cuadro 4.2 Nivel de severidad de fusariosis en plantas de maíz dulce (parental) tratadas con Trichoderma (3Tac) evaluadas a los 7 días después de emergidas.

32

Cuadro 4.3 Nivel de severidad de fusariosis en plantas de maíz dulce (parental) tratadas con Trichoderma (3Tac) evaluadas en madurez fisiológica.

34

INDICE DE GRAFICOS Figura 4.1 Altura de plantas de maíz dulce parental tratadas con 3Tac.

29

San Clemente temporada 2005/2006

Figura 4.2 Peso de plantas de maíz dulce parental tratadas con 3Tac.

30

San Clemente temporada 2005/2006

Figura 4.3 Peso de mazorcas de maíz dulce parental tratadas con 3Tac.

31

San Clemente temporada 2005/2006 Figura 4.4 Incidencia de Fusarium sp. En plantas parentales de maíz dulce, tratadas con Trichoderma (3Tac), en dos épocas de evaluación (7 días después de emergidas y madurez fisiológica) temporada 2005/2006, San Clemente

36

1. INTRODUCCIÓN

Las empresas que producen semillas de maíz tanto en Chile como en el extranjero se ven afectadas por hongos. Lo que implica un problema de nivel global y año tras año estos problemás de infección se están acentuando en los campos donde no se realizan labores de control.

En la actualidad existen muchas enfermedades que se relacionan al cultivo del maíz, ya sea grano, semillero o sus líneas paréntales, entre ellas están las generadas por hongos del género Fusarium sp. que ha sido identificado en numerosas oportunidades causando daños directos sobre la planta y por ende sobre la producción final, si bien el patógeno es un habitante natural del suelo, éste se ve favorecido para infectar la planta por la gran cantidad de labores que se realizan en los maíces para obtener un cultivo ya sea libre de malezas o mejorar el potencial productivo del maíz.

En el presente estudio se presenta una alternativa de control para Fusarium sp. en Maiz Dulce, Utilizando un controlador biológico ampliamente estudiado en el control de patógenos como lo es Trichoderma, en una formulación que

se encuentra

disponible en el mercado como lo es 3Tac perteneciente a la empresa Avance Biotechnologies.

De acuerdo a lo anterior los objetivos generales de esta investigación fue evaluar el efecto del bicontrolador comercial 3Tac (a base de tres cepas de Trichoderma), en el control preventivo de Fusarium sp. en plantas parentales de maiz dulce en condiciones de campo.

Como objetivos especificos se plantearon, determinar la incidencia y severidad de Fusarium sp. en plantas parentales de maiz dulce tratadas con el biocontrolador 3Tac en aplicaciones de pre y postinfeccion.

Además como segundo objetivo especifico se establecio evaluar la mejor epoca de aplicación del biocontrolador y sus posibles combinaciones durante la temporada de crecimiento del cultivo de maiz dulce.

2. REVISIÓN BIBLIOGRAFICA

2.1 Maiz dulce (Zea mays var. Rugosa)

Corresponde a un maiz

de semilla arrugada, que

en general produce

mazorcas de tamaño mediano, de grano muy dulce que se consume como “maíces de mesa”. Además se enlatan, se cortan en rodajas o se congelan.

Difiere del maíz de grano por un solo gen, llamado gen azucarero o su. Las tres principales variedades son la tradicional (su), extradulce (se), y shrunken-2 (sh2). Estas variedades varían en dulzura, manteniendo la calidad, aún después de la cosecha y vigor en suelos fríos. Debido a la demanda del consumidor, las empresas semilleras han mejorado de manera significativa la calidad del maíz dulce durante la última década, es por ello la importancia de los maíces paréntales, los cuales darán forma a variedades con características deseadas y mejoradas.

Las variedades del maíz dulce tradicional (su) han sido sembradas durante muchos años y tienen el sabor y textura propias de este tipo de maíz. Desafortunadamente, la mazorca de éstos conserva su calidad por solo uno o dos días. Además, las variedades tradicionales no se almacenan bien después de cosecharse.

Las variedades extradulces (se) producen mazorcas con granos tiernos que tienen un contenido de azúcar mayor que las variedades su. Los pericarpios suaves de los granos hacen que el maíz sea tierno y fácil de másticar. El período de cosecha y almacenamiento de las variedades se es ligeramente más largo que el maíz dulce tradicional. El nombre común de las variedades shrunken-2 (sh2) se deriva de la apariencia en forma encogida o arrugada de los granos secos. Comúnmente denominados “súper dulce,” estas

variedades tienen un período de cosecha y

almacenamiento más largo y tienen el mayor contenido de azúcar. Sin embargo, las variedades sh2 tienen algunas desventajas. Los tejidos o membranas son relativamente gruesos, dando una textura dura o crujiente. Los rendimientos generalmente son más bajos que en el maíz dulce tradicional. También su germinación es más lenta y tienen un vigor reducido en los retoños. ( Haynes,2003)

2.1.1 Variedades

Al comprar el maíz dulce, los agricultores pueden seleccionar variedades que producen mazorcas de color amarillo, blanco o bicolor. Algunas variedades novedosas producen granos multicolores („Indian Summer‟) o rojizos („Ruby Queen‟).

2.2 Requerimientos

2.2.1 Clima

El maíz dulce es una planta de verano, sensible a las heladas pero con gran poder

de

recuperación.

Le

favorece

un

verano

largo,

con

temperaturas

estables.(Giaconi, 2004).

2.2.2 Suelo

Se da en suelos preferentemente livianos a francos siempre que sean lo suficientemente profundos, con buen drenaje y buen contenido de materia orgánica. La fertilidad debe ser buena, el drenaje óptimo y buena retención de humedad; además de ser planos y en lo posible libre de malezas pues presenta bajo vigor en los primeros estadios por lo que es un mal competidor hasta el momento de cubrir el suelo.

2.2.3 Siembra

No germina bien en suelos con temperaturas bajo 20 °C. La semilla es afectada por hongos fácilmente en suelos fríos y húmedos. Un pH del suelo de 6.0 a 6.5 es deseable para un rendimiento óptimo.(Giaconi, 2004).

Las variedades tradicionales de maíz dulce se pueden sembrar a finales de octubre en la parte central de Chile. Por lo general, variedades extradulces deben sembrarse una semana después del maíz dulce tradicional. Variedades shrunken-2 no deben sembrarse hasta mediados de Noviembre en la parte central de Chile porque esta variedad no germina bien en suelos con temperaturas bajo 28 °C.

Para una producción continua de maíz dulce, se debe sembrar alternando variedades precoces, normales y tardías, cada 2 ó 3 semanas, se debe utilizar siempre semilla fresca, el sembrar semilla vieja o caduca dará como resultado una baja germinación de plantas. El utilizar semilla tratada con fungicidas e insecticidas evitara problemás de pudrición y ataque de insectos.

La semilla debe sembrarse entre 5 a 8 cm. de profundidad en suelos francos. En suelos ligeros y arenosos, la profundidad puede ser 8 a 10 cm. (Giaconi, 2004).

2.2.4 Fertilización

El maíz requiere relativamente un alto nivel de nitrógeno además de niveles moderados de potasio y fósforo. La aplicación de fertilizantes se debe realizar en base a resultados de análisis de suelo. En el mercado existen mezclas especificas todas con macro y micro elementos. Los porcentajes de nitrógeno fósforo y potasio a aplicar son los que determina el análisis de suelo.(Haynes,2003).

El nitrógeno se aplica en dosis no inferiores a las 150 unidades por hectárea desde la siembra hasta la floración, en forma parcializada mientras el desarrollo del cultivo permita las aplicaciones.

Al aplicar un fertilizante con formulación potasica se suple la necesidad de este elemento, es decir la aplicación de salitre potásico en mezcla con súper fosfato triple deben ser suficientes para cubrir las necesidades del cultivo.

La utilización de maquinaria con dispensadores de fertilizante son de gran ayuda en la distribución de éste al momento de la siembra, ubicandolo a una distancia prudente para evitar una toxicidad por contacto directo con las raíces.

2.2.5 Espaciamiento

El espaciamiento debe ser al igual que en el maíz dentado de 70 a 75 cm. entre hileras. Entre semillas sobre la hilera la distancia varia entre

10 a 15 cm., esta

densidad asegura un rápido cubrimiento de las plantas sobre el suelo evitando así una mayor presión de las malezas y disminuyendo el uso de controles químicos y manuales sobre éstas.

En variedades con alta producción de hijuelos (característica muy típica de los maíces dulces) se debe utilizar el rango más alto de separación entre semillas.

2.2.6 Polinización

El maíz dulce al igual que el maíz dentado, se poliniza por el viento. Una pobre polinización da como resultado una baja producción de grano en las mazorcas.

Diversas variedades de maíz se pueden cruzar dando como resultado un cambio en los niveles de azúcar, color, sabor, textura y otras características de la plantas, esto es lo que realizan los hibridadores con las líneas puras. Para realizar la polinización cruzada, se pueden sembrar todas las variedades de maíz dulce por grupo único, y realizar polinizaciones manuales para dirigir los cruzamiento y mezclas de genes.

2.2.7 Producción

La producción en maíz dulce es muy variable, por lo que un buen trabajo de labores culturales en el inicio del cultivo son determinantes en el rendimiento final. En los sectores de mayor rendimiento se pueden alcanzar hasta 10 toneladas de grano por hectárea.

2.3 Labores culturales

2.3.1 Cuidados durante la temporada de cultivo

El control de las malezas y disponibilidad de humedad suficiente en forma oportuna son esenciales para la producción de máxima calidad. Un control químico en presiembra y post emergencia son fundamentales en el combate de las malezas. Solo en sectores con alta presión de malezas es necesario la escalda manual o azadoneo, siempre tomando en cuenta que esta labor es de alto costo para el agricultor. Se debe tener en cuenta que las labores de control de malezas, tanto mecánicas como manuales, siempre producen daños a las raíces

por lo que

aumentan las

posibilidades de entrada de patógenos a las plantas. Éste debe ser monitoreado para suplir las necesidades del cultivo en forma oportuna y así evitar estrés innecesario para las plantas, el riego debe ser lo suficientemente profundo para mojar en cantidad y calidad suficiente las raíces. Los períodos más críticos del agua son durante la polinización y desarrollo de la mazorca, sin desmedro del resto de los periodos vegetativos del cultivo.

No hay que remover los pistilos del ápice de la planta, pues estos son la parte másculina de la planta que produce el polen, que cae sobre la seda de la mazorca, la cual es la parte femenina de la planta. Cada hilo de seda se sujeta a un grano haciendo que éste se polinice o se fecunde. Si esto no sucede, no se producirá fecundación y en la mazorca se observarán lugares sin desarrollo de granos y por ende disminución de la calidad para fresco y de rendimiento en el caso de semilla.

El agitar las plantas ayuda a que el polen cubra la seda para aumentar la polinización.

Una vez fecundados los granos, éstos deben de llenarse para lo cual necesitan de un suministro constante de agua para poder completar su ciclo, por ende el déficit en esta etapa es crítico y determinante para el rendimiento final del cultivo.

2.3.2 Cosecha y almacenamiento

El maíz dulce está listo para cosecharse para fresco aproximadamente 15 a 23 días después de la fecha que emerge la seda. El maíz madura de una manera más rápida en climás cálidos y por consecuencia en climás fríos este desarrollo se vuelve más lento.

El maíz dulce se debe cosechar cuando las sedas están de color café y secas en el ápice de la mazorca. Ésto es el estado lechoso del maíz, o punto de maduración, momento en que al presionar con la uña del dedo pulgar sobre los granos, éstos producen un líquido lechoso. En los climás cálidos, el maíz dulce puede permanecer en óptimás condiciones solo por uno o dos días. Una sobre maduración hace que éste se vuelva duro y pastoso.

Muchas variedades son culteras. Esto significa que producen dos mazorcas por planta. La mazorca del punto alto tiende a madurar más rápido que la mazorca de abajo. Para cosecharlas , éstas deben arrancarse cuidadosamente del tallo mediante una torsión hacia el suelo.

Las variedades de maíz dulce tradicionales pueden perder hasta el 50 por ciento de su azúcar dentro de 12 horas después de la cosecha si no se refrigeran. El maíz sin deshojar se puede almacenar en el refrigerador a 0°C durante 4 a 8 días. Las nuevas variedades extradulces tardan más en convertir el azúcar a almidón y se pueden cosechar durante un período de tiempo más largo. Las variedades extradulces también tienen un periodo de almacenamiento más prolongado. El maíz dulce puede enlatarse o congelarse para poder consumirlo durante todo el año.

Cuando la cosecha es para venta directa, se recomienda cosechar la cantidad que se vende en un día, manteniéndola en un lugar fresco y ventilado. Una opción es enfriar el maíz a 0° C dentro de una hora después de recolectarlo. Para refrescar las mazorcas hay que bañarlas con agua a una temperatura de 4° C, para luego empacarlas en cajas, cubriendo éstas con hielo y almacenarlas a una temperatura de 0°C y una humedad relativa de 90%. Si no se refrigeran inmediatamente, las mazorcas se deben de almacenar en la sombra o en un lugar fresco y oscuro, para reducir el calentamiento del sol. No hay que amontonarlas para almacenarlas, ya que el calor de la respiración aumentará la temperatura del maíz ( Haynes,2003).

2.4 Problemás potenciales

2.4.1 Clima

Temperaturas altas y estrés por falta de agua durante la polinización dará como resultado una mala fecundación y baja producción de granos, además de una deficiente acumulación de azúcares.

2.4.2 Plagas

Los gusanos Agrotis spp. (cortador) y Elasmopalpus lignosellus (Barrenador) son el principal problema que afecta al maíz. Las poblaciones de gusano cortador se encuentran a principios de primavera y usualmente son más altas a principios de noviembre a mediados de enero.(Paratobi, 1995)

Los áfidos y pulgones también pueden ocasionar grandes daños, ya que en cosechas para fresco dan un mal aspecto y disminullen la calidad visual del producto.

2.4.3

Animales

Pájaros y otros animales pequeños pueden ocasionar daños severos a las plántulas del maíz.

2.4.4 Enfermedades

El maíz dulce tiende a tener pocos o esporádicos problemás de enfermedades. El carbón común (Ustilago maydis) es una enfermedad fungosa caracterizada por agallas blanquecinas que en su interior contienen en esporas del patogeno. El carbón suele ser más severo en plantas excesivamente fertilizadas con nitrógeno. Este daño puede ser incrementado por el uso de maquinaria o por el granizo. Para un buen control se debe evitar el uso de maquinaria en variedades susceptibles.

Fusariosis es la enfermedad causada por el agente patogeno,

Fusarium

moliniforme, se distribuye en todos los órganos de la planta. Esta enfermedad comúnmente afecta a las raíces, la base de la planta y entrenudos bajos. La pudrición comienza normalmente poco después de la polinización y se vuelve más severa al madurar la planta. Este patógeno produce una toxina llamada zearalenona que puede producir trastornos en los animales tanto en vacunos como en equinos (Paratobi, 1995)

Polvillo es una enfermedad producida por Puccinia sorghi o como tambien se le conoce “roya”, se manifiesta por la presencia de pústulas aisladas, sobre hojas y vainas, de color castaño o café rojizo que aparecen a fines de primavera o comienzos de verano; los ataques

de esta enfermedad por lo general no producen mayores

disminuciones en los rendimientos por sus ataques tardios en los campos de nuestro pais. (Paratobi, 1995)

A su vez, el agricultor puede minimizar los problemás de enfermedades utilizando la rotación de cultivos, destruyendo residuos de los cultivos, sembrando variedades resistentes, y siguiendo las fechas de siembra recomendadas.

2.5 Antecedentes de Fusarium.

Hongos del género Fusarium son causantes de muchos problemás de marchitamiento vascular en un gran numero de especies vegetales, siendo el maíz una de las cuales se ha visto más afectada. (Agrios,1996) , el maíz dulce , no escapa a la susceptibilidad de la infección.

Fusarium constituye un problema serio, el cual afecta el rendimiento de los cultivos provocando la obstrucción del flujo normal de agua y nutrientes, a través de los haces

vasculares.

Éstos

se

necrosan

por

acción

del

patógeno.

Existen

aproximadamente 40 especies de este género, de las cuales el 50 por ciento son patogénicas. Su éxito se atribuye a su amplio espectro de acción (Price,1982).Bot. 1971, citado por Price (1982), enumeró 43 especies de Fusarium, las cuales pueden dividirse en cuatro grupos principales:



Patógenos de las plantas



Patógenos de insectos



Saprofitos



Habitantes del suelo

Existen algunos de estos patógenos que son capaces de atacar tanto a insectos como a plantas, o vivir activamente lejos de su hospedero. De estos 43, unos 27 son patogénicos para las plantas e incluso algunos están entre los patógenos más serios de la agricultura, debido a que su efecto en los rendimientos de las cosechas es enorme (Price, 1982).

Fusarium produce tres tipos de esporas sexuales; microconidias, macroconidias y clamidosporas. Las primeras están compuestas por una o dos células, siendo éstas las que el hongo produce con mayor frecuencia y abundancia en todas las condiciones. Además, son las únicas que produce el patógeno al interior de los vasos xilematicos de plantas hospederas que ha infectado y que actuarían como inóculo secundario, las macro conidias son las esporas típicas de Fusarium sp. y están constituidas por tres a cinco células, las que se elongan gradualmente curvándose hacia ambos extremos. Con frecuencia aparecen sobre la superficie de plantas que han sido destruidas por el patógeno. El tercer tipo de espora que desarrolla este patógeno son las clamidosporas, que corresponden a estructuras de resistencia constituidas por una a dos células. Los tres tipos de esporas pueden ser encontrados, tanto en el suelo, como en el cultivo in vitro del hongo (Agrios, 1996).

Fusarium sp. es un patógeno habitual del suelo que infecta a las plantas a través de las

raíces, penetrando en forma directa o por heridas. El micelio y las

esporas ascienden a través de los vasos xilematicos por la corriente transpiratoria (Agrios, 1996). Es un organismo saprófito que puede permanecer en el suelo por tiempo indefinido; se propaga principalmente como micelio, esporas o clamidosporas a través del agua de riego, el equipo agrícola, estructuras vegetativas y semillas de algunas plantas (Agrios, 1996).

La mayoría de las enfermedades causadas por Fusarium sp. son difíciles de controlar ya que solo una infección provocada por una espora es suficiente para introducir al patógeno en la planta, donde se desarrolla y propaga (Agrios.1996).

2.5.1 Sintomatología

Algunos de los síntomás de esta enfermedad son, pudrición seca de la base del tallo con desintegración de la médula comenzando desde los nudos; aparición de micelio rojizo en la superficie del tallo. Bajo condiciones de alta temperatura ambiental y humedad a la vez, se obseva quiebre de tallos y madurez anticipada. En el follaje se aprecian las vainas con manchas rojizas , aparecen también manchas acuosas, principalmente en las hojas no desplegadas, las cuales cambian a un color blanco con textura similar al papel, de bordes café. El daño más importante es una pudrición desintegradora de la corona de la planta, pudiendose presentar tambien el síntoma de mazorca colgante. (Latorre,1992)

Cuando las hojas son infectadas no se desarrollan, doblándose las puntas hacia abajo. Ocasionalmente se desarrollan manchas necroticas en la parte alta del tallo, y las mazorcas forman granos agrietados; generalmente la enfermedad ataca como manchones en el potrero o varias plantas sobre la hilera. (Latorre,1992) . 2.5.2 Ciclo Biológico.

El hongo se desarrolla en residuos de cosecha en o sobre la superficie del suelo. Bajo condiciones adecuadas, infecta los tallos del maíz directamente o a través de heridas causadas por insectos. Fusarium moliniforme puede penetrar el tallo en la vaina de la hoja (ligula) y avanza

hacia los entrenudos inferiores. El hongo se

encuentra comúnmente en la semilla en la cual se disemina. Pero la diseminación es más eficiente tanto por el viento como por el suelo contaminado, aunque también ocurre un arrastre de esporas con el agua de riego a plantas vecinas. (Latorre,1992)

Al sembrar semillas en suelo contaminado, los tubos germinales de las esporas o el micelio penetran directamente en las puntas de las raíces o ingresan a través de lesiones producidas por insectos o vectores. El micelio del patógeno se propaga intercelularmente a través de la corteza de la raíz y cuando invade

los vasos

xilematicos, entra a través de las punteaduras. Se mantiene solo en los haces vasculares y viaja a través de ellos, principalmente en sentido ascendente, hacia el tallo y corona de la planta. Cuando llega a los vasos, el micelio se ramifica y produce microconidias que se desprenden y son llevadas hacia la parte superior de la planta. Éstas germinan donde finaliza su movimiento ascendente. Posteriormente, penetra la

pared superior del vaso y el patógeno produce más microconidias en el vaso siguiente (Agrios,1996)

El patógeno causa marchites y bloquea el tejido vascular de la planta, impidiendo el paso del agua y nutrientes hacia la parte aérea. La infección de las raíces es favorecida por temperaturas calidas del suelo , y por condiciones de humedad.

2.5.3

Alternativas de Control.

No existe un control efectivo para detener la muerte de la planta después que la infección ha tenido lugar, así, el control se basa en la prevención.

La desinfección de los suelos con productos químicos antes de la siembra y posteriormente un control regular, suprimirá los hongos en el suelo y protegerá a las plantas contra una infección (Lubbe,2001). El mejor método de prevención puede ser el uso de material vegetal tolerante o resistente (Agrios, 1996).

Tradicionalmente se ha fumigado el suelo previo a la siembra, no obteniéndose buenos resultados y encareciendo los costos del cultivo.

El uso de biocontroladores es una alternativa interesante que ha sido investigada. Numerosos microorganismos han demostrado ser efectivos en el control de varios hongos del suelo incluyendo Fusarium sp. Entre los controladores biológicos que comienzan a ser utilizados con mayor frecuencia en nuestro país esta Trichoderma spp.

2.5.4 Control Biológico

El control biológico de los patógenos, es decir, la destrucción total o parcial de sus poblaciones por medio de otros microorganismos, frecuentemente ocurre en la naturaleza. Por ejemplo existen varias enfermedades en las cuales el patógeno no puede desarrollarse en ciertas areas, debido a que el suelo contiene microorganismos

antagónicos a él, o bien porque las plantas atacadas por éste, han sido inoculadas naturalmente con antagonistas (Agrios, 1997).

Las medidas de control biológico tratan de mejorar la resistencia o tolerancia de las plantas ante los patógenos, y a la vez intentan favorecer microorganismos que son antagónicos a ellos (Latorre,1992).

Control biológico se entiende como la reducción de la cantidad de inóculo, desarrollo, actividad o daño del patógeno efectuado por uno o más organismos distintos al hombre (Cook y Baker, 1974). Este tipo de control raramente elimina el patógeno del lugar, pero si reduce su población o su habilidad para producir enfermedad (Cook y Baker, 1989).

El objetivo del control biológico es estimular la colonización de las plantas o del suelo, por antagonistas saprofitos capaces de multiplicarse y disminuir el inóculo de los patógenos (Blakeman y Fokkema, 1982).

El control biológico de patógenos del suelo a través de adición de microorganismos antagonistas, es un medio no contaminante potencial para el control de enfermedades de plantas (Elad et al., 1983).

Para introducir antagonistas al medio , las condiciones de importancia a considerar son las siguientes: 

Viabilidad



Formulación



Concentración del antagonista



Clases de coadyuvantes



Eficacia y tiempo de aplicación



Microclima durante y después de la aplicación



Y por último, costo del producto

Un controlador biológico debe ser activado bajo las mismás condiciones ambientales que el patógeno, ser compatible con otros biocontroladores y además tener la capacidad de colonizar el sector de la planta o el suelo donde se esta aplicando. Un ejemplo de microorganismos que reunen estas características son

hongos del género Trichoderma , el cual se instala desplazando hongos patógenos que habitan el suelo (Agrios, 1997). Este género contituye un buen microorganismo antagónista reduciendo la cantidad de inóculo del patógeno. El micelio y las esporas de resistencia (oosporas , esclerocios) de varios hongos fitopatógenos del suelo como Pythium, Rhizoctonia, son invadidos y parasitados o bien lisados por otros hongos, que por regla general no son fitopatogenos. Entre los microparasitos más comunes destaca Trichoderma harzianum, que se ha demostrado

parasita el micelio de

Rhizoctonia, y Sclerotium, inhibe el crecimiento de otros como Pythium y Fusarium, y reduce la magnitud de las enfermedades causadas por la mayoría de estos patógenos (Agrios, 1997).

Los mecanismos por los cuales los microorganismos antagónicos afectan a las poblaciones de patógenos, generalmente se resumen en cuatro:

1. Parasitismo directo y muerte del patógeno.

2. Competencia con el patógeno por el alimento (nutrientes)

3. Efectos tóxicos directos sobre el patógeno por medio de sustancias antibióticas liberadas por el antagonista

4. Efectos tóxicos indirectos sobre el patógeno por medio de sustancias volátiles liberadas por el antagonista.

Muchos de los microorganismos antagónicos mencionados anteriormente existen de forma natural en los suelos, independiente de la actividad humana. Sin embargo, el hombre hace intentos por introducirlos con poblaciones nuevas y más prolíficas de antagonistas (Agrios, 1997).

2.6

Trichoderma spp.

Trichoderma es un género ampliamente estudiado en todo el mundo desde hace 70 años. Sus

propiedades de controlador biológico, son reconocidas sobre

múltiples patógenos de las plantas (Cook y Baker, 1989; Campbell, 1989; Boland y Kuykendall, 1998). Por consiguiente se ha producido un desarrollo tecnológico en torno ha este género, proliferando un gran numero de formulaciones comerciales en el mercado de insumos agrícolas, siendo 3Tac una de estas formulaciones.

Trichoderma tiene la característica de poder controlar tanto patógenos del suelo como foliares lo que lo hace una buena alternativa en el control de enfermedades en las plantas y una alternativa al control químico. Tiene requerimientos nutricionales mínimos y crecen rápidamente con abundante esporulación (Evaleigh, 1985). Suelos con humedad , pH más bien ácidos y una fuerte disponibilidad de sustratos (materia orgánica con actividad microbiológica) son una fuente ideal de establecimiento (Cook y Baker,1989). En cuanto a las temperaturas óptimás de crecimiento saprofito sobre los sustratos están dentro del rango de los 15 y 21 °C. Este hongo presenta un rápido crecimiento, ya sea en la superficie de las hojas, tallos e inclusive en las raíces. Su aplicación dependiendo de la formulación puede ser aplicada de manera convencional ya sea en la siembra en la aporca o en inoculaciones en la semilla.

2.6.1 Morfología y taxonomía

Thichoderma es un hongo perteneciente a los Deuteromycetes, familia Moniliales. Es un hongo cosmopolita (Harman,2003)

Pertenece al orden Hyphomycetes, cuyo estado sexual o teleomorfo correspondería a un hongo ascomytina productor de peritecios (Alexopolus , 1996). Es un hongo imperfecto, sin embargo Baltsville, Chavarri y Samuels lograron identificar el estado sexual o teleomorfo del hongo T. harzianum como Hyprocrea peronoidea confirmado por un análisis de la secuencia de ADN (USDA,1996). Su estructura de esporulación son conidios, y su estructura de resistencia, clamidosporas; siendo estas similares a las de otros hongos formadores de las mismás estructuras y de tamaño 5 a 10 veces más grandes que los conidios, por sus grandes reservas de lípidos (Cohen , 1983). Son intercalares o terminales, de forma cilíndrica a globosa (Wildham, 1986), y representan la forma de propagación más efectiva (Bautista y Acevedo, 1993). Por otra parte, posee conidias suaves, verdes, subglobosas a cortas ovoides de 2,4 a 3,2 x 2,2 a 2,8 m. Sus colonias son de rápido crecimiento, con micelio compacto y de coloración blanco a verde (Cook y Baker, 1989). Los cultivos en placas toman un color

verde brillante debido a los conglomerados de conidios que se forman en las hifas (Velásquez y Pineda, 1995).

Fig. 1: Colonias de Trichoderma harzianum strain T-22 (KRL-AG2) creciendo en PDA. Las areas blancas no contienen esporas, las areas verdes están cubiertas con densas areas de esporas (conidias). (E. Harman, Cornell University, 2000)

2.6.2 Mecanismos de Acción

Los mecanismos de acción de Trichoderma son: micoparasitismo, competencia por los nutrientes en el exudado de semillas y/o antibiosis (Cornell University, 1998; Lifshits, 1986; Harman, 1981). Estos últimos autores sugieren que el micro parasitismo es el principal mecanismo de acción de Trichoderma. Este agente biocontrolador envuelve el hongo a atacar y penetra sus células causándole un daño extensivo (Elad, 1983) al producir: 

Alteración de la pared celular, incluyendo la degradación de ésta.



Retracción de la membrana plasmática de la pared.



Desorganización del citoplasma .

También actúa sobre la replicación celular al inhibir la germinación de esporas y la elongación del tubo germinativo (Lorito et al., 1993). Además se sabe que algunas

razas de Trichoderma son capaces de producir antibióticos, especialmente a pH bajo. La producción de las enzimás quitinasa y -(1-3)-gluconasa, se ha observado al actuar sobre R. solani y S. rolfsii, degradando sus hifas (Cook y Baker, 1989).

Este biocontrolador es un habitante común del suelo, y ha sido reportado como un

eficiente

micoparasito

de,

Phytium

,

Phytophtora,

Rhizoctonia

solani,

Chondrostereum purpureum, Sclerotium rolfsii y Heterobasidion annossum (Cook y Baker, 1989)

A modo de ejemplo se puede explicar la relación de Trichoderma spp. con Rhizoctonia solani. Benhamou y Chet (1993), afirman que los daños comienzan a observarse cuando ambos hongos entran en contacto, reiterando que el mecanismo de acción es el micoparasitismo y no la antibiosis, como había sido señalado por otros autores. Sin embargo, Lo, (1998), señalan que en la relación Trichoderma Rhizoctonia se generan 2 tipos de interacción. Una reacción Tipo I, en donde las hifas del patógeno se aprecian dañadas, necroticas y aparentemente vacías, indicando que la producción de toxinas representa un papel importante en el control del patógeno. Estos daños podrían deberse a enzimás extracelulares y a antibióticos solubles y volátiles liberados por Trichoderma spp. en la reacción Tipo II, se observa el enrollamiento de Trichoderma sobre Rhizoctonia, típico en microparasitismo. Este seria menos frecuente que la reacción Tipo I (Lo, 1998).

Fig. 2 : Micoparasitismo de Trichoderma sobre el patógeno (Pythium). Trichoderma fue teñido con un compuesto anaranjado y el patógeno con un compuesto verde. (Hubbard et al., 1983)

2.6.3 Relación de Trichoderma con la planta.

Trichoderma es un hongo que se puede encontrar tanto fuera como dentro de la rizosfera (Beagle-Ristaino, 1985 y Papavizas, 1981). Es en esta última donde puede colonizar y proteger las raices de las plantas (Lorito et al., 1993). Varios autores han señalado el incremento en peso de las plantulas que se desarrollan en presencia de este hongo.

La estimulación del crecimiento de raices por efecto de la presencia de Trichoderma, fue reportada por Björkman en 1995. En experimentos de invernadero, 21 días después de plantación, el peso de raices era 50% mayor en las plantas tratadas con el biocontrolador y la exploración del suelo fue 40% mayor. El mecanismo de acción no ha sido identificado, pero el hongo es capáz de acidificar la rizosfera en aproximadamente 0.1 unidades de pH, lo que podría causar un crecimiento mayor debido a una mejor absorción, de iones (Björkman et al., 1995). Aparentemente Trichoderma secuestra Fósforo soluble en el micelio, y además, es capáz de crecer a lo largo de las raices durante su elongación, colonizando axial todo el sistema radical (Sivan y Chet, 1989). A medida que el micelio se va degradando con la edad, el fósforo queda disponible para las plantas. De forma interesante, los patógenos Pythium y Rhizoctonia son incapaces de solubilizar fosfato, dándole una alta eficiencia a Trichoderma en el control de enfermedades. Altomare et al., (1996) sugieren que la promoción del desarrollo se deba a que Trichoderma tiene la capacidad de solubilizar el manganeso sin importar el pH del medio ni la disponibilidad del nutriente. Este microelemento es requerido para varias funciones fisiológicas de las plantas, jugando un papel importante en el crecimiento y la resistencia a enfermedades.

Los beneficios que recibe Trichoderma por estar asociado a las raices de las plantas no han sido estudiados, pero al remitirnos a las necesidades del hongo en el suelo, como son, una buena aireación, humedad, pH (Cook y Baker, 1989), carbono orgánico (Eastburn y Butler, 1988), estos son usualmente favorecidos por la presencia de raices (Cook, 1983).

3. MATERIALES Y METODOS

3.1 Ubicación del ensayo

El ensayo se llevó a cabo en el campo de investigación de la empresa Acre Seed Ltd. ubicado en el sector llamado

Bajo Los Rocos , Cruce Sanatorio a 10

minutos de San Clemente. El periodo de evaluaciones se desarrolló desde diciembre de 2005 a marzo de 2006. La temperatura mínima se registró en el mes de marzo y fue de 2 °C y la máxima se registró en el mes de enero de 32.5 °C.

Del campo se tomaron muestras de suelo en forma previa para confirmar la presencia de Fusarium.

3.2 Material vegetal

Se utilizó semilla parental de maíz dulce la cual ha presentado alta susceptibilidad a la infección del hongo Fusarium spp. en temporadas anteriores, La semilla fue proporcionada por la empresa Acre Seed ltd., y se encontraba tratada con los productos Crusier (Thiametoxam, insecticida) y Force (Teflutrina, insecticida) (AFIPA, 2003)

3.3 Controlador Biológico 3Tac ( según descripción de la empresa)

Biofungicida, compuesto por tres especies de Trichodermas que cohabitan activamente.(T. harzianum, T. viride, T. longibrachiatum)

Las necesidades y características del producto son :

• Biomása activa al momento de ser usada. • Acción certera sobre hongos fitopatógenos radiculares, medulares y foliares.

• Efectiva respuesta frente a “pudrición ácida”. • Establece una relación simbiótica con la planta, liberando en forma controlada citoquininas • No mancha, no deja olor ni sabor. • Exento de tolerancia EPA – USA • Por su formulación orgánica no tiene carencias ni restricciones de ingreso a los huertos tratados. No afecta a los artrópodos útiles como abejas y chinitas. • Fungicida de acción sistemica. Está comprobado que además de controlar los hongos fitopatógenos, libera al suelo cantidades importantes de Ácido Giberélico, con lo que permite obtener una mayor mása radicular para enfrentar indirectamente a los ataques de nematodos. Además 3Tac puede ser usado tanto en campo como en invernadero

3.4 Obtención e identificación de Fusarium sp

Las muestras de suelo y de cultivo se tomaron el 4 de noviembre del año 2005 del campo de investigación cruce a Sanatorio, el cual el año anterior fue sembrado con maíz. Los rastrojos presentaban síntomás característicos de Fusarium sp. Y a partir de estas muestras se aisló el hongo en medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA).

De acuerdo a Agrios (1996), con el fin de comprobar la identidad del patógeno, se realizó una observación al microscopio de la morfología del micelio y de las esporas desarrolladas (macro y microconidias) en las colonias obtenidas. Con este propósito se colocó sobre un portaobjeto, parte del micelio, el que fue suspendido en agua destilada, situando un cubre objeto sobre la muestra preparada, observándose en el microscopio las estructuras antes mencionadas.

Una vez comprobado que la morfología observada correspondía a Fusarium sp., se procedió a la obtención de cultivos puros. Para tal fin el patógeno fue replicado y multiplicado en placas petri en medio de cultivo PDA.

3.5 Pruebas de patogenicidad

Con el propósito de comprobar si el hongo aislado presenta patogenicidad y las plantas susceptibilidad, se sembraron 40 plantas de maíz dulce , en una bandeja de germinación.

El inóculo se obtuvo desde una placa petri, sacando con un asa trozos de micelio, los que se diluyeron en un matraz con agua destilada estéril, agitándose por un periodo de una hora para lograr el desprendimiento de las esporas del hongo. Además, se agregó Tween 20 (0.1%), a la suspensión , para separar las conidias y poder efectuar el conteo de éstas. Luego se colocó una gota de suspensión sobre un portaobjetos y se observó al microscopio la presencia de conidias.

La concentración de conidias a inocular se estimó usando una cámara Neubahuer, para lo cual se empleó la siguiente fórmula:

Partículas / μl =

Partículas contadas

Profundidad cámara de dilución * Dilución* Superficie contada

Donde :

Profundidad de cámara = 0,100 mm Dilución

=1

Superficie contada

= 0,0025 mm2

Partículas / μl

= conidias por microlitros (c/ μl)

Luego de ésto se aplicaron, con una jeringa estéril, 10ml por planta del inóculo, ajustado a una concentración de 106 conidias por ml1, sobre una herida hecha con bisturí, a 1 centímetro por encima del cuello de la planta. Luego éstas se expusieron a la temperatura ambiente y luminosidad para permitir la fotosíntesis y la posterior absorción de agua y el transporte de las conidias.

A los 10 días se observaron los síntomás

de Fusarium en las plantas

inoculadas y un crecimiento normal en las utilizadas como testigo (40 plantas) en las que al igual que las inoculadas se realizó un corte por encima del cuello.

3.6 Descripción del ensayo

La semilla fue separada en sobres individuales (35 semillas por sobre, 72 sobres

en

total),

siendo

tratadas

solo

en

los

tratamientos

y

repeticiones

correspondientes, el resto de las aplicaciones fueron relizadas en terreno posterior a la siembra.

Las aplicaciones al suelo fueron realizadas en el momento previo de la siembra incorporadolo al suelo mediante motocultivador.

Las aplicaciones al momento de la aporca se realizaron mediante bomba de espalda manual direccionada al cuello de la planta.

El tratamiento de inoculación fue de 100 gramos de 3Tac por 15 litros de agua para los tres casos. Esta es la dosis utilizada por la empresa en forma comercial. La diferencia de aplicación solo ocurrió en el caso de inocular los sobres, la cual fue realizada mediante jeringa.

La inoculación del patógeno en el suelo no fue necesaria debido a su presencia natural determinada en el punto 3.4.

El ensayo consideró 8 tratamientos

Cuadro 3.1 Tratamientos del ensayo. Detalle de las inoculaciones y concentraciones de 3Tac. Inoculación a la

Aplicación al

Aplicación a la

Dosis por aplicación

semilla

suelo

aporca

De 3Tac

(se)

(su)

(ap)

grs./15ltrs agua

T1

SI

NO

NO

100

T2

NO

SI

NO

100

T3

NO

NO

SI

100

T4

SI

SI

NO

100

T5

SI

NO

SI

100

T6

NO

SI

SI

100

T7

SI

SI

SI

100

T8

NO

NO

NO

0

Tratamiento

3.7 Análisis de semillas en laboratorio

Después de haber sido sembrado el ensayo se enviaron al laboratorio de la empresa Avance Biotechnologies para ser analizados dos sobres con la tabulación de 73 y 79 (Fig. 3 y 4) los cuales se encontraban sin inoculación y con inoculación de Trichoderma (3Tac) respectivamente. En laboratorio se realizaron los siguientes análisis según informe emitido por la empresa:

Figura. 3 y 4. Vista general de dos sobres con semillas inoculadas (73) y sin inocular (79) muestras analisadas en laboratorio.

Preparaciones para microscopía, (sin tinción).

Se escogieron al azar tres semillas de ambas muestras y se sembraron en medios de cultivos polivalentes para el desarrollo de hongos y levaduras (PDA). Las placas fueron incubadas por 4 días a temperatura ambiente.

Se escogieron al azar semillas de ambas muestras y fueron incubadas sobre algodón húmedo al interior de una placa petri para visualizar viabilidad (germinación). Los análisis se realizaron siguiendo los criterios establecidos por protocolo de muestras laboratorio Avance Biotechnologies.

3.8 Evaluaciones

Durante el transcurso del ensayo se realizaron evaluaciones de incidencia y severidad de la enfermedad sobre las plantas de maíz, para lo que se realizaron dos mediciones: siete dias después de la emergencia , y fisiológica. La incidencia de la enfermedad se midió

al momento de madurez

en (%) utilizando la formula

empleada por Ogawa (1986).

Incidencia (I) = Nº de individuos afectados * 100 Total de individuos por hilera

Para determinar la severidad de la enfermedad sobre las plantas, se utilizo la escala que a continuación se detalla

0 = Sin marchitez

(

0%

)

1 = Marchites leve

( 1 - 25%)

2 = Marchites moderada

(26 – 50%)

3 = Marchites severa

(> a 50%)

3.9 Diseño experimental

El ensayo se planteó utilizando un diseño estadístico completamente al azar (DCA), con 8 tratamientos y tres repeticiones por tratamiento. Cada

unidad

experimental estaba constituida por 35 plantas de maíz.

Los datos obtenidos fueron sometidos a un análisis de varianza, y en el caso en que existieran diferencias significativas se utilizó la prueba de separación de medias Duncan, con un nivel de significancia de un 95%, en el programa estadistico statgraphics Plus 5.1.

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1 Identificación del hongo Fusarium

Para identificar el patógeno se consideraron tanto características de coloración del micelio como morfológicas de las conidias. Así el color de las colonias en PDA fue cambiando a medida que el cultivo envejecía. De esta forma, cultivos jóvenes presentaron una tonalidad rosada pálida, mientras aquellos más envejecidos mostraron una coloración púrpura. En relación a la forma de las conidias encontradas en el medio de cultivo PDA, se observaron algunos con forma de medialuna constituidas por tres a cinco células y otras redondas formadas por una o dos células. Estos corresponden a las macroconidias y microconidias del hongo, respectivamente, según lo descrito por Agrios (1996).

4.2 Pruebas de patogenicidad

Luego de haber transcurrido 7 días desde la inoculación de las plantas de maíz con el hongo aislado de las muestras de suelo, se observaron los primeros síntomás asociados a Fusarium en 10 de las 40 plantas incluidas en la prueba de inoculación.

El resto de las plantas manifestaron los síntomás posteriormente, según se presenta en el siguiente cuadro.

Cuadro 4.1 Resultados de la prueba de patogenicidad efectuado en plantas de maíz, inoculada con Fusarium. Aislado de muestras de suelo del sector bajo los rocos , camino Sanatorio. San Clemente. Días después

Nº de plantas

de inoculación

enfermás

7

10

25

14

15

37,5

21

25

62,5

28

40

100

Incidencia (%)

La sintomatología presentada se evidenció inicialmente como una marchitez de las hojas jóvenes, la cual se hizo más severa a medida que pasaban los días. No se presentó clorosis en las hojas, sino que éstas se necrosaron y se mantuvieron sujetas al tallo. El marchitamiento y necrosis finalmente comprometió la totalidad de las hojas. Adicional a esto se produjo una muerte de la planta.

Las plantas inoculadas presentaron en su totalidad los síntomás descritos anteriormente observandose, al cabo de 4 semanas de la inoculación 100 % de incidencia.

Una vez terminado el test de patogenicidad se procedió al aislamiento del patógeno que produjo los síntomás en las plantas, el cual fue el mismo patógeno inoculado inicialmente, Fusarium sp. la inoculación se realizo en PDA al igual que en las veces anteriores cumpliendo con los postulados de Koch. Al observar las colonias desarrollandose bajo microscopio se comprobó de acuerdo a las caracteristicas de las esporas que estos correspondian al patogeno inoculado.

Las plantas que no se inocularon y en los que se realizaron cortes en los tallos no presentaron síntomás, es decir no fueron afectadas por ningún patógeno y el hecho de realizar un corte no fue causal de marchitez.

4.3 Evaluaciones de 3Tac en el control de Fusarium en una línea parental de maíz dulce.

4.3.1 Altura final de plantas Se detectaron diferencias significativas (p ≤ 0.05) entre

las medias de los

distintos tratamientos. Las alturas más altas las presentaron los tratamientos 7 (con inoculaciones en la semilla, al suelo, y en la aporca) y 6 (con inoculaciones al suelo y la aporca) con valores de 93,4 cm. y 89,92 cm., respectivamente. El tratamiento 8 (testigo) presentó la media más baja 39,41cm (Fig 12). Y diferencias significativas con los tratamientos, 1, 4, 5, 6 y 7. En el caso del tratamiento 7 este presentaba una cantidad de inóculo de 3Tac suficiente para cubrir toda la temporada de crecimiento del maiz, especialmente las etapas donde se realizan labores culturales que dañan las raices y facilitan el ingreso de los patogenos a la planta como lo es Fusarium.

Los tratamientos 1, 4 y 5 también presentaron diferencias con el testigo, lo que implica que las aplicaciones de 3Tac en ellos tambien tuvo efectos estadísticamente significativos sobre la altura de las plantas de maiz dulce. Esto confirma lo señalado por Wildman et al.,(1986) el cual señala que Trichoderma harzianum (una de las tre cepas que contiene el biocontrolador) podria incrementar el crecimiento de las plantas 1

por medio de un factor regulador del crecimiento, el cual aumentaria la tasa de germinación de semillas y el peso seco de plantas.

Altura en Centimetros

Altura de Plantas 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0

a

a

ba b

b cb

cb c

1

2

3

4

5

6

7

Altura de Plantas

8

Tratamientos

Figura.4.1 Altura de plantas de maìz dulce parental tratadas con 3Tac. San Clemente temporada 2005/2006 1

Tratamientos con la misma letra no difieren estadísticamente entre si según analisis utilizado (Duncan) (p ≤ 0.05)

T1: inoculación de semilla antes de la siembra con , T2: aplicación al suelo previo a la siembra (incorporado al suelo) T3: aplicación al momento de la aporca, T4 inoculacion de semilla + aplicación al suelo, T5: inoculación de semilla + aplicación al momento de la aporca, T6: aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T7: inoculación de semilla + aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T8: testigo (sin aplicaciones)

4.3.2 Peso Seco

El analisis de andeva del peso

seco de las plantas arrojo diferencias

significativas (p ≤ 0.05) entre el tratamiento 7 (con inoculación de semillas, aplicación al suelo y en la aporca) y los restantes tratamientos. Las mayores diferencias se observaron con el tratamiento 8 (testigo).

Las diferencias de peso pueden ser explicadas por el efecto; de mejoramiento en la capacidad exploratoria de las raices en presencia de Trichoderma estudiado por Björkman en 1995. Asi estos son capaces de obtener nutrientes desde una mayor porcion de suelo que las plantas no inoculadas. En el caso de las diferencias estadisticas entre el tratamiento numero 3 y 7 estos se pueden explicar ya que al

momento de la aplicación de 3Tac en la aporca, existia una infeccion temprana por parte de Fusarium sp. Y por ende plantas en las que se realizo solo aplicación del antagonista en el momento de esta labor

presentaban una

baja capacidad de

recuperacion.

Los valores observados en el tratamiento 7 , según

Agudelo et al.,(2001),

señala que existen algunos estudios preliminares en estimulacion de crecimiento sobre plantas de frejol, en donde aislamientos seleccionados de Trichoderma spp. incrementaron la germinación y llevaron a un aumento en la altura de las plantas cercano a un 80 % y a ganancias en peso de aproximadamente de 60%.

Peso de Plantas en Gramos 160 a

1

140

Peso en Gramos

120 b 100

cb

2 cb

cb

cb

80

c 60 d

40 20 0 1

2

3

4

5

Tratamientos

6

7

8

Peso de Plantas en Gramos

Figura 4.2 Peso de plantas de maìz dulce parental tratadas con 3Tac. San Clemente temporada 2005/2006 Tratamientos con la misma letra no difieren estadísticamente entre si según analisis utilizado (Duncan) (p ≤ 0.05) T1: inoculación de semilla antes de la siembra con , T2: aplicación al suelo previo a la siembra (incorporado al suelo) T3: aplicación al momento de la aporca, T4 inoculacion de semilla + aplicación al suelo, T5: inoculación de semilla + aplicación al momento de la aporca, T6: aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T7: inoculación de semilla + aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T8: testigo (sin aplicaciones)

4.3.3 Peso de mazorcas

El peso de mazorcas tambien presento resultados estadísticamente diferentes entre los distintos tratamientos. El Testigo donde este presento una media de 21,84 gramos. Y los tratamientos numero 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, los cuales no presentaron diferencias estadísticamente significativas entre si.

Las plantas afectadas con Fusarium, presentan una marchitez bastante caracteristica y disminución del area foliar. Al encontrarce bajo condiciones de estrés la acumulación en las mazorcas de fotoasimilados se ve reducida pr efecto del ataque del hongo en los haces vasculares y por consiguiente esto puede explicar los bajos valores de peso de mazorcas, particularmente en el tratamiento testigo.

Peso Mazorcas en Gramos 60 a

Peso Mazorcas en Gramos

50

a

a a

40

a

1

a

ba

30 b

2

20

10

0 1

2

3

4

5

Tratamientos

Figura . 4.3 Peso de mazorcas de maìz

6

7

8

Peso Mazorcas en Gramos

dulce parental tratadas con 3Tac. San

Clemente temporada 2005/2006 Tratamientos con la misma letra no difieren estadísticamente entre si según analisis utilizado (Duncan) (p ≤ 0.05) T1: inoculación de semilla antes de la siembra con , T2: aplicación al suelo previo a la siembra (incorporado al suelo) T3: aplicación al momento de la aporca, T4 inoculacion de semilla + aplicación al suelo, T5: inoculación de semilla + aplicación al momento de la aporca, T6: aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T7: inoculación de semilla + aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T8: testigo (sin aplicaciones)

4.3.4 Severidad de la enfermedad siete dias después de emergidas las plantas de maiz.

En la primera evaluacion a los 7 dias después de emergidas las plantas (7dde), solo 4 de los tratamientos fueron evaluados, debido a que en los restantes aún no se realizaban las aplicaciones del biocontrolador

en su totalidad o bien aun no se

aplicaba.

Todos los tratamientos evaluados en esta fecha, mostraron plantas afectadas con Fusarium (Cuadro 4.2). El tratamiento 4 presentó diferencias significativas con los tratamientos 1, 2, y 8, en cuanto al porcentaje de plantas, evidenciando una mayor cantidad de individuales con indice de severidad 0.

En el caso del indice de severidad 2 (marchitez moderada) para esta primera evaluacion no se observan diferencias significativas entre los tratamientos. Por otra parte para el índice de severidad 3 los tratamientos con aplicación del antagonista difieren del testigo, lo que indica que Trichoderma permitió reducir el porcentaje de plantas con un mayor grado de infeccion.

Cuadro 4.2 Nivel de severidad de fusariosis en plantas de maiz dulce (parental) tratadas con Trichoderma (3Tac) evaluadas a los siete dias después de emergidas evaluacion temporada 2005/2006 , San Clemente. Grados de Severidad Tratamientos

0

1

2

3

1

6,33 b

36,99 a

31,76

24,90 b

2

8,37 b

14,37 c

45,15

32,10 b

4

29,33 a

26,47 b

29,36

14,83 cb

8

1,23 c

0,0 d

47,28

51,48 a

Tratamientos con la misma letra no difieren estadísticamente entre si según analisis utilizado (Duncan) (p ≤ 0.05) Nomenclatura; se: inoculación de la semilla; su: aplicación al suelo; ap: aplicación al momento de la aporca al cuello de la planta. T1: inoculación de semilla antes de la siembra con , T2: aplicación al suelo previo a la siembra (incorporado al suelo) T3: aplicación al momento de la aporca, T4 inoculacion de semilla + aplicación al suelo, T5: inoculación de semilla + aplicación al momento de la aporca, T6: aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T7: inoculación de semilla + aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T8: testigo (sin aplicaciones)

4.3.5

Severidad de la enfermedad en madurez fisiologica.

En la segunda evaluacion en madurez fisiologica

las medias de indice de

severidad 0 arrojaron diferencias estadísticamente significativas entre los tratamientos, siendo el 7 (inoculación de semilla + aplicación al suelo + aplicación en la aporca) el que presentó los mayores porcentajes de plantas sanas en esta etapa del cultivo. La madurez fisilogica se alcanza aproximadamente 15 a 23 dias después de emergida la seda, dependiendo de la variedad.

El tratamiento 6 (aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca), fue el segundo mejor evaluado con un 38,26 % de las plantas sanas.

El testigo, no presento plantas sanas al momento de la medicion; lo que en resumen confirma que el biocontrolador 3Tac tuvo efecto sobre el control de Fusarium en las plantas sembradas en el ensayo.

Los tratamientos 4 (inoculación de la semilla

+ aplicación al suelo) y 5

(inoculación de semilla + aplicación al momento de la aporca), no presentaron diferencias estadisticas entre si, esto se puede explicar por la presencia del biocontrolador 3Tac y su posible buen establecimiento en la rizosfera de la planta.

Inicialmente los tratamiento 1, 2, 3 no presentaron diferencias significativas con el testigo para este nivel de severidad.

En la escala de severidad 1 los tratamientos presentaron muy poca variabilidad, diferenciandoce estadísticamente los tratamientos 1, 5, 6, 7, del los tratamientos 2 y 3. Todos ellos a su vez fueron estadísticamente distintos del testigo.

Para el nivel de severidad 2 , solo los tratamientos 6 y 7 se diferenciaron significativamente de los tratamientos 2 y 3, pero no asi del testigo. El tratamiento con la media más baja fue el numero siete alcanzando solo un 11,6 % de las plantas con severidad 2 o marchitez moderada.

Para el ultimo valor de la escala, los tratamientos 1, 2, 3, 4, 5, no presentaron diferencias significativas entre si. Los tratamientos 2 y 3, presentaron diferencias

estadisticas con el 6 y 7 y con el testigo. Los tratamientos 7 y 6 presentaron los más bajos porcentajes de plantas severamente infectadas por el patogeno Fusarium.

Cuadro 4.3 Nivel de severidad de fusariosis en plantas de maiz dulce (parental) tratadas con Trichoderma (3Tac) evaluadas en madures fisiologica evaluacion temporada 2005/2006 , San Clemente. Grados de Severidad Tratamientos

0

1

2

3

1

3,02 d

38,78 a

33,28 ba

24,90 cb

2

2,61 d

17,56 b

45,15 a

34,67 b

3

0,0 d

18,51 b

51,12 a

30,36 b

4

22,86 c

29,33 ba

31,08 ba

16,72 cb

5

18,56 c

32,54 a

34,26 ba

14,63 cb

6

38,26 b

36,85 a

19,30 b

5,55 c

7

46,54 a

38,92 a

11,60 b

4,01 c

8

0,0 d

0,0 c

30,43 ba

69,57 a

Tratamientos con la misma letra no difieren estadísticamente entre si según analisis utilizado (Duncan) (p ≤ 0.05) Nomenclatura; se: inoculación de la semilla; su: aplicación al suelo; ap: aplicación al momento de la aporca al cuello de la planta. T1: inoculación de semilla antes de la siembra con , T2: aplicación al suelo previo a la siembra (incorporado al suelo) T3: aplicación al momento de la aporca, T4 inoculacion de semilla + aplicación al suelo, T5: inoculación de semilla + aplicación al momento de la aporca, T6: aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T7: inoculación de semilla + aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca, T8: testigo (sin aplicaciones)

4.4 Incidencia de Fusarium.

La incidencia al igual que la severidad fue medida a los 7 dias después de emergidas las plantas solo en los tratamientos 1, 2, 4, y 8, debido a que los tratamientos restantes no se habian inoculado o tratado con el antagonista.

Entre los tratamientos 1 y 2 no existieron diferencias significativas, y ambos

presentaron una alta incidencia de fusariosis , no presentaron

diferencias con el testigo.

El tratamiento 4 (inoculación de semilla + aplicación al suelo) presento los valores más bajos en incidencia para esta primera evaluacion con un valor de 70,67 %.

En la segunda evaluacion, madurez fisiologica, los tratamientos 1,2 y 3 presentaron altos valores de incidencia

no presentando diferencias

estadísticamente entre ellos. Cabe destacar que los tratamientos 1, 2 mantuvieron los valores de incidencia de la primera evaluacion (Fig. 4.4). En el caso del tratamiento 3, este no fue evaluado a los 7 dias después de emergidas las plantas.

En el caso especifico del tratamiento numero 4, se observa un leve incremento en la incidencia con respecto a la primera epoca de evaluacion.

Los tratamientos mejor evaluados estadísticamente fueron el 6 y 7, los que presentaron diferencias significativas entre si y con el resto de los tratamientos. El tratamiento 7 presento una media de 53,46 % de plantas enfermás.

El tratamiento 8 como se ha observado en el resto de las evaluaciones presento un 100 porciento de incidencia en distintos grados de severidad lo que confirma la presencia y patogenicidad de Fusarium. aislado del campo.

Cook y Baker (1983) señalaron que el periodo entre establecimiento del patógeno y su posterior esporulacion, correspondian a la etapa más vulnerable para que este sea desplazado por el antagonista , en este caso 3tac, además se indica con los resultados obtenidos que al aplicar el antagonista cuando los propágulos de Fusarium. Se encuentran en formación o antes de ser diseminados, se lograria un control más eficiente de estos ultimos , devido a que el controlador biologico

alcanza una mejor y mayor concentración de

inóculo cuando aun el patogeno no ha alcanzado a desarrollarce o establecerce.

100

T1

T2

a

a

T8

T1

a

a

T2 a

T3 a

a T4

80 T4

Incidencia (%)

T8

b

T5 T1 T2

b T6

b 60

c

T7 d

40

T3 T4 T5 T6 T7 T8

20 T3

T5

T6

T7

0 7 Dias Despues de Emergidas

Madurez Fisiologica

Epocas de Evaluación

Figura 4.4 Incidencia de Fusarium sp. En plantas parentales de maìz dulce, tratadas con Trichoderma (3Tac), en dos epocas de evaluación (7 dias después de emergidas y madurez fisiologica) temporada 2005/2006, San Clemente Tratamientos con la misma letra no difieren estadísticamente entre si según analisis utilizado (Duncan) (p ≤ 0.05) T1: inoculación de semilla antes de la siembra. T2: aplicación al suelo previo a la siembra (incorporado al suelo). T3: aplicación al momento de la aporca. T4 inoculacion de semilla + aplicación al suelo. T5: inoculación de semilla + aplicación al momento de la aporca. T6: aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca. T7: inoculación de semilla + aplicación al suelo + aplicación al momento de la aporca. T8: testigo (sin aplicaciones).

5 CONCLUSIONES 

El biocontrolador presentó capacidad de disminuir la severidad de Fusariosis sobre plantas de maiz dulce parental (Zea mays var. Rugosa) presentando los porcentajes más bajos el tratamiento número siete, el cual presentó aplicaciones de 3Tac (Trichoderma spp) en todas las etapas del cultivo evaluadas.



La insidencia fue menor en los tratamientos donde se realizaron al menos dos aplicaciones durante el periodo de crecimiento, lo que confirma que el controlador biológico nesecita ser reinoculado para presentar mejor control, en este caso, sobre Fusariosis.



El testigo presentó los valores de incidencia mas altos en los dos periodos de evaluación , al igual que la severidad donde alcanzó los valores mas altos en porcentaje en los dos últimos niveles (2,3) siendo los que presentaban la marchitez mas alta.



En las evaluaciones de altura y peso seco , se obtuvieron los mejores valores en el tratamiento numero siete , en contraste con el testigo.



Las combinaciones de aplicaciones presentaron en todo el ensayo los mejores resultados.

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