RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM 299Y PROJECT DESCRIPTIONS SUMMER

Project Code:  MGY 1S  RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER      Name and Title:     Dr. Gabrielle Boulianne  De...
1 downloads 0 Views 193KB Size
Project Code:  MGY 1S 

RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER      Name and Title:     Dr. Gabrielle Boulianne  Department:        Molecular Genetics    TITLE OF RESEARCH PROJECT: Generation of Transgenic Drosophila Models of Human Neurodegenerative  Diseases    NUMBER OF STUDENT PLACES AVAILABLE:   1    OBJECTIVES AND METHODOLOGY:    The project goal is to create models of human neurodegenerative diseases for use in drug discovery.  Disease  models will include Alzhimer’s, Parkinson’s, Huntington’s diseases, and ALS.  The genetic model system will be  Drosophila melanogaster (fruit fly).  To generate the models, strains with human disease genes will be crossed  with stains that carry fluorescent markers of neurons.  Survival of strains will be recorded, along with signs of  degeneration.    In  stocks  showing  potential  as  disease  models  for  drug  discovery,  verification  of  human  transgenes will be conducted using polymerase chain reaction (PCR) and automated DNA sequencing.       DESCRIPTION OF STUDENT PARTICIPATION:    The  student  will  conduct  genetic  crosses  of  Drosophila  and  record  crossing  schemes  in  laboratory  notes.    The  student  will  compare  the  longevity  of  disease  and  wild  type  control  strains,  and  record  the  results  in  a  spreadsheet.    For  validation  of  strain  transgenes,  the  student  will  perform  DNA  purification  and  PCR  preparations, which are basic molecular biology techniques.  This project will require 4 hours of laboratory work  per  day,  5  days  per  week  for  the  summer  session.    Laboratory  work  will  occur  in  the  mornings.    From  this  project,  the  student  will  learn  to  record  laboratory  notes,  conduct  basic  Drosophila  husbandry,  understand  Mendelian genetics, and gain practical experience in molecular biology methods including DNA purification and  PCR.    MARKING SCHEME (assignments with weight and due date):  Progress report 15%   (June 30)  Final report 20%   (August 20)  Oral presentation 15%   (schedules for June – July)  Quality of lab book 20%   (on‐going, evaluated Aug 20)  Quality of work 30%   (on‐going) 

Project Code: MGY 2S 

RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER    Name and Title:    Amy A. Caudy, Assistant Professor  Department:        Molecular Genetics                       TITLE OF RESEARCH PROJECT: Metabolomic Characterization of Novel Enzyme Pathways.     NUMBER OF STUDENT PLACES AVAILABLE:  1    OBJECTIVES AND METHODOLOGY:  Every cell on earth processes nutrients to release energy and form the chemical compounds needed for cellular  maintenance and growth. The study of metabolism, how cells transform nutrients and produce energy, reaches  back  hundreds  of  years  but  is  now  undergoing  a  revolution  due  to  the  availability  of  new  methods.  Recent  advances  in  analytical  chemistry,  particularly  in  small  molecule  mass  spectrometry  and  2D  NMR  (nuclear  magnetic resonance) have demonstrated a far more complex small‐molecule landscape than can be accounted  for by current maps and models.     Our  group  uses  mass  spectrometry  to  identify  and  quantitate  the  chemicals.  Our  group  is  working  to  identify  previously  unknown  metabolic  pathways  within  cells  by  using  mass  spectrometry  to  measure  the  changes  in  intracellular metabolites that result from the deletion of previously uncharacterized enzymes.     There are two tremendous gaps in our understanding of metabolism. First, there are many chemical reactions  that  are  known  to  occur  as  cells  break  down  nutrients,  yet  we  do  not  know  the  genes  that  enable  these  reactions. Second, recent technological advances in mass spectrometry have detected hundreds of chemicals in  cells that are not predicted by the current knowledge of metabolism. My group has had success pursuing both  types of questions (Cell. 2011 Jun 10;145(6):969‐80., Anal Chem. 2010 Apr 15;82(8):3212‐21.).  We recently used  these  full  scan  mass  spectrometric  approaches  to  discover  a  major  route  for  the  synthesis  of  ribose,  a  key  building  block  for  DNA  and  RNA.  This  project  combines  cutting  edge  mass  spectrometry  approaches  with  the  tools of genetics and biochemistry to discover the function of previously uncharacterized enzymes. We are using  budding yeast, a genetically tractable, fast growing and commercially important organism for much of our work.  The majority of metabolic reactions can be traced to the origins of life billions of years ago, so we then test our  observations in yeast in mammalian cells to compare the roles of new pathways. An area of particular interest is  the intersection of these uncharacterized metabolic pathways with the cell division cycle.     DESCRIPTION OF STUDENT PARTICIPATION: 

The students will construct and design  genetically engineered yeast and mammalian cell strains with targeted  changes in candidate enzymes.  This will involve PCR, DNA sequencing, and other molecular biology techniques  to create cells with desired characteristics. The students will be involved in the preparation, mass spectrometric  measurement,  and  mathematical  analysis  of  the  data.  The  data  will  be  compared  with  existing  models  of  metabolism to identify the route of synthesis and degradation of novel compounds. For those students with the  interest and aptitude, there are opportunities for design and fabrication of custom lab hardware and software to  further extend our capabilities for high throughput metabolomics analysis and cytometry.     MARKING SCHEME (assignments with weight and due date):  Project Interim report: Due – July 1: 20%   Participation in group meeting and presentations including summer MGY poster session ( 2 times over term):  20%   Lab work (evaluations of lab notebook, performed biweekly): 30%  Final project report: Due – last day of term: 30%       

Project Code: MGY 3S 

RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER    Name and Title:     Julie M. Claycomb, Assistant Professor, Canada Research Chair in Small RNA Biology  Department:        Molecular Genetics     TITLE OF RESEARCH PROJECT:     NUMBER OF STUDENT PLACES AVAILABLE:   2    OBJECTIVES AND METHODOLOGY:   Following the discovery of RNA interference (RNAi), there has been an explosion in the study of small noncoding  RNA molecules and their functions in gene regulation. Endogenous small RNA silencing pathways related to RNAi  can  regulate  gene  expression  by  various  mechanisms  such  as  translational  control,  transcript  degradation,  transcriptional  control,  and  altering  chromatin.  RNAi‐related  mechanisms  are  governed  by  the  small  RNAs,  which  provide  sequence‐specific  identification  of  target  mRNA,  and  Argonaute  proteins,  which  bind  to  small  RNAs and “silence” target transcipts. The soil nematode, Caenorhabditis elegans, possesses 24 Argonaute family  proteins,  in  contrast  to  eight  in  humans.  Although  mutant  strains  for  each  of  the  C.  elegans  Argonautes  have  been generated, the functions of only a handful of these proteins have been examined. We aim to systematically  characterize the functional roles of different Argonautes, which will lead to novel insights into the involvement  of  small  RNA  mediated  gene  silencing  pathways  in  development,  differentiation  and  evolution,  and  may  even  contribute to better therapeutics.    This  project  will  combine  a  variety  of  genetic  and  molecular  biology  techniques  (including  fluorescence  microscopy,  PCR,  culturing  worms  and  bacteria,  among  others)  to  examine  Argonaute  mutant  strains  in  C.  elegans.  We  will  employ  immunofluorescence  microscopy  to  examine  various  defects  in  these  strains  and  to  look at the expression patterns of fluorescently‐tagged Argonaute proteins in wild‐type (normal) worms. We will  also conduct RNAi assays and genetic crosses to characterize additional defects present in mutant worms.    DESCRIPTION OF STUDENT PARTICIPATION:   The  student  will  be  directly  supervised  by  a  senior  graduate  student  and  will  be  involved  in  all  aspects  of  the  project outlined above. The focus of the student’s work will be in examining worms using microscopy. This will  involve caring for worms, PCR, dissecting worms and preparing samples, and immunofluorescence microscopy.  Additional experiments involve RNAi assays and performing genetic crosses. The student will gain experience in  designing and executing experiments and will be exposed to a variety of molecular biology techniques. 

MARKING SCHEME (assignments with weight and due date):   Lab presentations: 20%    Lab meeting presentation at end of term   Lab participation:   20%   Journal club (literature review) and lab meeting participation weekly     20%   Bench work/attendance     20%   Lab notebook, checked weekly   Lab report:    20%  Final lab report        

Project Code: MGY 4S

RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER      Name and Title:   Lori Frappier, Professor  Department:        Molecular Genetics    TITLE OF RESEARCH PROJECT: Mechanisms of Regulation of PML Nuclear Bodies    NUMBER OF STUDENT PLACES AVAILABLE:    1    OBJECTIVES AND METHODOLOGY:  PML nuclear bodies are important for many processes in mammalian cells including apoptosis and DNA repair  and  their  loss  is  associated  with  several  cancers.  In  addition  PML  bodies  act  to  suppress  infection  by  some  viruses, including herpesviruses, and as a result herpesviruses encode protein that function to disrupt the PML  bodies.  Six different isoforms of PML proteins interact to form the structural basis of the nuclear body but the  roles  of  these  specific  isoforms  and  how  they  are  regulated  by  cellular  and  viral  proteins  are  not  well  understood.  This project seeks to better understand how PML proteins in nuclear bodies are regulated by viral  and cellular proteins. Experiments will involve growing human cells, imaging PML nuclear bodies by fluorescence  microscopy  and  examining  PML  protein  levels  by  western  blotting  after  altering  the  expression  of  various  proteins.    DESCRIPTION OF STUDENT PARTICIPATION:  The student will be taught the above techniques and will conduct the experiments under the supervision of an  experienced lab member.  The student will keep a detailed lab notebook of the experiments and organize the  results  for  presentation.  He/she  will  also  be  given  detailed  topics  relevant  to  the  project  to  research  in  the  literature.    MARKING SCHEME (assignments with weight and due date):  June 27:  30% ‐ lab performance to date and lab notebook evaluation  July 25:   30% ‐ presentation of the project and results to the lab   Aug 15:   20% ‐ lab performance and lab notebook evaluation      20% ‐ written summary of experiments performed and results (with figures). 

Project Code: MGY 5S 

RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER    Name and Title:     Sevan Hopyan, Assistant Professor  Department:        Molecular Genetics, Surgery    TITLE OF RESEARCH PROJECT:  Development of the Mammalian Limb Bud    NUMBER OF STUDENT PLACES AVAILABLE:   2    OBJECTIVES AND METHODOLOGY:     Although we know the identity of many genes that are required for embryonic development, how those genes  shape the embryo is still largely a mystery.    Our goal is to define how genetic pathways regulate physical forces  to shape the embryonic limb bud.  The mouse is our primary model organism because of its relevance to human  congenital anomalies and the availability of numerous genetic tools.  We use time lapse microscopy to observe  cell rearrangements and also measure physical properties of embryonic tissue in collaboration with engineers on  campus.    By  manipulating  genetic  and  physical  parameters,  we  deduce  how  regulators  such  as  Wnt  and  Fgf  transduce forces to alter cell behaviours.        DESCRIPTION OF STUDENT PARTICIPATION:  Specific  projects  that  students  might  participate  in  include  defining  how  mechanical  tissue  properties  are  influenced  by  specific  pathways  to  shape  the  limb  bud,  mechanisms  by  which  Iroquois  homeodomain  genes  shape  the  bud  and  establish  skeletal  pattern,  and  exploration  of  methods  to  recapitulate  early  limb  development in a dish.    MARKING SCHEME (assignments with weight and due date):  June ‐ Midterm evaluation of notebook (10%) and laboratory performance (25%).  August – Final lab meeting presentation (15%), written report (15%), evaluation of notebook (10%) and                                     lab performance (25%).     

Project Code: MGY 6S 

RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER    Name and Title:   Helen McNeill, Professor   Department:        Molecular Genetics    TITLE OF RESEARCH PROJECT:  Regulation of the Ft‐Ds Growth and Planar Polarity Pathway: Identification of  Novel Pathway Components Using Drosophila RNAi Screens   

NUMBER OF STUDENT PLACES AVAILABLE:  2    OBJECTIVES AND METHODOLOGY: The large cell adhesion molecules Ft and Ds regulate cell proliferation via the  Hippo kinase pathway, and a form of tissue organization known as planar cell polarity.  The ability of Ft and Ds to  regulate cell proliferation and organization are conserved to man, and mutations in these genes are implicated  in cancer,  cystic kidney disease and deafness. The biochemical links between the cell adhesion molecules and  the control of growth and planar polarity are still unknown.  We have identified a number of proteins that bind  to Ft and Ds through mass‐spectrometry and Y2H screens.  To determine the function of these Ft and Ds‐binding  proteins, we will use transgenic RNAi to  knockdown expression of these genes in vivo and measure growth and  tissue organization in Drosophila models.    DESCRIPTION OF STUDENT PARTICIPATION: Students will establish crosses between transgenic flies to express  RNAi  in  the  Drosophila  wing.    This  will  involve  selecting  appropriate  flies  based  on  visible  markers,  and  examining  offspring  under  a  dissecting  microscope.    Students  will  be  trained  by  senior  graduate  students  and  technicians in the laboratory.  Students will measure wing size and polarity in adult Drosophila to ascertain if the  novel genes have roles in the Ft‐Ds pathway.  Genes that have effects on growth or planar polarity will be tested  for genetic interactions with Ft and Ds.      MARKING SCHEME (assignments with weight and due date):   Mid‐term report:  30% of final grade: Due June 20  Notebook: 40% of final grade:  Notebook and progress will be assessed monthly by the professor and student  advisor.    Final report: 30% of final grade: due at end of classes. This report will summarize all of the genetic crosses used  to test the putative Ft‐Ds pathway members, and propose future experiments.   

Project Code: MGY 7S 

RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER    Name and Title:   Marc Meneghini, Associate Professor    Department:    Molecular Genetics          TITLE OF RESEARCH PROJECT: Genetic and Epigenetic Control of Yeast Development    NUMBER OF STUDENT PLACES AVAILABLE:  1    OBJECTIVES AND METHODOLOGY:   The labs interests concern ancient biological mechanisms of eukaryotic cellular differentiation and as a model  we  use  the  budding  yeast  Saccharomyces  cerevisiae.  A  major  emphasis  in  the  lab  is  focused  on  how  histone  methylation  and  demethylation  controls  developmental  transitions  that  occur  during  the  yeast  lifecycle.  Specifically,  we  have  discovered  that  JHD2,  a  highly  conserved  demethylase  enzyme  with  specificity  for  the  lysine‐4  residue  of  histone  H3,  modulates  the  transcriptional  activity  of  the  nuclear  genome  in  response  to  metabolic cues emanating from the mitochondria. Moreover, our studies indicate that this function is conserved  in human cells, in which the JHD2 ortholog JARID1A controls cancer stem cell survival and oncogenesis. In yeast,  JHD2 controls the gene expression programs controlling both gamete differentiation and aging. The student will  study  the  molecular  mechanisms  by  which  JHD2  controls  gene  expression  in  these  developmental  contexts.  Research objectives will utilize a diverse array of genetic, molecular, and cell biological methods.     DESCRIPTION OF STUDENT PARTICIPATION:   The student will be mentored by myself and will work closely with a PhD student in the lab. S/He will advance an  independent project that is closely related to existing projects in the lab. Genetic crosses using tetrad dissections  will  be  employed  to  construct  yeast  strains  for  experimentation.  These  strains  will  be  interrogated  using  quantitative  reverse‐transcriptase  polymerase  chain  reactions  (qRT‐PCR)  to  measure  gene  expression,  and  chromatin  immunoprecipitation  (ChIP)  to  evaluate  histone  modification  changes.  These  molecular  studies  will  be complimented with experiments to determine the replicative lifespans of mutant strains of interest.      MARKING SCHEME (assignments with weight and due date):   33% Weekly participation in lab group meetings/journal clubs  33% Presentation of results in group meeting at the end of course period  33% A brief (2‐3 page) write up of the results will be required at the end of the term 

Project Code: MGY 8S 

RESEARCH OPPORTUNITY PROGRAM  299Y PROJECT DESCRIPTIONS 2014‐2015  SUMMER      Name and Title:    Derek van der Kooy, Professor     Department:    Molecular Genetics      TITLE OF RESEARCH PROJECT: Learning and Memory Genes    NUMBER OF STUDENT PLACES AVAILABLE:   1     OBJECTIVES AND METHODOLOGY:  Our goal is to use the power and specificity of modern molecular genetics to reveal the component processes of  learning and memory.  In undertaking a mutational screening approach to learning and memory, we have taken  advantage  of  the  best‐known  multicellular  organism,  the  nematode  C.elegans.   C.elegans  has  proven  to  be  an  excellent molecular model for mammalian (including human) biochemical functions.  We will use the C.elegans  learning  and  memory  genes  discovered  to  find  their  relevant  mammalian  homologues.   Most  important,  the  C.elegans  mutants  should  allow  us  to  ask  if  we  can  separate  associative  from  non‐associative  learning,  short  from  long‐term  memory,  and  learning  and  memory  in  one  sensory  modality  from  that  in  another  sensory  modality.    DESCRIPTION OF STUDENT PARTICIPATION:  The  students  will  participate  in  the  initial  screens  for  new  learning  mutant  worms,  as  well  as  all  of  the  behavioural testing to determine if the deficits are in learning, memory storage of the recall of memories.    MARKING SCHEME (assignments with weight and due date): TBC  Attendance at bi‐weekly Breakfast Club Meeting  Attendance at bi‐weekly Wormies group journal club  Final presentation