8/14/2015

Introduction

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Introduction Developed by S. Wright, S. Heuchelin, and M. Owen

Readings pp. 459­472, Weed Ecology, Radosevich et al., 1997. Additional available readings for more detail on various herbicide modes of action: Gronwald, J.W. 1991.Lipid biosynthesis inhibitors. Weed Science 39:435­449. Stidham, M.A. 1991. Herbicides that inhibit acetohydroxyacid synthase. Weed Science 39:428­434. Vaughn, K.C. and L.P. Lehnen, Jr. 1991. Mitotic disrupter herbicides. Weed Science 39:450­ 457. Fuerst, E.P. and M.A. Norman. 1991. Interactions of herbicides with photosynthetic electron transport. Weed Science 39:458­464. Sandmann, G., A. Schmidt, H. Linden, and P. Boger. 1991. Phytoene desaturase, the essential target for bleaching herbicides. Weed Science 39:474­479. Duke, S.O. and S.B. Powles. 2008. Mini­review: Glyphosate: a once­in­a­century herbicide. Pest. Management Sci. 64:319­325.

Introduction There are many mechanisms by which herbicides inhibit the normal growth and development of target weeds. Most involve changes in the plant's metabolism. These metabolic changes may result in growth modification, reduced efficiency or productivity of biochemical processes, or death of tissues. In this lesson we will look at the main ways in which herbicides alter normal plant processes.

Objectives

1.  To understand how herbicides interact with a plant's biochemistry. 2.  To learn what effect herbicide metabolism has on the selectivity of a given herbicide group. 3.  To learn which herbicides are competitive and non­competitive inhibitors. 4.  To learn about herbicide symptoms for various herbicide families.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/index.html

1/1

8/14/2015

Herbicide Metabolism

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Herbicide Metabolism Herbicides function by affecting plant metabolism. Often the main site of action (SOA) is interference with the function of specific enzymes. Chemical reactions generally require an initial input of energy called “energy of activation” (Ea) to proceed at a reasonable rate. Within a living cell, enzymes function as catalysts lowering the required energy of activation so that the reactions can proceed. Enzymes are proteins which are often folded in a tertiary structure to form a groove or pocket into which the substrate(s) fit. This groove or pocket is known as the active site. The binding between the enzyme and the substrate at the active site alters the active site's conformation, thus allowing the anabolic or catabolic reaction to occur more easily. The functioning of enzymes is highly regulated. Some enzymes are produced only in an inactive from and activated when needed by another enzyme. Allosteric interaction may also activate or inactivate an enzyme. Allosteric interactions occur among enzymes that have at least two binding sites. One site is the active site, and the other site is where the allosteric effector binds. This binding site is called the allosteric site (from Allo=other and steric=structure or space). The molecule that binds to the allosteric site is an inhibitor and causes a change in the 3­dimensional structure of the enzyme that prevents the substrate from binding to the active site. The binding of the effector changes the shape of the enzyme and activates or inactivates it by changing the conformation of the active site. Allosteric interactions often are involved in feedback inhibition. Competitive inhibition occurs when a compound other than the substrate occupies the active site. This is possible if the competing chemical closely resembles the substrate. Competitive inhibition is generally reversible by increasing the quantity of substrate relative to the amount of competing chemical. Noncompetitive inhibition occurs when a compound that doesn't resemble the substrate binds at a location other than the active site. This form of inhibition is also reversible if a compound is introduced or produced that the competing compound binds to stronger than it binds to the enzymes. Not all forms of inhibition are reversible however. It is possible for an enzyme to bind a compound other than the substrate irreversibly. The only way to overcome this type of enzymatic inhibition is for the cell to produce more enzyme.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.1.html

1/3

8/14/2015

Herbicide Metabolism

Fig. 4.1 The active site is illustrated as the site where the substrate interacts with the enzyme. In reality, this site is often a very convoluted three­dimensional region on the enzyme where many ionic and covalent forces either permit or prevent molecules from occupying the site. The enzyme is able to convert the substrate if there is a perfect fit. Competitive inhibitors can occupy the active site and prevent substrate­enzyme interaction. Non­competitive inhibitors interact with other sites on the enzyme and modify the enzyme’s active site.

Double­reciprocal plots are used by scientists to determine if a new herbicide is interacting with an enzyme as a competitive inhibitor or non­competitive inhibitor. The relationship between competitive and non­competitive inhibitors and their substrates is shown in Figs. 4.2a and 4.2b. The double­reciprocal plots demonstrate the enzyme kinetics when the inhibitors are present and absent. With competitive inhibition (Fig. 4.2a), the intercept is the same regardless of whether the inhibitor is present or absent, but the slope (KM) changes. This indicates that Vmax is not altered by a competitive inhibitor. The hallmark of competitive inhibition is that it can be overcome by a sufficiently high enough concentration of substrate! With non­competitive inhibition (Fig. 4.2b), Vmax is decreased (y intercept) and the resulting slope (KM) is larger by the same factor. With non­competitive inhibition cannot be overcome by increasing the substrate concentration.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.1.html

2/3

8/14/2015

Herbicide Metabolism

Fig. 4.2a

Legend: E = enzyme, S = substrate, I = inhibitor, P = product

Fig. 4.2b

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.1.html

3/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides ALS Inhibitors (Group B­2) These herbicides block the acetolactate synthase (ALS) enzyme that is important in the production of branched chain amino acids (valine, leucine, and isoleucine). These branched chain amino acids are important in protein synthesis, normal plant growth and production of secondary metabolites. The ALS enzyme is also known as acetohydroxy acid synthase [AHAS]. There are four families of ALS inhibitor herbicides commercially available (imidazolinones, sulfonylureas, triazolopyrimidines, and pyrimidinyl thiobenzoates). The specific cause of death is inhibition of branched chain amino acid production.

Fig. 4.4 Valine Structure Fig. 4.3 Leucine Structure

Fig. 4.5 Isoleucine Structure

The gene that encodes for ALS is found in the nucleus of the plant cell while the pathway for ALS and production of branched chain amino acids occur in the chloroplast. How the inhibition of the branched chain amino acids lead to the death of the plant is less clear because of the interactions of the many metabolic pathways. General theories are related to the loss of growth and cell division at the meristems, disruption of protein synthesis, phytohormone imbalance, and disruption of photosynthate transport. The inhibitor works at the site of greatest ALS activity, which occurs in actively growing tissues. Meristematic inhibition by the herbicide occurs not only above, but also below ground as evidenced by lack of root hairs and laterals in affected plants. Symptomatic plants may exhibit shortening of the internodes (stunting), slowed growth, chlorosis, purple pigmentation, poor root development and differential cell growth and expansion resulting in leaf puckering. The ALS inhibitors are virtually non­toxic to mammalian and avian systems and control weeds at very low rates (grams per acre) with excellent safety on tolerant crop plants. Plant selectivity, resistance, and tolerance to ALS inhibitors are related to differential metabolism and translocation. Plant selectivity is based on metabolism of the herbicide by the plant. It was found that slight changes in the chemical structure allows selective ALS inhibitors to be applied https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.html

1/5

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

on sensitive broadleaf crops, like sugarbeets (triflusulfuron, UpBeet®) and potato (rimsulfuron, Matrix®). In tolerant species, the metabolically active form is metabolized to an inactive form. IMIs enter the plant through root and foliage tissues and are translocated by both phloem and xylem. IMIs are retained in the symplast until the concentration builds to toxic levels. The mechanism for this accumulation is “weak acid” trapping. Most IMIs have a pKa between 3.0 and 4.0. When they enter the more alkaline environment of the cytoplasm, they convert to ionic forms. These ionic forms of the molecules are unable to traverse the plasma membrane and are “trapped” within the cell. Accumulation results in toxic levels of the ALS inhibitor molecules. Most translocation is to energy sinks such as the meristematic tissues and this may account for why most of the activity and toxic accumulation is seen in these developing tissues. After 3 to 5 days much of the translocation ceases possibly due to the herbicidal affect on amino acid synthesis. Some of the ALS inhibitors have a very long half­life in soil resulting in carryover concerns to sensitive crops planted the following year. ALS sensitive crops may require 2­3 additional years out of the rotation before they could be planted back into a field. ALS inhibitors constituted 70­80% of the herbicide market share in the early to mid 90s. Though their market share has decreased, they are still are a major tool in weed management today. Resistance to ALS herbicides was initially observed a few years after chlorosulfuron (marketed as Glean) was used for POE weed control in wheat. Chlorosulfuron was introduced in the early 1980’s. Chlorosulfuron initially had excellent broadleaf weed control in wheat at very low rates of application (few grams per acre). It controlled broadleaf weeds better than growth regulator herbicides (2,4­D, dicamba, MCPA) and Photosystem II inhibitors (bromoxynil) on the common broadleaf weeds and had improved performance on kochia (Kochia scoparia), a serious broadleaf weed problem in dryland small grain production. However, kochia quickly developed resistance to Chlorosulfuron which was the start of ALS resistant in a number of both broadleaf and narrowleaf weeds. The total number of ALS resistant weeds now number 107 different species.

Fig. 4.6 In the acidic environment outside the plant cell membranes, a significant portion of the imidazolinone molecules are nonionized, making them sufficiently lipophilic to diffuse through https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.html

2/5

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

the membranes. Once inside the cell, the alkaline conditions cause the imidazolinones to dissociate. The ionized species is too polar to diffuse out the cells and thus become trapped within the symplast.

Fig. 4.7 Biosynthetic pathway of the branched­chain amino acids.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.html

3/5

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig 4.8 ALS bottle bush root symptoms (fine, short lateral roots) on corn. (Courtesy of University of Wisconsin)

Fig 4.9 Reddish veins on the underside of a soybean leaf from ALS injury. The vein discoloration on the lower side of the leaf can range from red­to­purple. (Courtesy of Ontario Ministry of Agriculture Food & Rural Affairs)

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.html

4/5

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig 4.10 Corn ear deformation from too late (after V7) of a POE ALS herbicide (nicosulfuron) application. (Courtesy of University of Nebraska)

For more information about ALS Inhibitors: http://plantandsoil.unl.edu/croptechnology2005/weed_science/? what=topicsD&informationModuleId=980466115&topicOrder=1&max=4&min=1& A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at the Iowa State University Weed Science Website

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.html

5/5

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Fatty Acid Inhibitors: ACCase Inhibitors (Group A­1) and Long­ chain Fatty Acid:CoA Ligase Inhibitors (VLCFA) (Group N­8) Fatty acids are essential for plant growth and development. Fatty acids are involved in the production of cell membranes, leaf waxes, and suberin (a product found in cell walls, endodermis, Casparian strip, and plant cuticle). There are two general classes of fatty acid inhibitors. The most common and used the most in today’s agriculture are the ACCase inhibitors. Several earlier chemical herbicides functioned in the inhibition of long­chain fatty acid:CoA ligase (VLCFA). There are two groups of herbicides that are ACCase inhibitors, the aryloxyphenoxypropionate (APP also known as FOPs) and cyclohexanedione (CHD also known as DIMs) herbicides. These herbicides tend to be used for controlling annual grass weeds in broadleaf crops. Within the monocots, ACCase inhibitors have limited effect on perennial grasses, sedges, and rushes. The general chemical reactions for the production of fatty acids are in the Fig. 4.8. ACCase inhibitors are located in the plastid and involved in acetyl­CoA formation which is an early step in fatty acid synthesis. Long­chain fatty acid:CoA ligase is located in the endoplasmic reticulum and is involved in the later steps of fatty acid formation and lengthening. Selectivity of the ACCase inhibitors between monocots and dicots is related to fundamental differences between the monocot and dicot plastidic ACCase enzymes. There are two forms of ACCase present in higher plants. There is a eukaryotic, cytosolic form that is mostly resistant to herbicides and a prokaryotic, plastidic form that is susceptible to the herbicides. The plastidic enzyme is further divided into two isoforms consisting of a dimeric form found in most monocots and all dicots, and a multidomain form found only in graminaceous monocots. In graminaceous monocots, this multidomain form of ACCase is the only ACCase that is inhibited by DIM and FOP herbicides. This allows the multidomain form of ACCase found only in graminaceous monocots to control specific grassy weeds of the Poacea family in broadleaf crops. These slight differences in the ACCase enzyme between graminaceous monocots and other monocots allow for specific ACCase herbicides, like diclofop (Hoelon), to selective control wild oats in small grain crops, like wheat and barley.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.1.html

1/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig. 4.11 Diagram of fatty acid synthesis and elongation in higher plants. Abbreviations: ACCase, acetyl­CoA carboxylase; ACP, acyl carrier protein; ACS, acetyl­CoA synthase; CoA, coenzyme A; dims, cyclohexanedione inhibitors; FAS, fatty acid synthase; fops, aryloxyphenoxy propionate inhibitors; PDC, pyruvate dehydrogenase complex. Modified from Gronwald, J.W. 1991. Lipid biosynthesis inhibitors. Weed Sci. 39:435­449. Diagram remade from: Plant and Soil Sciences eLibrary click image to enlarge

There are two proposed mechanisms of action for the ACCase herbicides. 1.  a biochemical mechanism involving the inhibition of acetyl­CoA carboxylase and fatty acid biosynthesis in plastids. 2.  a biophysical mechanism involving the perturbation of the transmembrane proton gradient across the plasma membrane. These post­emergence herbicides appear to be non­competitive inhibitors, but their enzyme kinetic data suggests that they are competitive inhibitors with acetyl­CoA. When either an APP or CHD herbicide binding occurs at the carboxyltransferase domain of sensitive site of ACCase plants, this binding is close to the amino acid sequence within the enzyme that is thought to be the acetyl­CoA binding site. Being a non­competitive inhibitor, the ACCase inhibitors do not compete with the acetyl­CoA (substrate) at the binding site, but bind at another location resulting in change in the binding site that reduces the Acetyl –CoA binding or eliminates it entirely. When this occurs, malonyl­CoA production is reduced resulting in a reduction of fatty acid production in chloroplasts. APP herbicides rapidly inhibit meristematic growth. However, the APP herbicides do not appear to dissipate the gradient via inhibition of the plasma membrane ATPase, but rather stimulates the action. Less information is available concerning the effects of CHD herbicides on membrane function. There are apparently two distinct mechanisms that provide tolerance to crop plants for the APP and CHD herbicides. ACCase from the tolerant dicots is considerably less sensitive to the herbicides in vitro. Many dicots also demonstrate a https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.1.html

2/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

substantial capacity for APP detoxification and may also be insensitive to membrane depolarization. Again, there is less information about the metabolism of the CHD herbicides. Limited evidence suggests that selectivity in grasses to the CHD herbicides is attributable to differential rates of herbicide metabolism. These herbicides are absorbed through the foliage and are translocated in the phloem to the meristematic regions. Symptoms in affected plants begin to occur approximately 1­2 weeks post application and include cessation of growth, accumulation of anthocyanins (reddish­ purple coloration), and loss of structural integrity on new growth (newest grass leaf blade easily pulled from the culm). Resistance to ACCase inhibitors has been observed in the Midwest. The DIMs and FOPs appear to bind at the same location on the ACCase enzyme site. There are examples of grasses developing resistance to sethoxydim (Poast) and also being resistant to fluazifop (Fusilade) even though the resistant plants were never exposed to fluazifop. This type of resistance is called ‘cross resistance’ in that the two herbicide families have the same or overlapping binding site. The development of ACCase enzyme resistance to the FOPs and DIMs is due to a single amino acid change (point mutation in the gene) from an isoleucine to leucine at position 1781 of ACCase amino acid binding site. ACCase resistance has been observed in wild oats (Avena fatua), green foxtail (Setaria viridis), blackgrass (Alopecurus myosuroides), and annual ryegrass (Lolium rigidum). Australian resistant ACCase biotypes of annual ryegrass (Lolium rigidum) are suggested to be due to enhanced levels of herbicide metabolism.

Fig 4.12 Narrowleaf control of postemergence application of ACCase inhibitor with dead, necrotic meristems being able to be pulled from the main plant stem. Courtesy of University of Missouri.

Very Long­chain Fatty Acid:CoA Ligase Inhibitors (VLCFA) The inhibition of long­chain fatty acid:CoA ligases occurs near the end of fatty acid formation and occurs in the endoplasmic reticulum (Fig. 4.8). The herbicides that affect this fatty acid inhibition are the thiocarbamates (EPTC, butylate and triallate) and chloracetamides (propachlor, acetochlor, metolachor, alachlor, dimethenamid). These herbicides are soil­ applied and inhibit early seedling growth and development. Chloroacetamides will be discussed in more detail in a later section of this lesson. Thiocarbamates are pro­herbicides that are broken down into an active form once they enter the plant and are cleaved and activated by endogenous sulfoxidase enzymes to become https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.1.html

3/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

phytoxic. These products are soil applied as pre­plant or pre­emergent herbicides. Crop selectivity is based on placement with the crop seed being placed below the herbicide active zone. Safeners are generally applied to the crop seed to induce one or more defensive mechanisms within the plant to protect emerging crop seedling from the herbicide as the seedling grows through the herbicide soil barrier. Safeners induce glutathione production, glutathione transferase or cytochrome P450 enzyme activity. Safeners will be discussed in more detail later. This allows the crop plant to be able to better metabolize and detoxify the herbicide. Safeners protect monocot crops and do not protect dicot crops. Thiocarbamates have been found to select for bacteria and actinomycetes in the soil that rapidly degrade these herbicides. This has resulted in reduced levels of weed control and reduced soil­borne insect control (corn rootworm) from soil­applied carbamate herbicides and insecticides. This increased degradation of herbicides and insecticides is called ‘enhanced degradation’. Resistance to thiocarbamates was initially identified with wild oats (Avena fatua) populations that were resistant to triallate in 1990. Resistance was observed after more than 25 years of triallate use. The resistant wild oats formed were ‘loss­of­function’ mutants that were 10­15 times slower in converting the pro­herbicide into the active triallate sulfoxide. There are two recessive nuclear genes involved in the resistance to thiocarbamates which are responsible for encoding for the enzymes responsible for triallate sulfoxidation. For more information about ACCase inhibitors and VLCFA inhibitors: http://plantandsoil.unl.edu/croptechnology2005/weed_science/? what=topicsD&informationModuleId=1130447055&topicOrder=4&max=6&min=0& A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at the Iowa State University Weed Science Website

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.1.html

4/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Synthetic Auxins ­ Growth Regulator Herbicides (Group O­4) Growth regulator herbicides normally exhibit their phytotoxic activity by mimicking the endogenous plant growth regulators and in turn disrupt metabolism and growth. This group of herbicides is primarily represented by synthetic auxins. The synthetic auxins are primarily used for post­emergence broadleaf weed control in a wide range of cropping systems. Several of the synthetic auxins (clopyralid, picloram) have soil activity as well as POE activity. Growth regulators are usually applied and absorbed as nontoxic esters and then are rapidly converted within the plant to the active free acid form of the chemical. These herbicides are translocated from leaves and roots to plant growing points. Metabolism in tolerant grasses is primarily due to irreversible detoxification as enhanced metabolism or restricted translocation, while in susceptible species metabolism primarily results in reversible conjugates to a non­toxic form. Selectivity in tolerant species is often due to modifications of the chemical's side chain within the plant (decarboxylation, elongation or degradation). While grass crops are tolerant to growth regulator herbicides, corn and sorghum stems can become brittle after growth regulator application leading to ‘green snap’ or stalk breakage. This response occurs during periods of rapid plant growth (high temperatures and high soil moisture) and can be a problem in corn during the late V­stages of development. Late application of growth regulator herbicides on corn can result in brace root malformations (see picture below). Wheat and rice plants can develop malformed seed heads and ‘buggy­ whipping’ of the leaves following 2,4­D application. Cotton and grapes are very sensitive to growth regulator (2,4­D, 2,4­DB, and triclopyr) drift. Soybeans, peanuts, and alfalfa are tolerant to 2,4­DB since these crops do not convert 2,4­DB to 2,4­D as susceptible plants do. The phytotoxic action results from mimicry of the plant's endogenous auxins but in a much higher concentration. Plants regulate the ratio and concentration of their growth regulators to control various aspects of growth and cell differentiation. Introduction of the synthetic auxins upsets this critical balance and can result in positive, negative, inhibitory or stimulatory effects. The sudden surge in auxin concentration can result in a cascade of events which include: mobilization of energy reserves, increased synthesis of RNA and proteins, depolymerization of cell wall constituents, and various growth effects. When synthetic auxin herbicides are applied they are recognized by auxin receptors in the plant and bind to the receptor. With the large quantity of synthetic auxins in the plant tissue, there is basically an overload on the receptors and signal transduction pathways resulting in + plant death. These signal transduction pathways include 1. Induction of H ­ATPase resulting in uncontrolled stem elongation, 2. Altered plant growth, like epinasty through unknown methods, and 3. Induced ethylene production resulting in hydrogen cyanide (HCN) released in the final steps of ethylene biosynthesis with barnyardgrass or induction of ABA production which closes stomata. The exact cause of plant death varies between plant species and is not https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.2.html

1/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

exactly known for many broadleaf plants. Resulting effects of this “auxin overdose” or continual over­stimulation of plant metabolic processes include: 1.  Meristematic cells cease to divide. 2.  Elongation of cells stop, but radial expansion continues. 3.  Parenchyma cells divide and form callus tissues. 4.  Root elongation stops and root tips swell. 5.  Young leaves cease expansion. 6.  Roots lose ability to absorb water and salts. 7.  Photosynthesis is inhibited. 8.  Phloem becomes plugged. 9.  Ethylene is stimulated resulting in stem and leaf epinasty. The above processes result in the typical symptoms of leaf cupping, swelling of vascular tissues, and stem epinasty.

Fig. 4.13 Reversible and irreversible metabolic conversions of the auxin herbicides 2.4­D and MCPA.

Several of the growth regulator herbicide responses to crop plants are shown in the pictures below. Click on an image to enlarge. https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.2.html

2/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig. 4.14 Growth regulator producing leaf Fig. 4.15 Corn brace root Fig. 4.16 Leaf cupping injury on puckering injury on soybean. Courtesy of injury from growth newly formed soybean leaves Bob Hartzler. regulator herbicides from growth regulator herbicide. applied too late in the Courtesy Ontario Ministry of corn plant’s Agriculture Food & Rural Affairs. development. Courtesy Purdue University.

For more information about Growth Regulator Herbicides: Auxin and Auxinic Herbicide Mechanisms(s) of Action – Part 1 Introduction ­ http://passel.unl.edu/pages/informationmodule.php? idinformationmodule=1022008824&topicorder=1&maxto=7  Auxin and Auxinic Herbicide Mechanisms(s) of Action – Part 2 – Advanced ­ https://passel.unl.edu/pages/informationmodule.php? idinformationmodule=998688536&topicorder=3&maxto=11&minto=1  A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at the Iowa State University Weed Science Website.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.2.html

3/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Chloroacetanilides (Group K­15) These herbicides are typically soil applied for selective control of grasses and small seeded broadleaf weeds in corn, soybeans, and other crops. Chloroacetamides are generally soil applied and have preemergence (PRE) activity on narrowleaf weeds and some small­seeded broadleaf weeds (i.e., waterhemp, pigweeds) and are used primarily on corn and soybean. They can be applied early postemergence (EPOE) when applied with in combination with burndown product such as atrazine or glyphosate. Atrazine burns down emerged weeds while the chloroacetamide provides PRE residual weed activity. Chloroacetanilides require incorporation of the active ingredient into an herbicide soil barrier. The herbicide incorporation can be accomplished with tillage or rainfall activation. Chloroacetanilides do not inhibit seed germination, but prevent growth and establishment of the seedlings. Major uptake of chloroacetanilides is by the emerging coleoptile as the seedling passes through the herbicide soil barrier. There is only minor root uptake. Selectivity is based on biochemical metabolism thought to be mainly due to glutathione conjugation of the active ingredient (AI). Safeners either applied to the seed or in the liquid herbicide product help crop plants develop safety to the herbicide AI faster than weeds. Chloroacetamides are taken up by the weed coleoptiles or roots as the weeds emerge and grow through the herbicide barrier. Many chloroacetamides are taken up by the coleoptiles so seeds germinating on the soil surface (no­tillage conditions) may not take up the herbicide as the weed seed is germinating and the weed escapes the herbicide. Chloroacetanilides have activity on small seeded broadleaf weeds that will have more contact with the herbicide barrier. With large seeded broadleaf weeds, such as cocklebur or velvetleaf, chloroacetanilide control is lower because as these seeds emerge from the soil, they burst through the soil herbicide barrier and do not receive a dose level large enough to control these weed species. On the product label, these weeds are only "suppressed" by the herbicide. Most chloroacetanilides have a short half­life with their metabolism in the soil by soil microbes. These herbicides have relatively low mammalian toxicity. They can bind to soil organic matter or colloids, but are water­soluble and may leach into groundwater. Differential uptake does not appear to be a significant factor in crop tolerance. Tolerant and sensitive plants are able to metabolize these herbicides, however the degree of susceptibility is related to the time required to initiate metabolism. A faster rate of metabolism keeps the cellular herbicide concentration below the phytotoxic threshold. Tolerance in some species is believed to be the result of detoxification via conjugation with reduced glutathione (GSH).

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.3.html

1/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig. 4.17

The primary biochemical mechanism that results in toxicity is not known and appears to depend on the herbicide, plant species, tissue type, herbicide concentration, and duration of treatment. General physiological effects of the herbicide appear related to synthesis and regulation of proteins, ion transport and membrane permeability, lipid synthesis (in the very long chain fatty acid synthesis pathway) and membrane organization, and biosynthesis of amino acids. The translocation of the herbicide moves acropetally. Resistance to chloroacetamides has been verified in barnyardgrass (Echinochloa crus­galli) in China, rigid ryegrass (Lolium rigidum) in Australia, blackgrass (Alopecurus myosuroides) in Germany, and Italian ryegrass (Lolium multiflorum) in U.S. with enhanced metabolism of the chloroacetamide being the cause for resistance.

Fig. 4.18 ‘Draw­string’ effect from chloroacetanilides injury to soybean. This effect produces a heart­shaped leaf appearance. Courtesy of Ontario Ministry of Agriculture Food & Rural Affairs.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.3.html

Fig. 4.19 Corn leafing­out underground (right) to improper leaf unfurling (left) are responses with acetanilide herbicides when a misapplication occurs (too high a rate for soil type) or stressed conditions (cool, wet soils) not allowing for the corn plant to properly metabolize the active

2/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

ingredient. Courtesy of Purdue University.

For more information about Chloroacetanilides: A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at the Iowa State University Weed Science Website.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.3.html

3/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Dinitroanilines (Group K­3) Dinitroaniline (DNA) herbicides are soil applied because of their volatility and susceptibility to photodegradation. They offer control of annual grasses and some small­seeded shallow­ germinating annual broadleaves. They are very important management tools in row crops, vegetables, established turf, and tree crops. The DNAs are most effective on seedlings and begin to become less efficacious as plants become more established and mature. The herbicide has low water solubility, is very lipophilic, and little or no translocation of the herbicide within the plant has been observed. DNA herbicides cause their injury through interference with chromosome separation during cell division. The chemical inhibits microtubule and microfilament formation during mitosis by binding to tubulin proteins. The DNA herbicides can be metabolized by tolerant plants through nitro­reduction, cyclization, dealkylation and oxidation. The major symptom of DNA herbicide injury is swelling of the root tips. The rapidly dividing cells in the root tips enlarge and become abnormally spherical shaped instead of their normal cylindrical form. DNA herbicides inhibit seedling growth but are not germination inhibitors. There are ten weeds that have been reported to be resistant to DNA herbicides. A few of the most common weeds resistant to dinitroanilines are goosegrass (Elucine indica), green foxtail (Setaria viridis), Johnsongrass (Sorghum halpense), and Palmer amaranth (Amaranthus palmeri). The carrot (Daucus carota) is also resistant. Goosegrass resistant biotypes arose in the southeastern U.S. and have been studied extensively. The resistant biotype (R) is 1,000 ­ 10,000 times more resistant to the DNA herbicides than the sensitive (S) biotypes. There is also an intermediate biotype (I) that is 10­15 times more resistant than the sensitive biotypes.

Fig. 4.20 Dinitroaniline clubbed roots in corn. Courtesy of Purdue University.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.4.html

Fig. 4.21 Dinitroaniline corn root injury due to either high rates or slow metabolism of the herbicide. Notice shortened roots with thickened root tips and stunted shoot growth with purplish leaves. Courtesy of Ontario Ministry of

1/2

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Agriculture Food & Rural Affairs.

For more information about Dinitroaniline: A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at the Iowa State University Weed Science Website.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.4.html

2/2

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Shikimic Acid Pathway – Aromatic Amino Acid Biosynthesis Inhibitors (Group G­9) Glyphosate (phosphonomethyl glycine or PMG) is nonselective and has low residual activity due to rapid microbial degradation. Glyphosate interferes with the Shikimic acid pathway. It inhibits the action of 5­enolpyruvylshikimate­3­phosphate synthase, the enzyme that condenses shikimate­3­phosphate and phosphoenolpyruvate to yield 5­enolpyruvylshikimate­ 3­phosphate (often referred to as EPSP or EPSPS), and inorganic phosphate. EPSP is a key precursor in the production of aromatic amino acids (phenylalanine, tyrosine, and tryptophan) by the Shikimic acid pathway. The shikimate pathway produces a number of aromatic compounds used as lignins, alkaloids, flavonoids, benzoic acids, and plant hormones, in addition to amino acids used in protein synthesis. It is estimated that as much as 20% of the carbon fixed during photosynthesis is utilized by this pathway. The gene encoding for EPSP synthase is found in the nucleus, but the location of the enzyme and shikimic acid pathway is located in the chloroplast. The peptide sequence for EPSP synthase is 444 amino acids long and contains an additional 72 amino acid unit that makes up a transit peptide which ensures the transport of the enzyme to the chloroplast. Once the entire peptide sequence is inside of the chloroplast, the transit peptide is cleaved and the mature enzyme is released. EPSP synthase has biological activity in the cytoplasm in the immature state prior to removal of the transit peptide in the chloroplast. Glyphosate functions as a competitive inhibitor for phosphoenolpyruvate (PEP) and binds more tightly to the EPSP synthase­S3P complex (this complex is the EPSPS enzyme + S3P [shikimate­3­phosphate, the other substrate required for the reaction]). Both glyphosate and PEP have no affinity for the enzyme alone. The major difference between glyphosate and PEP lack of affinity for the enzyme is that the dissociation (release of a proton from a molecule due to a change in pH) rate for glyphosate is 2,300 times slower that PEP, so once glyphosate binds to the enzyme­substrate complex (EPSP synthase­S3P), the enzyme is essentially inactivated. The University of Nebraska has developed a nice animation showing the chemical reaction of EPSP synthase to produce S3P + PEP to yield EPSP or S3P + glyphosate to yield no EPSP produced. The binding of glyphosate in the EPSP synthase enzyme leads to a lack of aromatic amino acids and diversion of carbon from other metabolic pathways where it is needed. Most plants do not metabolize glyphosate to any great extent. Development of glyphosate tolerant crops has focused on overproduction of EPSPS, introduction of a glyphosate resistant EPSPS or introduction of an enzyme that catabolizes https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.5.html

1/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

glyphosate. A gene encoding for EPSPS was discovered in a soil bacterium that gives plants glyphosate resistance. This new version of EPSP synthase has a slightly altered sequence of amino acids compared to the EPSPS in plants. The altered EPSPS prevents binding of glyphosate to the enzyme but allows the resistant EPSPS to function normally. This allows plants containing the bacterial EPSP synthase to be sprayed with glyphosate to continue to produce amino acids for growth and development because the resistant EPSP synthase remains unaffected by glyphosate. The bacterial EPSP synthase gene had to be modified since soil bacteria do not have chloroplasts and the bacterial EPSPS did not contain the plant transit peptide which is required for the enzyme to be transported to the chloroplast, the site of the shikimic pathway. The redesigned gene has been used in the development of field level tolerance to glyphosate in soybean, corn, sugar beets, canola, cotton, and alfalfa. More recently a metabolism gene for glyphosate has been isolated from a soil microbial Bacillus licheniformis and is being developed. It is currently in the registration process with the EPA. Resistant weed development to glyphosate has occurred in 13 different weed species including Palmer amaranth (Amaranthus palmeri), tall waterhemp (Amaranthus tuberculatus), common ragweed (Ambrosia artemisiifolia), giant ragweed (Ambrosia trifida), horseweed (Conyza canadensis), Italian ryegrass (Lolium multiflorum), and ridig ryegrass (Lolium rigidum). Glyphosate functions by being a competitive inhibitor for phosphoenolpyruvate (PEP). This leads to a lack of aromatic amino acids and diversion of carbon from other metabolic pathways where it is needed. Most plants do not metabolize glyphosate to any great extent. The strategy for developing resistance has focused on overproduction of EPSPS, introduction of an herbicide resistant EPSPS or introduction of an enzyme that catabolizes glyphosate. Overproduction of, and herbicide resistant EPSPs show the most promise for developing resistance.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.5.html

2/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig. 4.22 Shikimic Acid Pathway. Click image to enlarge.

  Fig 4.23 Phenylalanine

 

  Fig 4.24 Tyrosine

Fig 4.25 Tryptophan

The aromatic amino acids are phenylalanine, tyrosine, and tryptophan which contain different substitution groups at one location on the amino acid basic structure. Glyphosate is highly phloem mobile and readily translocates with the photosynthate. Because of its relatively slow activity and ability to translocate throughout the plant, control of perennials is excellent. Plants do not metabolize glyphosate and sensitivity is related to enzyme efficiency.

Fig 4.26 Glyphosate injury on non­Roundup Ready corn hybrids. Corn injury appear as tight, rolled leaves in the whorl, known as 'onion leafing'.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.5.html

3/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig 4.27 'Yellow­flash' can occur on Roundup Ready soybeans with late applications. Chlorosis occurs in the newest trifoliates first, but the plants generally grow out of the response.

For more information about Amino Acid Biosynthesis Inhibitors: A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at the Iowa State University Weed Science Website.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.5.html

4/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Glufosinate (Group H­10) Glufosinate is a postemergence nonselective herbicide that inhibits glutamine synthetase, the initial enzyme in the pathway that assimilates nitrogen into organic compounds. Glutamine synthetase is the pivotal enzyme in nitrogen metabolism and recycles ammonia produced in other plant processes such as photorespiration and deamination reactions. When this reaction is blocked there is a buildup of ammonia in the plant that destroys cells and directly inhibits PS I and PS II reactions. The buildup of ammonia reduces the pH gradient across cell membranes which can uncouple photophosphorylation. The ammonia toxicity can cause considerable damage to the chloroplast and mitochondrial membranes. Glufosinate exhibits a limited degree of selectivity and is active on both monocots and dicots. Glufosinate treatments cause the rapid inhibition of photosynthesis (via inhibition of Rubisco) and the accumulation of ammonia, which in turn results in the reduction of photosynthesis, and disruption of chloroplast structure. The ammonia toxicity can cause considerable damage to the chloroplast and mitochondrial membranes.

Fig. 4.28

Tolerance to glufosinate may be the result of differences in target site sensitivity, difference in metabolism (not proven yet), and/or differences in absorption/translocation. Glufosinate does not translocate as well as glyphosate, so better spray coverage of plant organs may be needed for ideal control. Degradation of glufosinate is largely through microbial activity. https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.6.html

1/2

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Glufosinate tolerant crops have been develop consisting of soybean, corn, cotton, rice, and canola and are known as 'LibertyLink' crops. For more information about Glufosinate: A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at Iowa State University Weed Science Website.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.6.html

2/2

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Pigment Inhibitors – Phytoene Desaturase (PDS) Inhibitors (F­ 11) and HPPD Inhibitors (Group F­27) Pigment inhibitors are made up of several chemical families (diterpene synthesis inhibitor [F­ 11]: isoxazolidinone and HPPD inhibitors [F­27]: isoxazole and triketones) that affect enzymes involved in the synthesis of carotene pigments. These herbicides are called 'bleachers' due to the characteristic white plant tissue that develops on susceptible plants following application. Carotenoid pigments are present in large quantities in the thylakoid membranes within the chloroplast and serve to protect the plant's chlorophyll from decomposition by sunlight. The carotenoids help quench energy at the thylakoid membranes. Without adequate carotenoids present the thylakoid membranes can be overrun with photons which results in photobleaching. Carotenoids play an important role in dissipating oxidative energy from singlet O2. If carotenoid synthesis is inhibited, there is a loss of chlorophyll and the plants turn white. Without chlorophyll pigments, the plant will eventually die. Diterpene synthesis inhibitor (F­11) Isoxazolidinone (Clomazone – trade name Command) is metabolized to the 5­keto form of clomazone which is herbicidally active that inhibits carotenoid synthesis by inhibiting a key component to plastid isoprenoid synthesis. Blockage of this pathway halts production of gibberellins, plastoquinone, carotenoids, and the phytol tail of chlorophyll. When the carotenoid production is blocked, chlorophyll molecules are much more susceptible to bleaching in sunlight. When the plants pigments disappear, photosynthesis cannot be carried out by the plant resulting in plant death when the seed energy reserves are used up. Clomazone is applied PRE. It is xylem mobile and is taken up by both roots and shoots. Differential metabolism of clomazone confers tolerance to plants. Off­target injury is a problem ­4 with clomazone due to its relative high vapor pressure (1.44 x 10  mm Hg at 25°C) resulting in volatility off of the soil surface. Desaturase enzymes are one of the most important enzymes in the production of carotenoids and appear to be the target of many herbicides that function as pigment inhibitors. There are only a few herbicides that affect phytoene desaturase. They are norflurazon (Zorial) and fluridone (Sonar). These are both older herbicides.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.7.html

1/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig. 4.29 Terpenoid pathway and suggested site of clomazone interference (star) and norflurazon and fluridone (triangle).

HPPD Inhibitors (F­27) Isoxazole (isoxaflutole) and triketone (mesotrine, tembotrione, and tropramezone) indirectly inhibit carotenoids biosynthesis by binding to hydroxyphenyl pyruvate dioxygenase (HPPD), an enzyme involved in the synthesis of carotene pigments. HPPD is an important enzyme that converts the amino acid tyrosine to plastoquinone which is a required cofactor for phytoene desaturase, a key enzyme in carotenoid biosynthesis. Chemical uptake is through both roots and shoots.

Fig. 4.30 Tocopherol and plastoquinone biosynthesis in higher https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.7.html

2/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

plants.

Shown in this schematic is a model for the participation of plastoquinone in phytoene desaturation as has been demonstrated by Norris et al. (1995), plus the final step leading to a­ tocopherol (vitamin E) formation. Sites of inhibition by two different chemical classes of bleaching herbicides (represented by sulcotrione and norflurazon) and possible locations of pds1 and pds2 mutations in the pathway are also indicated. Herbicides in this family are applied pre­emergence (PRE) or post­emergence (POST) depending on the respective chemical. Isoxaflutole can only be applied PRE while mesotrione can be applied using either PRE or POST applications. Tembotrione is applied POST. Bleachers major control is on broadleaf weeds while having some early season grass control. Injury symptoms include bleaching or chlorosis. Bleaching symptoms for pigment inhibitors initially occur in the most actively growing tissue (meristematic) and then throughout the treated plant in about two weeks. Tolerant plants have the ability to rapidly metabolize the compounds. Some HPPD inhibitors can only be applied preemergence (PRE) while other HPPD inhibitors can be applied both PRE and POE. They are rapidly absorbed by root and foliage tissue and translocated to other plant parts. HPPD herbicides provide some residual weed control depending on the product. Generally, the half­life is short, but some do have plant­back restrictions depending on the chemical molecule.

Fig. 4.31 Notice bleached (white) leaf tissue from mesotrione herbicide drift on tomato. Courtesy of University of Illinois.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.7.html

Fig. 4.32 "Mesotrione, a HPPD herbicide, injury on corn. Corn plants are generally able to grow out of early bleaching. Courtesy of Ontario Ministry of Agriculture Food & Rural Affairs.

3/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Photosystem II Inhibitors (Groups C­5, C­6, and C­7) Photosystem II inhibitor (PS II) herbicides block the flow of electrons through the PS II photosynthesis reaction and thus indirectly block the flow of excitation energy from chlorophyll to the PS II reaction center. The herbicides within the PS II inhibitors include the triazines, substituted ureas, and uracils. These PS II inhibitors stop electron transfer, and eventually lead to a buildup of electrons, membrane destabilization, and eventually death of the plants. Nitrophenols, nitriles, and pyridazinones also bind at the QB site, but may also uncouple electron transport or inhibit lipid and carotenoid synthesis. Photosystem II inhibitors inhibit photosynthesis by binding to the QB­binding niche on the D1 protein of photosystem II complex located in chloroplast thylakoid membranes. There are three different classes of inhibitors binding at different locations of the QB site. When the herbicides bind to this protein the electron transport from QA to QB is blocked and this stops CO2 fixation and the production of ATP and NADPH2 which are important in plant growth. When photosynthesis is inhibited the leaves will show chlorosis followed by necrosis. Plant death occurs by other processes in most cases. When QA cannot be reoxidized there is the formation of triplet state chlorophyll which interacts with ground state oxygen to form singlet oxygen. This results in the production of a lipid radical and initiating a chain reaction of lipid peroxidation. Oxidation of lipids and proteins result in the loss of chlorophyll and carotenoids and in leaky membranes which allow cells and cell organelles to dry and disintegrate rapidly.

Fig. 4.33 Schematic of Photosystem II reactions inside a chloroplast

In the early years of organic herbicide development, inhibitors of PS II formed the largest group of herbicides in the market; around 1970 they constituted about 50% of the https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.8.html

1/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

commercially available herbicides. By the early 1990's the PS II inhibitors only made up about 30% of the market and that percentage continues to decrease. There are three different groups of PS II inhibitors: C­5 consists of triazine (atrazine, simazine), triazinone (metribuzin) and uracils (bromacil and terbacil); C­6 consists of nitrile (bromoxynil) and benzothiadiazole (bentazone); and C­7 consisting of urea (linuron, fluometuron, and diuron). Within the triazine herbicides are three subgroups based upon their chemical structure and the type of chemical substitution that occurs. Chlorinated triazines end in "zine" (e.g. atrazine and simazine). Sulfur­methyl substituted triazines end in "tryn" (e.g. prometryn). The oxygen­methyl substituted triazines end in "ton" (e.g. prometon). Triazine and urea herbicides are generally absorbed by both roots and foliage while benzothiadiazole and nitrile herbicides are absorbed primarily by plant foliage. These herbicides are either soil­applied or early post­emergence and are absorbed by both roots and shoots. They are only xylem mobile and move upward in the plant. Injury symptoms occur after cotyledons on first true leaves emerge. Yellowing of leaf margins or tips on older and larger leaves are initially affected on grassy species. On broadleaf weeds, yellowing of the leaf tissue between the veins is noticed first. Plants are not affected by these herbicides until after the plants emerge and begin photosynthesis. When a PS II inhibitor is applied to the leaf tissue, very little will move from the tissue. PS II inhibitors are used on a number of agronomic crops to control both broadleaf and narrowleaf weeds. Selectivity is generally attributable to differential metabolism. Corn and sorghum possess a glutathione­S­transferase enzyme which selectively metabolizes triazine herbicides to non­toxic substances. Triazine photosynthetic inhibitors move apoplastically within the plant, and most are readily absorbed by the roots or foliage. The triazines generally have a fairly long half­life which can lead to persistence in the soil. Persistence is greater in sandy soils, under dry conditions and cold temperatures. Persistence can also be a problem in soils with low soil organic matter, low clay content and higher pH. They generally resist leaching and may persist up to one year in the soil depending on environmental conditions and application rate. Atrazine is a Restricted­ Use Herbicide because it is prone to leaching into groundwater supplies. Substituted ureas are used for selective PRE and POST control of grass and broadleaf weeds. These are particularly effective against small­seeded broadleaf weeds such as lambsquarter and pigweed. These herbicides usually do not leach significantly when applied to the soil in a preemergent application, but do need to be in the root zone to function. Therefore, it is best to apply prior to rainfall or irrigation.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.8.html

2/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig 4.34 Triazine injury on the lower leaves of soybean. Leaves show interveinal chlorosis and yellowing of leaf margin with some burning on some leaf tips. (Courtesy of Ontario Ministry of Agriculture Food & Rural Affairs)

Fig 4.35 Root uptake of metribuzin causing leaf injury to soybeans. The herbicide may also come in contact with the leaf tissue by herbicide/soil being splashed on to the lower leaves. (Courtesy of Ontario Ministry of Agriculture Food & Rural Affairs)

For more information about Photosystem II Inhibitors: A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at Iowa State University Weed Science Website.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.8.html

3/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Photosystem I Inhibitors (Group D­22) Photosystem I inhibitors (PS I), also known as Bipyridiliums (quaternary ammonium herbicides), consist of paraquat and diquat. PS I inhibitors rapidly disrupt cell membranes resulting in wilting and tissue death. PS I inhibitors are also referred to as "cell membrane disruptors" because of their contact activity. Paraquat is a non­selective post­emergence burndown herbicide, while diquat is used to control aquatic weeds. These compounds act by accepting an electron from PSI to form the phytotoxic form of the molecule. The phytotoxic form acts by producing a highly reactive hydroxyl radical. This radical destabilizes the membrane and results in cell death. These herbicides accept electrons from Photosystem I which reduces the herbicide to a form of an herbicide radical (free radicals). PS I herbicide radicals then reduce molecular oxygen to form superoxide radicals. In the presence of superoxide dismutase, the superoxide radicals react with themselves to form hydrogen peroxides. Hydrogen peroxide can oxidize –SH (sulfhydryl) groups on organic compounds within the cell. Hydrogen peroxide and superoxides react to generate hydroxyl radicals, which are highly reactive, that can destroy unsaturated lipids, including membrane fatty acids (lipid oxidation) and chlorophyll. The destruction of cell membranes by lipid hydroperoxides results in the cytoplasm leaking into intercellular spaces which leads to rapid leaf wilting and desiccation.

Fig. 4.36

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.9.html

1/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Very little of the translocation of PS I herbicides occur due to loss of plant membrane structure. Injury only occurs where the herbicide spray contacts the plant. There is very little translocation of the herbicide within the plant, therefore complete spray coverage is essential for weed control. Slight drift of bipyridiliums to corn, soybeans or ornamental crops does not result in significant growth inhibition. These chemicals are very water­soluble and are formulated as dichloride or dibromide salts. Little metabolism of these herbicides occurs because they act so quickly. Paraquat is one of the fastest acting herbicides known. The action is faster in the light than the dark and localized applications result in localized symptomology. Increased efficacy can be obtained when applications are made in the dark thus allowing translocation of the chemical to other tissues. When light hits the plants in the morning, the toxic effect is noticed in a greater range of tissues. These herbicides bind (absorb) readily to soil colloids due to strong positive charges on these herbicide molecules. They are rapidly degraded by ultraviolet light. These herbicides are extremely toxic (cross­bones on product label) and are non­selective.

Fig 4.37 Paraquat injury to soybean begins as water­soaked lesions (left) soon after application and progress to necrotic lesions with red rings (right) several days after application. (Courtesy of University of Missouri)

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.9.html

2/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

Fig 4.38 Water­soaked lesions on a corn leaf several hours after damage from paraquat. (Courtesy of University of Missouri)

For more information about PSI Inhibitors: A summary of this herbicide mode of action and relevant chemical and trade names is available at the Iowa State University Weed Science Website.

https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.9.html

3/3

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

AGRONOMY 533 : LESSON 4

Herbicide Metabolism in Plants Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides Protoporphyrinogen Oxidase (PPG oxidase or Protox) Inhibitors (Group E­14) There are several herbicide chemical families that make up the protoporphyrinogen oxidase (PPO) inhibitors, including diphenylethers, N­phenylphthalimides, oxadiazoles, oxazolidinediones, phenylpyrazoles, pyrimidindiones, thiadiazoles, and triazolinones. This discussion will only cover the major PPO inhibitors. Within the diphenylethers there are acifluorfen, fomesafen, and lactofen. In the N­phenylphthalimides are flumiclorac and flumioxazin. The aryl triazolinones consist of sulfentrazone and carentrazone, and pyrimidinedione (saflufenacil). Diphenyl ether (DPE) herbicides were introduced in the 1960's and are used primarily to control annual dicots, but some products have limited monocot activity. These herbicides cause rapid bleaching and desiccation of green tissues and photobleaching, which result in inhibition of photosynthesis. The molecular targets for DPE herbicides are the chloroplast and mitochondrial enzyme protoporphyrinogen­oxidase (PPO). The inhibition of PPO blocks chlorophyll and heme production and leads to an excessive formation of the singlet oxygening protoporphyrium IX (PPIX), a photosensitizing molecule. These observed effects are caused primarily by the peroxidative destruction of membrane lipids in the plasma membrane and tonoplast. These herbicides seem to be biologically active in the transfer of electrons, but not in the PSI or PSII systems. PPO inhibitors are also referred to as cell membrane disruptors and are sometimes called "burner"­type herbicides. Most of the PPO inhibitors are applied post­emergent (POE) but a few can be applied preemergent. When exposed to light, protoporphyrins released in the plant cell are excited to a triplet state and interacts with oxygen to produce singlet oxygen. Molecular oxygen is normally in a triplet state, but when oxygen is in the singlet state it is toxic to cells because it is much more destructive. Double bonds of fatty acid and amino acids are favorite targets of singlet oxygen. Membranes with high concentrations of double bonds such as unsaturated fatty acids are vulnerable to peroxidation (molecular damage) from free radicals produced by singlet oxygen. When PPO inhibitors inhibit PPO within the plant cell there is a release of protoporphyrins throughout the plant cell that when in the presence of light causes rapid plant death. These herbicides inhibit protoporphyrinogen oxidase (PPG oxidase or Protox), an enzyme of chlorophyll and heme biosynthesis catalyzing the oxidation of protoporphyrinogen IX (PPGIX) to protoporphyrin IX (PPIX). When there is inhibition of PPO, there is an accumulation of PPIX, the first light­absorbing chlorophyll precursor. The PPGIX overflows the thylakoid membrane, its normal environment, and oxides to PPIX outside of the thylakoid. Now light absorption by PPIX produces a triplet state of PPIX (an active state) which can interact with oxygen to form singlet oxygen. Both triplet PPIX and singlet oxygen remove hydrogen from https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.10.html

1/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

unsaturated lipids producing a lipid radical resulting in a chain reaction of lipid peroxidation. Both lipids and protein are oxidized resulting in loss of chlorophyll and carotenoids and membranes begin to leak which allows cells and cell organelles to dry and disintegrate rapidly.

Fig. 4.39

Diphenylether POE activity is due to contact action, membrane disruption, and photosynthesis inhibition thus complete plant coverage by the herbicide spray is required. Aryl triazolinones herbicides are absorbed both by roots and foliage. Susceptible plants emerging from the soil treated with these herbicides turn necrotic and die shortly after exposure to light. Examples of PPO inhibitors include acifluorfen and oxyfluorfen. These herbicides are usually applied post­emergence (POST) to control broadleaf weeds. At higher rates, they may control some grasses as well. Diphenyl ethers are readily absorbed by leaves, but there is little translocation of the herbicides within the plants since the herbicides damage the leaf membranes before the herbicides can be translocated within the plant. Little leaching is expected with this class of herbicides. Differential metabolism seems to be the basis of selectivity. This may be related to differential sensitivity to the toxic oxygen species (singlet oxygen scavenging systems), and/or differential susceptibility at the site of action (protox). There is limited translocation of these post applied herbicides since the PPO https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.10.html

2/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

herbicide response is so rapid in affecting the plant. The initial symptom of DPE application is a "water soaked" appearance of tissues.

Fig 4.40 PPO herbicides causes contact burn injury to emerged leaves, but newer leaves will not be affected. Courtesy of Ontario Ministry of Agriculture Food & Rural Affairs.

Fig 4.41 Effects of Blazer, a PPO herbicide on velvetleaf. Courtesy of University of Nebraska.

For more information about PPO Inhibitors, a summary of this herbicide mode of action and https://masters.agron.iastate.edu/classes/533/lesson04/4.2.10.html

3/4

8/14/2015

Plant Metabolism and Biochemical Interactions of Herbicides

relevant chemical and trade names is available at the Iowa State University Weed Science website. Additional general information on herbicides in general can be found at  Ontario Ministry of Agriculture Food & Rural Affairs University of Missouri field scouting manual. 

Discussion Topic 4.1 Name an environmental, field, or cultural condition that might affect a plant's ability to metabolize herbicides. How would this condition affect the plant's ability to metabolize a particular herbicide?

Assignment 4.1 Answer the following six questions 1.  Explain the difference between competitive and non­competitive inhibition. Give a hypothetical example of each. 2.  According to Shimabukuro et al., what role does conjugation play in herbicide metabolism? How does this make a herbicide less toxic? 3.  Herbicides that are electron transport diverters cause a buildup of electrons which result in free radicals. What anatomical structure in cells do these free radicals most often disrupt? What photosystem do these herbicides effect? Give an example of an herbicide with this MOA. 4.  What enzyme in the shikimate pathway does glyphosate inhibit? Based on inhibition theory, how could you overcome the effect of glyphosate? 5.  Imidazolinones affect both monocots and dicots. What principles are responsible for this herbicide's selectivity among crops and weeds? 6.  What groups of herbicides' main MOA is non­specific membrane disruption?

Lesson 4 Reflection Why reflect?

Submit your answers to the following questions in Blackboard Learn. 1.  In your own words, write a short summary (