Funkcja torsyny 1A w patomechanizmie dystonii torsyjnej typu 1

STRESZCZENIE

T

orsyna 1A jest białkiem, którego defekt odpowiedzialny jest za wywołanie dystonii torsyjnej typu 1, dziedzicznej choroby neurologicznej o wczesnym początku i bardzo zróżnicowanym przebiegu klinicznym. Podstawowa funkcja komórkowa torsyny 1A, polipeptydu zlokalizowanego przede wszystkim w siateczce śródplazmatycznej i otoczce jądrowej, nie jest wciąż znana, choć przypisuje się temu białku udział w wielu rozmaitych procesach komórkowych, takich jak zapewnianie prawidłowej struktury i funkcji otoczki jądrowej, regulowanie synaptycznego transportu pęcherzykowego czy też pełnienie funkcji opiekuńczej wobec nieprawidłowo zwiniętych białek. Niniejsze opracowanie stanowi próbę podsumowania obecnego stanu wiedzy na temat potencjalnych funkcji torsyny 1A w kontekście udziału zmutowanych wariantów tego białka w patogenezie dystonii torsyjnej typu 1.

WPROWADZENIE — DYSTONIA TORSYJNA TYPU 1 (DYT1)

Dystonie stanowią dość heterogenną grupę chorób neurologicznych, których wspólną cechą jest występowanie charakterystycznych ruchów mimowolnych, prowadzących do wyginania i skręcania różnych części ciała, a w konsekwencji do przyjmowania przez chorych nietypowych póz. Temu głównemu objawowi choroby towarzyszyć mogą pewne dodatkowe cechy kliniczne, takie jak drżenie mięśni, mioklonie (bardzo krótkotrwałe, gwałtowne skurcze mięśni) oraz parkinsonizm [1]. W tej zróżnicowanej grupie chorób wyróżnia się tak zwane dystonie pierwotne oraz wtórne, czyli pojawiające się na przykład w następstwie przebytych urazów lub jako uboczny skutek leczenia farmakologicznego. Znaczna część przypadków dystonii pierwotnych, obejmujących zarówno postaci rodzinne, jak i tzw. przypadki sporadyczne, to choroby uwarunkowane genetycznie. W chwili obecnej znanych jest już kilkanaście monogenowych wariantów dystonii pierwotnej o nieco zróżnicowanym przebiegu klinicznym i różnym sposobie dziedziczenia, najczęściej autosomalnym dominującym lub autosomalnym recesywnym [2]. Jedną z najlepiej poznanych dziedzicznych postaci dystonii jest dystonia torsyjna typu 1 (DYT1), stanowiąca najczęstszą formę dystonii pierwotnej u dzieci. Pierwsze kliniczne objawy tej choroby pojawiają się zwykle w wieku młodzieńczym (10-12 lat), najczęściej w postaci mimowolnych skurczów mięśni, które obejmują początkowo zazwyczaj tylko jedną z kończyn, a następnie rozprzestrzeniają się na pozostałe części ciała, prowadząc do pojawienia się tzw. uogólnionej postaci choroby [1]. Szacuje się, że częstość występowania DYT1 wśród osób pochodzenia europejskiego wynosi około 1/200 000, choć w niektórych populacjach choroba ta wydaje się być znacznie częstsza, osiągając na przykład częstość 1/16000 - 1/20000 wśród Żydów Aszkenazyjskich [3].

Marta Jurek Michał Milewski Instytut Matki i Dziecka, Zakład Genetyki Medycznej, Pracownia Biologii Komórki, Warszawa Instytut Matki i Dziecka, Zakład Genetyki Medycznej, Pracownia Biologii Komórki, ul. Kasprzaka 17A, 01-211 Warszawa; e-mail: [email protected]



Artykuł otrzymano 24 lipca 2014 r. Artykuł zaakceptowano 25 listopada 2014 r. Słowa kluczowe: torsyna 1A, dystonia torsyjna, siateczka śródplazmatyczna, białko opiekuńcze Wykaz skrótów: AAA+ (ang. ATPases associated with various activities) – ATPazy o rozmaitych funkcjach komórkowych; DYT1 – dystonia torsyjna typu 1, albo nazwa genu, którego defekt wywołuje tę chorobę; ER (ang. endoplasmic reticulum) – siateczka śródplazmatyczna; megaRNP – olbrzymie kompleksy rybonukleinowo-białkowe; NE (ang. nuclear envelope) – otoczka jądrowa; TOR1A – torsyna 1A Podziękowania: Praca powstała podczas realizacji projektu badawczego NN 401 135 439. Autorzy chcieliby podziękować profesorowi Jerzemu Balowi za cenne uwagi dotyczące pracy.

Pomimo dość wczesnego odkrycia defektu genetycznego odpowiedzialnego za DYT1 i ogromnego rozwoju nauki w dziedzinie badań neurologicznych i molekularnych, jaki się dokonał w ciągu ostatnich lat, brak jest wciąż odpowiedzi na pytanie o dokładny molekularny i komórkowy mechanizm patogenezy tej choroby. Ponieważ znajomość tego mechanizmu zwiększyłaby znacznie szanse opracowania nowego skutecznego sposobu leczenia DYT1, warto się z pewnością przyjrzeć aktualnemu stanowi naszej wiedzy w tym zakresie.

Postępy Biochemii 61 (1) 2015

35

GEN DYT1 I JEGO MUTACJE

Za wystąpienie objawów dystonii torsyjnej typu 1 odpowiedzialne jest uszkodzenie funkcji genu o nazwie DYT1, zlokalizowanego na długim ramieniu chromosomu 9 w pozycji 9q34 (Ryc. 1). Warto podkreślić, że choć znanych jest co najmniej kilka wariantów polimorficznych tego genu o potencjalnie patogennym charakterze, takich jak na przykład p.Asp194Val, p.Phe205Ile, p.Arg288Gln czy p.Phe328_Tyr328del [4-7], to jedyną definitywnie potwierdzoną zmianą o charakterze chorobotwórczym jest delecja trzech kolejnych nukleotydów w eksonie 5 (c.934-936delGAG). Na poziomie kodowanego przez ten gen białka o nazwie torsyna 1A (TOR1A) mutacja ta powoduje usunięcie jednej z dwóch sąsiadujących ze sobą reszt kwasu glutaminowego (ΔE302/303) w aminokwasowej sekwencji karboksylowego końca polipeptydu. Ponieważ dystonię torsyjną typu 1 cechuje znacznie obniżona penetracja patogennej mutacji (co oznacza, że zaledwie 30-40% nosicieli mutacji wykazuje charakterystyczne objawy choroby), sugeruje się, że przynajmniej niektóre spośród wymienionych polimorfizmów genu DYT1 mogą znacząco modyfikować typowy obraz kliniczny, prowadząc albo do zaostrzenia fenotypu, albo też do zmniejszenia ryzyka wystąpienia objawów, jak to ma prawdopodobnie miejsce w przypadku nosicieli zmiany p.Asn216His [8-11]. TORSYNA 1A JAKO PRODUKT BIAŁKOWY GENU DYT1

Kodowana przez gen DYT1 torsyna A jest jedną z kilku ludzkich torsyn. Ta niewielka rodzina białek obejmuje ponadto torsynę 1B (TOR1B), torsynę 2A (TOR2A) oraz torsynę 3A (TOR3A). Torsyny należą do znacznie większej nadrodziny białek o nazwie AAA+ (ang. ATPases associated with various activities), obejmującej liczne ATPazy o rozmaitych funkcjach komórkowych, z których większość tworzy oligomeryczne kompleksy polipeptydowe, dość często funkcjonujące jako białka opiekuńcze [12]. Większą część struktury torsyny 1A stanowi typowa dla wszystkich białek AAA+ domena ATPazowa, obejmująca szereg zachowanych w ewolucji motywów aminokwasowych zaangażowanych w wiązanie i hydrolizę ATP

Rycina 1. Struktura genu DYT1 oraz kodowanego przezeń białka TOR1A. Typowe motywy funkcjonalne w obrębie domeny ATPazowej torsyny 1A oznaczono skrótami WA (Walker A), WB (Walker B), RF (palec argininowy, ang. R finger), S-I (sensor I) oraz S-II (sensor II).

36

(Ryc. 1). Na szczególną uwagę zasługuje C-końcowy region tej domeny, odpowiadający występującemu w wielu innych białkach AAA+ charakterystycznemu motywowi aminokwasowemu o nazwie S-II (ang. sensor II). W przypadku torsyny A region ten nie zawiera jednak zachowanej w ewolucji reszty argininowej, a przy tym pełni prawdopodobnie dość wyjątkową funkcję czujnika potencjału redoks, regulującego zdolność torsyny 1A do oddziaływania z niektórymi ligandami [13]. Ponieważ w obrębie tego właśnie regionu zlokalizowana jest też wspomniana powyżej patogenna mutacja ΔE302/303, przypuszcza się, że fakt ten może mieć kluczowe znaczenie dla mechanizmu patogenezy dystonii torsyjnej typu 1. Pozostałe dwa główne elementy struktury torsyny 1A to charakterystyczna dla tego białka sekwencja aminokwasów hydrofobowych oraz sąsiadujący z nią N-końcowy peptyd sygnałowy. Obecność peptydu sygnałowego jest wymagana do prawidłowej lokalizacji białka TOR1A w świetle siateczki śródplazmatycznej (ER) oraz w świetle otoczki jądrowej NE, (ang. nuclear envelope), a zatem w dwóch połączonych ze sobą przedziałach komórkowych. Z kolei wspomniana sekwencja reszt aminokwasów hydrofobowych pośredniczy w oddziaływaniu torsyny 1A z błoną ER i zapobiega opuszczeniu przez to białko siateczki śródplazmatycznej na drodze transportu pęcherzykowego [14]. Choć gen DYT1 ulega ekspresji we wszystkich badanych tkankach ludzkich, podwyższony poziom tej ekspresji stwierdza się głównie w tkance nerwowej [15], co zgodne jest oczywiście z dominującym neurologicznym charakterem objawów klinicznych dystonii torsyjnej typu 1 i wskazuje na ścisły związek białka TOR1A z prawidłowym funkcjonowaniem neuronów. REGULACJA TRANSPORTU megaRNP LUB KOMPLEKSÓW RYBONUKLEOPROTEINOWYCH W OTOCZCE JĄDROWEJ

Jedną z łatwo zauważalnych konsekwencji obecności patogennej mutacji ΔE302/303 w torsynie 1A jest wyraźna zmiana subkomórkowej lokalizacji zmutowanego białka, obejmująca jego częściowe przemieszczenie się z ER do otoczki jądrowej, czemu towarzyszy dodatkowo powstawanie niewielkich agregatów torsyny 1A w okolicach tejże otoczki [16]. Dość wcześnie stwierdzono, że agregaty te nie mają charakteru inkluzji białkowych, a stanowią raczej dość specyficzne struktury subkomórkowe zbudowane z szeregu warstw błony białkowo-lipidowej, pomiędzy którymi gromadzi się zmutowana torsyna 1A [17]. Wyniki najnowszych badań doprowadziły do dość zaskakującego odkrycia, że owe obłonione struktury związane z torsyną 1A to granule zbudowane z olbrzymich kompleksów rybonukleinowo-białkowych (tzw. megaRNP), zawierających transkrypty dla genów kodujących kluczowe białka synaptyczne. Funkcja tych struktur polega na gromadzeniu i transportowaniu do synapsy nieaktywnych transkrypcyjnie kompleksów RNP, które dopiero po dotarciu do miejsca przeznaczenia ulegają aktywacji, zapewniając odpowiedni poziom syntezy białek niezbędnych do prawidłowego funkcjonowania synapsy. Zaskakujący jest również mechanizm tworzenia owych granul megaRNP, które powstają w wyniku inwagiwww.postepybiochemii.pl

otoczki jądrowej, nazwany „pułapką substratową”. Model ten przewidywał, że w wyniku niezdolności zmutowanej torsyny do przeprowadzenia hydrolizy przyłączonej cząsteczki ATP (lub też ewentualnie w wyniku niezdolności do przekazania energii uwolnionej w wyniku owej hydrolizy) dochodzi do trwałego związania się torsyny z przyłączonym wcześniej substratem białkowym, zakotwiczonym trwale w otoczce jądrowej [22]. Powodowałoby to nie tylko uwięzienie torsyny 1A w otoczce jądrowej, ale także deficyt tego białka w ER [23,24].

Rycina 2. Schemat przebiegu procesu transportu granuli megaRNP przez otoczkę jądrową (NE) przy udziale prawidłowej torsyny 1A (górny panel) oraz w obecności zmutowanego wariantu tego białka (dolny panel).

nacji wewnętrznej błony jądrowej i otoczenia nią jądrowych kompleksów RNP [18]. Otoczona błoną jądrową granula megaRNP przedostaje się w ten sposób do światła otoczki jądrowej, a następnie ulega fuzji z zewnętrzną błoną otoczki, dzięki czemu kompleksy megaRNP opuszczają ostatecznie jądro i mogą być transportowane do synapsy (Ryc. 2). Wydaje się, że prawidłowe białko TOR1A odgrywa niezwykle istotną rolę w transporcie megaRNA przez otoczkę jądrową, będąc czynnikiem niezbędnym dla ostatecznego zamknięcia się pęcherzyka zbudowanego z wewnętrznej błony otoczki jądrowej i zawierającego megaRNP [19]. W obecności patogennych wariantów torsyny A dochodzi natomiast do zatrzymania procesu „odcinania” pęcherzyków i do uwięzienia oligomerycznych form RNP w obłonionych strukturach związanych z otoczką jądrową, co w konsekwencji prowadzi do obniżenia poziomu produkcji białek synaptycznych, zaangażowanych w powstawanie połączeń nerwowo-mięśniowych, jak również do redukcji prawidłowo funkcjonujących pęcherzyków synaptycznych. Dokładny mechanizm, dzięki któremu torsyna 1A reguluje opisany powyżej proces tworzenia się pęcherzyków z granulami megaRNP nie został jeszcze poznany, ale można oczekiwać, że znaczącą rolę w tym procesie odgrywają niektóre białka otoczki jądrowej, o których od dość dawna wiadomo, że oddziałują z TOR1A. Do grupy znanych partnerów torsyny 1A należą między innymi takie białka jak LAP1 (ang. lamina associated protein 1), LULL1 (ang. lumenal domain-like LAP1), czy też omawiane w dalszej części tego opracowania białka należące do kompleksu LINC (ang. linker of nucleus and cytoskeleton) [20,21], przy czym od dawna podejrzewano, że zaburzenie procesu oddziaływania tych białek z torsyną 1A jest jednym z głównych mechanizmów odpowiedzialnych za patogenezę DYT1. Już w roku 2004 Goodchild i Dauter zaproponowali model wyjaśniający akumulację zmutowanego wariantu torsyny 1A w obrębie Postępy Biochemii 61 (1) 2015

Na uwagę zasługuje fakt, że oddziaływanie torsyny 1A z przynajmniej niektórymi białkami otoczki jądrowej, np. z LAP1 i LULL1, regulowane jest za pośrednictwem wspomnianego już uprzednio nietypowego odpowiednika motywu aminokwasowego S-II, stanowiącego w tym przypadku rodzaj czujnika reagującego na zmiany potencjału redoks. Zlokalizowana właśnie w obrębie tego regionu aminokwasowego patogenna mutacja ∆E302/303 zaburza zdolność torsyny 1A do oddziaływania z białkami otoczki jądrowej w zależności od zmian tego potencjału [13], co pozwala przypuszczać, że oddziaływania między białkami zachodzące za pośrednictwem S-II odgrywają ważną rolę w regulowaniu przez torsynę 1A kluczowych procesów zachodzących w otoczce jądrowej, obejmujących być może także opisany powyżej transport kompleksów megaRNP z jądra do synapsy, przy czym dotychczasowe ustalenia sugerują, że oddziaływanie torsyny 1A z białkiem siateczki śródplazmatycznej LULL1 sprzyja jej relokalizacji do otoczki, gdzie jednym z jej głównych potencjalnych substratów jest z kolei LAP1, białko zakotwiczone w wewnętrznej błonie otoczki jądrowej i oddziałujące z laminami macierzy jądrowej [21,25]. WSPÓŁTWORZENIE SIECI POŁĄCZEŃ MIĘDZY OTOCZKĄ JĄDROWĄ I CYTOSZKIELETEM

Funkcja torsyny 1A w otoczce jądrowej nie ogranicza się do regulowania transportu megaRNP. Białko to bierze bowiem także udział w procesach decydujących o zachowaniu prawidłowej budowy i kształtu otoczki jądrowej (Ryc. 3). Odbywa się to poprzez oddziaływanie torsyny 1A z nespryną 3, jedną z kilku nespryn zakotwiczonych w zewnętrznej błonie otoczki jądrowej i odgrywających

Rycina 3. Główne procesy komórkowe i białka związane z proponowanymi funkcjami komórkowymi torsyny 1A (wg. [49], zmodyfikowane).

37

ważną rolę w pośredniczeniu między białkami jądra komórkowego i wewnętrznej błony jądrowej z jednej strony oraz białkami cytoszkieletu komórkowego z drugiej strony [26]. Torsyna A wydaje się wpływać w szczególności na dynamikę oddziaływań nespryny 3 z plektyną, łączącą nesprynę z rozbudowaną siecią filamentów pośrednich, w tym filamentów wimentynowych [27]. Wyniki przeprowadzonych badań sugerują ponadto, że patogenne warianty torsyny 1A oddziałują z nespryną 3 znacznie silniej niż białko prawidłowe, zaburzając prawdopodobnie oddziaływanie nespryny z innymi białkami otoczki i powodując jednocześnie jej wzmożoną akumulację w obrębie otoczki jądrowej, co wydaje się wpływać negatywnie na funkcjonowanie całego kompleksu LINC, łączącego jądro komórkowe z cytoszkieletem [24]. Zaburzenie oddziaływań między białkami otoczki jądrowej, siateczki śródplazmatycznej oraz cytoszkieletu może prowadzić do nieprawidłowej polaryzacji jądra komórkowego i zaburzenia procesu migracji neuronów, a w konsekwencji do nieprawidłowości w budowie mózgu. Zarówno torsyna 1A jak i nespryna 3 wykazują wysoki poziom syntezy w prążkowiu, korze mózgowej, istocie czarnej oraz móżdżku, czyli w tych regionach mózgu, które najprawdopodobniej związane są z patogenezą dystonii torsyjnej. REGULACJA TRANSPORTU PĘCHERZYKOWEGO W SYNAPSIE

W świetle tak dobrze udokumentowanego udziału torsyny 1A w prawidłowym funkcjonowaniu otoczki jądrowej, nieco zaskakujące są wyniki licznych badań, wskazujące dodatkowo na bezpośredni udział tego białka w synaptycznym transporcie pęcherzykowym [28]. Analiza lokalizacji torsyny 1A w komórkach nerwowych wykazała rzeczywiście, że oprócz dominującego wzorca dystrybucji tego białka, obejmującego jego obecność w ER i NE, torsyna 1A znajdowana jest także w zakończeniach presynaptycznych, pęcherzykach aksonalnych oraz we frakcji błon synaptosomalnych [29,30], co wskazuje na potencjalną rolę tego białka w transporcie aksonalnym, cyrkulacji/recyklingu pęcherzyków synaptycznych oraz uwalnianiu neuroprzekaźników. Jednym z białek oddziałujących z TOR1A jest snapina, odgrywająca kluczową rolę w egzocytozie pęcherzyków synaptycznych. Snapina wzmacnia oddziaływanie kompleksu SNARE z synaptotagminą 1, białkiem obecnym w pęcherzykach synaptycznych. Patogenny wariant torsyny 1A wydaje się powodować zatrzymywanie synaptotagminy 1 w obrębie błony synaptycznej, co powoduje hamowanie procesu uwalniania neurotransmiterów [28]. Wyniki innych badań sugerują także, że torsyna 1A uczestniczy w regulacji transportu białka DAT, funkcjonującego w błonie presynaptycznej neuronów dopaminergicznych jako transporter dopaminy zaangażowany w zwrotny wychwyt neuroprzekaźników uwolnionych do szczeliny synaptycznej. Nadprodukcja torsyny 1A powoduje zatrzymanie transportera dopaminy we wnętrzu neuronu, a efekt ten zostaje zniesiony przez mutację obecną w białku TOR1A [31]. Ponieważ wiadomo również, że podwyższony poziom ekspresji genu torsyny 1A obserwuje się zwłaszcza w neuronach dopaminergicznych istoty czarnej [32,33], a z kolei charakterystyczną cechą dystonii torsyjnej typu 1 jest

38

powiększenie ciał komórek neuronów dopaminergicznych oraz podwyższony metabolizm dopaminy, korelujący dodatkowo ze zmniejszoną liczbą receptorów D1 i D2 w ciele prążkowym [34-36], to wszystkie te obserwacje zgodnie wskazują na znaczący udział torsyny 1A w regulowaniu transportu dopaminy, sugerując przy tym dość jednoznacznie wpływ zmutowanej torsyny 1A na zaburzenie równowagi w szlaku związanym z dopaminą u chorych z DYT1. Za znaczącym udziałem torsyny 1A w transporcie synaptycznym przemawiają ponadto wyniki badań nad jej oddziaływaniem z polipeptydem KLC1 (ang. Kinesin Light Chain 1), wchodzącym w skład heterotetramerycznego białka motorowego kinezyny 1 [30]. Torsyna 1A wykazuje kolokalizację z KLC1 w dystalnych zakończeniach aksonalnych. Prawidłowe warianty torsyny A podejrzewane są o indukowanie zmian konformacyjnych w KLC1, co wydaje się regulować oddziaływanie kinezyny 1 z ligandami. Z kolei zmutowana forma torsyny 1A nie wiąże się z KLC1, co przypuszczalnie prowadzi do powstania dużych wewnątrzkomórkowych inkluzji, których obecność wpływa negatywnie nie tylko na transport aksonalny, ale również na proces sortowania białek w komórce. Kolejny dowód na udział torsyny 1A w procesie wydzielania do macierzy zewnątrzkomórkowej stanowią wyniki badań przeprowadzonych na fibroblastach pochodzących od osób zdrowych i pacjentów z DYT1. Dzięki monitorowaniu procesu wydzielania białek przy użyciu reportera lucyferazowego stwierdzono obniżenie tempa tej sekrecji w fibroblastach pacjentów dystonicznych [37], przy czym podobny efekt osiągnięto wyciszając ekspresję genu DYT1 w fibroblastach osób zdrowych, co sugeruje, że fizjologiczny poziom białka TOR1A jest niezbędny do prawidłowego funkcjonowania transportu pęcherzykowego w komórce [38]. TORSYNA 1A JAKO BIAŁKO OPIEKUŃCZE?

Jedna z popularniejszych hipotez dotyczących potencjalnego mechanizmu patogenezy DYT1 zakłada funkcjonowanie torsyny A jako białka opiekuńczego, odpowiedzialnego za zahamowanie lub spowolnienie procesu agregacji różnych białek [39,40] lub też za inicjowanie degradacji nieprawidłowo sfałdowanych polipeptydów [41,42]. Choć hipotezę tę uwiarygodnia fakt, że wiele innych ATPaz z nadrodziny AAA+ pełni funkcję białek opiekuńczych, to nie jest jasne, w jaki sposób białko lokalizujące się głównie w świetle ER i NE (a dodatkowo zapewne w niektórych pęcherzykowatych strukturach synaptycznych), miałoby bezpośrednio powstrzymywać agregację niektórych białek cytoplazmatycznych, sugerowanych jako substraty dla opiekuńczej aktywności torsyny 1A. Przykładem takich wątpliwości może być chociażby sugerowany niegdyś udział torsyny 1A w hamowaniu agregacji synukleiny α, białka zaangażowanego w patogenezę choroby Parkinsona [39]. Wyniki tych stosunkowo wczesnych badań nie doczekały się jak dotąd dodatkowego potwierdzenia, a w ogłoszonej stosunkowo niedawno pracy podważono istnienie jakiegokolwiek ochronnego wpływu torsyny 1A w odniesieniu do agregacji i toksyczności synukleiny α [43].

www.postepybiochemii.pl

Jeden z ciekawszych przypadków potencjalnej opiekuńczej aktywności torsyny 1A dotyczy jej związków z innym białkiem zaangażowanym w patogenezę dystonii. Wykazano bowiem udział torsyny 1A w inicjacji procesu degradacji patogennych wariantów białka SGCE (znanego również jako sarkoglikan ε), którego mutacje są przyczyną wystąpienia objawów dystonii typu 11 (DYT11). Sarkoglikan ε obecny jest głównie w błonie komórkowej neuronów, podczas gdy zmutowany wariant tego białka zostaje zatrzymany wewnątrz komórki, gdzie związany jest z ER i kierowany do degradacji proteosomalnej. Zmutowana torsyna A nie jest zdolna do inicjowania procesu usuwania nieprawidłowych wariantów sarkoglikanu ε, co wskazuje na potencjalne znaczenie tego procesu dla patogenezy DYT1 [42]. Wielu badaczy wskazuje na potencjalne ochronne działanie torsyny 1A w odniesieniu do ogólnych skutków działania stresu oksydacyjnego. Dowodem na takie działanie ochronne może być między innymi fakt, że nadprodukcja białka torp4a (będącego homologiem ludzkiej torsyny 1A) u muszki owocowej (Drosophila melanogaster) przeciwdziała degeneracji neuronów w siatkówce oka, a z kolei wyciszenie ekspresji genu kodującego to białko przyspiesza ów proces neurodegeneracji [44]. Także wyniki innych badań przeprowadzanych w różnych układach doświadczalnych sugerują, że torsyna 1A zmniejsza szkodliwe skutki działania stresu oksydacyjnego [45-48]. Szczególna wrażliwość neuronów na działanie stresu oksydacyjnego jest oczywiście zjawiskiem, które zwiększa prawdopodobieństwo ewentualnego wpływu osłabienia wszelkich potencjalnych mechanizmów ochrony przed stresem na patogenezę rozmaitych chorób neurologicznych, w tym także dystonii torsyjnej typu 1. W chwili obecnej trudno jest jednak określić, jaki konkretny mechanizm komórkowy leżałby u podstaw owej ochronnej funkcji torsyny 1A. UWAGI KOŃCOWE

Choć torsyna 1A jest stosunkowo niewielkim białkiem o dość prostej budowie, wyniki dotychczasowych badań wskazują na ogromną rozmaitość funkcji pełnionych przez ten polipeptyd w różnych przedziałach komórkowych, a należy zaznaczyć, że niniejsze opracowanie nie zawiera pełnej listy jego potencjalnych partnerów [49]. Większość proponowanych funkcji torsyny 1A ma kluczowe znaczenie przede wszystkim dla prawidłowego działania komórek nerwowych, co dotyczy chociażby transportu granul megaRNP z transkryptami synaptycznymi, regulacji rozmaitych elementów synaptycznego transportu pęcherzykowego czy niesprecyzowanej dotąd bliżej funkcji ochronnej przed skutkami stresu oksydacyjnego. Ta rozmaitość sugerowanych funkcji nie pozwala na razie jednoznacznie określić głównego elementu z szerokiego zakresu aktywności torsyny 1A, który decydowałby o patogenności mutacji odpowiedzialnej za dystonię torsyjną typu 1. Zarówno dominujący charakter mutacji odpowiedzialnej za DYT1, jak i (przede wszystkim) dość znaczący fakt, że tylko jedna z wielu znanych mutacji w genie DYT1 jest bezsprzecznie związana z patogenezą tej choroby, pozwalają przypuszczać, że pojawieniu się owej konkretnej patoPostępy Biochemii 61 (1) 2015

gennej mutacji ΔE302/303 towarzyszy nabycie przez białko pewnej toksycznej dla komórki funkcji, decydującej o rozwoju choroby. Jednoznaczne przyjęcie powyższego założenia wzbudza oczywiście nieco wątpliwości, ponieważ trudno definitywnie odrzucić kilka alternatywnych wytłumaczeń omawianego paradoksu, jak chociażby wytłumaczenia opartego na potencjalnym dominującym negatywnym efekcie mutacji, przy dość prawdopodobnym założeniu, że torsyna 1A funkcjonuje jako oligomer (heksamer), podobnie jak większość innych białek AAA+. Mimo wszystko warto jednak zauważyć, że wyselekcjonowanie tych potencjalnych funkcji torsyny 1A, które byłyby zgodne z nabyciem, a nie utratą funkcji przez zmutowany wariant białka, może w przyszłości zawęzić sferę poszukiwań do kilku najciekawszych pod tym względem funkcji białka, choć w chwili obecnej nasza wiedza nie wydaje się być wystarczająca do dokonania takiego wyboru. Obecnie stosuje się co najmniej kilka różnych metod leczenia dystonii torsyjnej typu 1, jednak zarówno ich skuteczność, jak i dostępność dla chorych, są dosyć ograniczone. Leczenie farmakologiczne opiera się na podawaniu chorym leków lub zastrzyków zmniejszających napięcie mięśniowe. Najcięższe postaci choroby leczone są chirurgicznie. Zabiegi takie obejmują talamotomię lub palidotomię oraz wybiórczą denerwację [50]. Obiecującą metodą leczenia chirurgicznego jest tzw. głęboka stymulacja mózgu (ang. deep brain stimulation, DBS), polegająca na stymulacji odpowiedniego obszaru mózgu impulsami elektrycznymi, generowanymi przez rozrusznik połączony ze stymulatorem, wszczepianym podskórnie w okolicy klatki piersiowej [51-53]. Nie ulega jednak wątpliwości, że istnieje zapotrzebowanie na skuteczną i jednocześnie niezbyt inwazyjną formę terapii tej choroby, dlatego należy przyglądać się z uwagą najbliższym odkryciom dotyczącym molekularnego i komórkowego podłoża DYT1. PIŚMIENNICTWO: 1. Fahn S, Bressman SB, Marsden CD (1998) Classification of dystonia. Adv Neurol 78: 1-10 2. Müller U (2009) The monogenic primary dystonias. Brain 132: 20052025 3. Müller U, Kupke KG (1990) The genetics of primary torsion dystonia. Hum Genet 84: 107-115 4. Cheng FB, Wan XH, Zhang Y, Miao J, Sun Y, Sun YB, Feng JC (2013) TOR1A sequence variants and the association with early-onset primary dystonia in the Chinese Han population. Parkinsonism Relat Disord 9: 399-401 5. Calakos N, Patel VD, Gottron M, Wang G, Tran-Viet KN, Brewington D, Beyer JL, Steffens DC, Krishnan RR, Züchner S (2010) Functional evidence implicating a novel TOR1A mutation in idiopathic, late-onset focal dystonia. J Med Genet 47: 646-650 6. Zirn B, Grundmann K, Huppke P, Puthenparampil J, Wolburg H, Riess O, Müller U (2008) Novel TOR1A mutation p.Arg288Gln in early-onset dystonia (DYT1). J Neurol Neurosurg Psychiatry 79: 1327-1330 7. Leung JC, Klein C, Friedman J, Vieregge P, Jacobs H, Doheny D, Kamm C, DeLeon D, Pramstaller PP, Penney JB, Eisengart M, Jankovic J, Gasser T, Bressman SB, Corey DP, Kramer P, Brin MF, Ozelius LJ, Breakefield XO (2001) Novel mutation in the TOR1A (DYT1) gene in atypical early onset dystonia and polymorphisms in dystonia and early onset parkinsonism. Neurogenetics 3: 133-143 8. Clarimon J, Asgeirsson H, Singleton A, Jakobsson F, Hjaltason H, Hardy J, Sveinbjornsdottir S (2005) Torsin A haplotype predisposes to idiopathic dystonia. Ann Neurol 57: 765-767

39

9. Kock N, Naismith TV, Boston HE, Ozelius LJ, Corey DP, Breakefield XO, Hanson PI (2006) Effects of genetic variations in the dystonia protein torsinA: identification of polymorphism at residue 216 as protein modifier. Hum Mol Genet 15: 1355-1364 10. Risch NJ, Bressman SB, Senthil G, Ozelius LJ (2007) Intragenic Cis and Trans modification of genetic susceptibility in DYT1 torsion dystonia. Am J Hum Genet 80: 1188-1193 11. Kamm C, Fischer H, Garavaglia B, Kullmann S, Sharma M, Schrader C, Grundmann K, Klein C, Borggraefe I, Lobsien E, Kupsch A, Nardocci N, Gasser T (2008) Susceptibility to DYT1 dystonia in European patients is modified by the D216H polymorphism. Neurology 70: 2261-2262 12. Ozelius LJ, Hewett JW, Page CE, Bressman SB, Kramer PL, Shalish C, de Leon D, Brin MF, Raymond D, Corey DP, Fahn S, Risch NJ, Buckler AJ, Gusella JF, Breakefield XO (1997) The early-onset torsion dystonia gene (DYT1) encodes an ATP-binding protein. Nat Genet 17: 40-48 13. Zhu L, Millen L, Mendoza JL, Thomas PJ (2010) A unique redox-sensing sensor II motif in TorsinA plays a critical role in nucleotide and partner binding. J Biol Chem 285: 37271-37280 14. Vander Heyden AB, Naismith TV, Snapp EL, Hanson PI (2011) Static retention of the lumenal monotopic membrane protein torsinA in the endoplasmic reticulum. EMBO J 30: 3217-3231 15. Augood SJ, Penney JB Jr, Friberg IK, Breakefield XO, Young AB, Ozelius LJ, Standaert DG (1998) Expression of the early-onset torsion dystonia gene (DYT1) in human brain. Ann Neurol. 43: 669-673

28. Granata A, Watson R, Collinson LM, Schiavo G, Warner TT (2008) The dystonia-associated protein torsinA modulates synaptic vesicle recycling. J Biol Chem 283: 7568-7579 29. Augood SJ, Keller-McGandy CE, Siriani A, Hewett J, Ramesh V, Sapp E, DiFiglia M, Breakefield XO, Standaert DG (2003) Distribution and ultrastructural localization of torsinA immunoreactivity in the human brain. Brain Res 986: 12-21 30. Kamm C, Boston H, Hewett J, Wilbur J, Corey DP, Hanson PI, Ramesh V, Breakefield XO (2004) The early onset dystonia protein torsinA interacts with kinesin light chain 1. J Biol Chem 279: 19882-199892 31. Torres GE, Sweeney AL, Beaulieu JM, Shashidharan P, Caron MG (2004) Effect of torsinA on membrane proteins reveals a loss of function and a dominant-negative phenotype of the dystonia-associated DeltaE-torsinA mutant. Proc Natl Acad Sci USA 101: 15650-15655 32. Augood SJ, Penney JB Jr, Friberg IK, Breakefield XO, Young AB, Ozelius LJ, Standaert DG (1998) Expression of the early-onset torsion dystonia gene (DYT1) in human brain. Ann Neurol 43: 669-673 33. Augood SJ, Martin DM, Ozelius LJ, Breakefield XO, Penney JB Jr, Standaert DG ( 1999) Distribution of the mRNAs encoding torsinA and torsinB in the normal adult human brain. Ann Neurol 46: 761-769 34. Augood SJ, Hollingsworth Z, Albers DS, Yang L, Leung JC, Muller B, Klein C, Breakefield XO, Standaert DG (2002) Dopamine transmission in DYT1 dystonia: a biochemical and autoradiographical study. Neurology 59: 445-448

16. Wright R, Basson M, D’Ari L, Rine J (1988) Increased amounts of HMG-CoA reductase induce “karmellae”: a proliferation of stacked membrane pairs surrounding the yeast nucleus. J Cell Biol 107: 101-114

35. Rostasy K, Augood SJ, Hewett JW, Leung JC, Sasaki H, Ozelius LJ, Ramesh V, Standaert DG, Breakefield XO, Hedreen JC (2003) TorsinA protein and neuropathology in early onset generalized dystonia with GAG deletion. Neurobiol Dis 12: 11-24

17. Gonzalez-Alegre P, Paulson HL (2004) Aberrant cellular behavior of mutant torsinA implicates nuclear envelope dysfunction in DYT1 dystonia. J Neurosci 24: 2593-2601

36. McNaught KS, Kapustin A, Jackson T, Jengelley TA, Jnobaptiste R, Shashidharan P, Perl DP, Pasik P, Olanow CW(2004) Brainstem pathology in DYT1 primary torsion dystonia. Ann Neurol 56: 540-547

18. Speese SD, Ashley J, Jokhi V, Nunnari J, Barria R, Li Y, Ataman B, Koon A, Chang YT, Li Q, Moore MJ, Budnik V (2012) Nuclear envelope budding enables large ribonucleoprotein particle export during synaptic Wnt signaling. Cell 149: 832-846

37. Hewett JW, Tannous B, Niland BP, Nery FC, Zeng J, Li Y, Breakefield XO (2007) Mutant torsinA interferes with protein processing through the secretory pathway in DYT1 dystonia cells. Proc Natl Acad Sci USA 104: 7271-7276

19. Jokhi V, Ashley J, Nunnari J, Noma A, Ito N, Wakabayashi-Ito N, Moore MJ, Budnik V (2013) Torsin mediates primary envelopment of large ribonucleoprotein granules at the nuclear envelope. Cell Rep 3: 988-995

38. Hewett JW, Nery FC, Niland B, Ge P, Tan P, Hadwiger P, Tannous BA, Sah DW, Breakefield XO (2008) siRNA knock-down of mutant torsinA restores processing through secretory pathway in DYT1 dystonia cells. Hum Mol Genet 17: 1436-1445

20. Goodchild RE, Kim CE, Dauer WT (2005) Loss of the dystonia-associated protein torsinA selectively disrupts the neuronal nuclear envelope. Neuron 48: 923-932

39. McLean PJ, Kawamata H, Shariff S, Hewett J, Sharma N, Ueda K, Breakefield XO, Hyman BT (2002) TorsinA and heat shock proteins act as molecular chaperones: suppression of alpha-synuclein aggregation. J Neurochem 83: 846-854

21. Vander Heyden AB, Naismith TV, Snapp EL, Hodzic D, Hanson PI (2009) LULL1 retargets TorsinA to the nuclear envelope revealing an activity that is impaired by the DYT1 dystonia mutation. Mol Biol Cell 20: 2661-2672 22. Goodchild RE, Dauer WT (2004) Mislocalization to the nuclear envelope: an effect of the dystonia-causing torsinA mutation. Proc Natl Acad Sci USA 101: 847-852 23. Giles LM, Li L, Chin LS (2009) Printor, a novel torsinA-interacting protein implicated in dystonia pathogenesis. J Biol Chem 284: 21765-21775 24. Nery FC, Zeng J, Niland BP, Hewett J, Farley J, Irimia D, Li Y, Wiche G, Sonnenberg A, Breakefield XO (2008) TorsinA binds the KASH domain of nesprins and participates in linkage between nuclear envelope and cytoskeleton. J Cell Sci 121: 3476-3486 25. Zhao C, Brown RS, Chase AR, Eisele MR, Schlieker C (2013) Regulation of Torsin ATPases by LAP1 and LULL1 Proc Natl Acad Sci USA 110: E1545-54 26. Crisp M, Liu Q, Roux K, Rattner JB, Shanahan C, Burke B, Stahl PD, Hodzic D (2006) Coupling of the nucleus and cytoplasm: role of the LINC complex. J Cell Biol 172: 41-53 27. Wilhelmsen K, Litjens SH, Kuikman I, Tshimbalanga N, Janssen H, van den Bout I, Raymond K, Sonnenberg A (2005) Nesprin-3, a novel outer nuclear membrane protein, associates with the cytoskeletal linker protein plectin. J Cell Biol 171: 799-810

40

40. Caldwell GA, Cao S, Sexton EG, Gelwix CC, Bevel JP, Caldwell KA (2003) Suppression of polyglutamine-induced protein aggregation in Caenorhabditis elegans by torsin proteins. Hum Mol Genet 12: 307-319 41. Zimprich A, Grabowski M, Asmus F, Naumann M, Berg D, Bertram M, Scheidtmann K, Kern P, Winkelmann J, Müller-Myhsok B, Riedel L, Bauer M, Müller T, Castro M, Meitinger T, Strom TM, Gasser T (2001) Mutations in the gene encoding epsilon-sarcoglycan cause myoclonus-dystonia syndrome. Nat Genet 29: 66-69 42. Esapa CT, Waite A, Locke M, Benson MA, Kraus M, McIlhinney RA, Sillitoe RV, Beesley PW, Blake DJ (2007) SGCE missense mutations that cause myoclonus-dystonia syndrome impair epsilon-sarcoglycan trafficking to the plasma membrane: modulation by ubiquitination and torsinA. Hum Mol Genet 16: 327-342 43. Li X, Lee J, Parsons D, Janaurajs K, Standaert DG (2012) Evaluation of TorsinA as a target for Parkinson disease therapy in mouse models. PLoS One 7:e50063. doi: 10.1371/journal.pone.0050063 44. Muraro NI, Moffat KG (2006) Down-regulation of torp4a, encoding the Drosophila homologue of torsinA, results in increased neuronal degeneration. J Neurobiol 66: 1338-1353 45. Hewett J, Ziefer P, Bergeron D, Naismith T, Boston H, Slater D, Wilbur J, Schuback D, Kamm C, Smith N, Camp S, Ozelius LJ, Ramesh V, Hanson PI, Breakefield XO (2003) TorsinA in PC12 cells: localization in the endoplasmic reticulum and response to stress. J Neurosci Res 72: 158-168

www.postepybiochemii.pl

46. Kuner R, Teismann P, Trutzel A, Naim J, Richter A, Schmidt N, von Ahsen O, Bach A, Ferger B, Schneider A (2003) TorsinA protects against oxidative stress in COS-1 and PC12 cells. Neurosci Lett 350: 153156 47. Shashidharan P, Paris N, Sandu D, Karthikeyan L, McNaught KS, Walker RH, Olanow CW (2004) Overexpression of torsinA in PC12 cells protects against toxicity. J Neurochem 88: 1019-1025 48. Chen P, Burdette AJ, Porter JC, Ricketts JC, Fox SA, Nery FC, Hewett JW, Berkowitz LA, Breakefield XO, Caldwell KA, Caldwell GA (2010) The early-onset torsion dystonia-associated protein, torsinA, is a homeostatic regulator of endoplasmic reticulum stress response. Hum Mol Genet 19: 3502-3515 49. Granata A, Schiavo G, Warner TT (2009) TorsinA and dystonia: from nuclear envelope to synapse. J Neurochem 109: 1596-1609

50. Szołna A, Harat M, Gryz J (2006) Leczenie dystonia pierwotnej stereotaktyczną palidotomią i talamontomią. Neurologia Neurochirurgia Polska 40:186-193 51. Coubes P, Roubertie A, Vayssiere N, Hemm S, Echenne B (2000) Treatment of DYT1-generalised dystonia by stimulation of the internal globus pallidus. Lancet 355: 2220-2221 52. Coubes P, Vayssiere N, El Fertit H, Hemm S, Cif L, Kienlen J, Bonafe A, Frerebeau P (2002) Deep brain stimulation for dystonia. Surgical technique. Stereotact Funct Neurosurg 78:183-191 53. Volkmann J, Herzog J, Kopper F, Deuschl G (2002) Introduction to the programming of deep brain stimulators. Mov Disord Suppl 3: S181187

Torsin 1A and the pathomechanism of torsion dystonia type 1 Marta Jurek, Michał Milewski Institute of Mother and Child, Department of Medical Genetics, Laboratory of Cell Biology, 17A Kasprzaka St., 01-211 Warsaw, Poland 

e-mail: [email protected]

Key words: torsin 1A, torsion dystonia, endoplasmic reticulum, chaperon protein

ABSTRACT Torsin 1A is a protein mutated in torsion dystonia type 1, a hereditary neurological disorder of early onset and variable clinical picture. The basic cellular function of torsin 1A, a polypeptide localized predominantly in the endoplasmic reticulum and nuclear envelope, remains unknown, although the protein is suspected of being involved in many different cellular processes, including regulating a proper structure and function of nuclear envelope, contributing to the synaptic vesicular trafficking, or assisting in proper folding of misfolded proteins. This review summarizes the current state of knowledge regarding the potential functions of torsin 1A in the context of hypothetical pathomechanisms responsible for torsion dystonia type 1. Postępy Biochemii 61 (1) 2015

41