ESTUDIO SOBRE EL USO DE MACROFITAS SUMERGIDAS PARA EL TRATAMIENTO DE AGUA. Zetina Moguel Carlos Enrique, Pat Canul Roberto Juvencio, Peniche Ayora Irene Josefina, Sauri Salazar Víctor Manuel Universidad Autónoma de Yucatán. Facultad de Ingeniería. Coordinación de Ingeniería Ambiental. Av. Industrias No Contaminantes por Anillo Periférico Norte S/N . Apdo. Postal 150, Cordemex . Mérida, Yucatán. México. CP. 97111 Tel: (99) 410191 ext. 129. Fax (99) 410189. e-mail: [email protected] RESUMEN El objetivo de este trabajo fue evaluar las tasas de productividad primaria y de respiración de una asociación de macrofitas sumergidas compuesta por algas del género Chara, algas filamentosas y Utricularia gibba y de manera paralela evaluar su capacidad para reducir la concentración de contaminantes. Los resultados muestran un decremento en la concentración de nitratos de 82 a 89 %; así mismo las concentraciones de nitritos muestran también una disminución de 87 a 93 % y las concentraciones de nitrógeno amoniacal mostraron un incremento. Las concentraciones de fósforo muestran una reducción de 35 a 49 %; sin embargo, los cambios en las concentraciones de esta variable no fueron diferentes a los cambios ocurridos en los testigos. Las macrofitas modifican el ambiente físico y químico circundante durante el período fotosintético incrementando la temperatura, pH y oxígeno disuelto y durante el período oscuro elevan la conductividad y disminuyen la concentración de oxígeno. INTRODUCCION El acuaparque de la ciudad de Mérida, Yucatán, es un parque que cuenta con un sistema acuático artificial construido a partir de la exposición del acuífero en un banco de materiales pétreos abandonados. La construcción del cuerpo de agua se hizo con la finalidad de utilizarlo en actividades recreativas entre las que figuraban el canotaje y el uso como balneario; sin embargo, a raíz de un florecimiento de fitoplancton ocurrido en abril de 1998 y que cambió la coloración del agua, la Universidad Autónoma de Yucatán a solicitud del Municipio de Mérida, inició estudios orientados a evaluar si la calidad del agua de este sistema era apropiada o no para usarse como balneario, así como proponer medidas que permitieran alcanzar o mantener las condiciones propicias para este uso. Algunas de estas medidas fueron el tratamiento de las aguas para evitar los florecimientos fitoplanctónicos, así como la reducción o eliminación de organismos potencialmente patógenos. Parte de la problemática asociada al tratamiento de las aguas está relacionada con que este sistema acuático constituye una exposición a cielo abierto del acuífero subterráneo y las acciones que se realicen en el sistema tendrán, en mayor o menor medida, repercusiones sobre él. Esta situación ha estimulado la

1

búsqueda de sistemas de tratamiento basados en el incremento de la capacidad de autodepuración de los sistemas acuáticos y este trabajo se inscribe en esa búsqueda. A raíz de la exposición del acuífero, en este sistema se inició un proceso de colonización natural de vegetales acuáticos, entre los cuales destacan algunas especies de macrofitas acuáticas emergentes y sumergidas. Las especies de macrofitas presentes en el acuaparque constituyen asociaciones de gramíneas y tular con las especies Cladium jamaicience y Typha angustifolia (Miranda, 1964); entre la asociación de tular y en áreas someras cercanas a estas asociaciones es posible identificar manchones de macrofitas sumergidas, entre las cuales se presentan algas del género Chara asociadas a algas filamentosas y la especie Utricularia gibba. Las macrofitas juegan un papel importante en el flujo de energía y los ciclos de nutrientes en los sistemas lacustres. Durante la fotosíntesis son capaces de incorporar energía en forma de materia orgánica y durante este proceso toman nutrientes del agua y de manera importante fósforo y nitrógeno. Por otra parte debido a la captación de nutrientes, modificaciones del medio circundante o por liberación de substancias antibióticas, son capaces de inhibir el crecimiento y reproducción de otros organismos, entre los que se cuentan algas microscópicas y grupos bacterianos (Wetzel, 1981). El fósforo y algunas formas químicas del nitrógeno son considerados contaminantes cuando se presentan en el agua en concentraciones elevadas, su presencia favorece el crecimiento de fitoplancton y la proliferación de organismos potencialmente patógenos por lo que es deseable disminuir su concentración y para esto se han desarrollado diferentes métodos de tratamiento que incluyen procedimientos químicos y biológicos. Las plantas acuáticas se han usado desde hace tiempo en sistemas de tratamiento de aguas residuales, los tipos de plantas usadas son: algas microscópicas en sistemas de lagunas, plantas flotantes como el jacinto de agua o las lentejas de agua y plantas emergentes entre las cuales se encuentra el tule o junco usados en pantanos (Pedraza, 1994). Se ha encontrado que los sistemas basados en plantas constituyen alternativas de tratamiento que permiten buenas eficiencias de remoción de contaminantes; sin embargo, prevalecen problemas relacionados con: la separación de las plantas del agua de los efluentes o la cosecha, el proceso de conversión de la cosecha en subproductos útiles o fácilmente manejables, en algunos casos la acumulación de metales que disminuye la posibilidad de uso; en otros casos, la necesidad de implementación de sistemas de cultivo y en el caso de algunas plantas flotantes y en pantanos, la proliferación de mosquitos y otros organismos nocivos (Cano y Collado, 1998). Las macrofitas sumergidas brindan algunas características que pueden resultar de interés en sistemas de tratamiento; por una parte, las ramificaciones y su arquitectura complicada facilita los procesos de sedimentación de sólidos, así como un área importante para la fijación de grupos de microorganismos asociados capaces de degradar materia orgánica en suspensión y, por otra parte, debido a su tamaño y forma son más fácilmente manejables en términos de la cosecha o eliminación de biomasa en sistemas de tratamiento construidos como canales o estanques. La especie Utricularia gibba presenta una característica que puede ser importante en sistemas de tratamiento, 2

esta planta tiene vesículas que actúan como trampa de organismos pequeños entre los cuales se cuentan larvas de insectos y algunos organismos acuáticos. Esta propiedad brinda la posibilidad de controlar la proliferación de insectos en los sistemas de tratamiento. Por su parte, las macro algas del género Chara son organismos que han mostrado una gran capacidad de absorción de fósforo del medio acuático (Wetzel,1981). Aunque de una manera general este trabajo está orientado al estudio de la potencialidad de uso de plantas sumergidas originarias de la región en sistemas de tratamiento de agua, en una primera aproximación se pretende describir los efectos de la actividad metabólica de las plantas sumergidas sobre su ambiente circundante y medir su capacidad para modificar la composición de las formas de nitrógeno y asimilar fósforo (Begon et al., 1988). También pretende sentar las bases para la modelación de esta capacidad de modificación del medio y los procesos que los rigen y, por último, generar preguntas que puedan servir de base a trabajos de investigación posteriores. En este contexto, el objetivo de este trabajo en particular, es evaluar la productividad primaria y respiración de una asociación de macrofitas sumergidas compuesta por algas del género Chara, algas filamentosas y Utricularia gibba mediante los cambios en la concentración de oxígeno; y de manera paralela, evaluar la capacidad de modificación del medio circundante en términos de la temperatura, pH, conductividad y la composición específica de las formas de nitrógeno, así como la capacidad de eliminación del medio acuático de fósforo disuelto. METODO La colecta de plantas se hizo en el acuaparque de la ciudad de Mérida, en las áreas inundadas circundantes a los tulares; se tomaron manchones de plantas que incluían Utricularia gibba, un alga del género Chara y algas filamentosas. Las plantas fueron transportadas al laboratorio en donde se les conservó durante tres días en acuarios de vidrio con agua procedente del acuaparque. La preparación del experimento requirió de los siguientes pasos: 1. Esterilización de un volumen de 10 litros de agua del acuaparque en autoclave a 15 lb durante 15 minutos 2. Lavado de las plantas con agua corriente hasta eliminar la mayor parte de residuos de sedimentos y materia orgánica, inmediatamente antes de realizar el experimento 3. Enjuagado de las plantas con agua esterilizada del acuaparque para homogeneizar el agua que serviría para las unidades experimentales. 4. Recolección del agua utilizada en el paso 3 para evaluar las concentraciones iniciales de nitrógeno y fósforo, así como para montar el experimento en dos matraces testigo y cuatro matraces con plantas. Parte del agua recolectada en el paso tres se utilizó para evaluar las concentraciones iniciales de nitrógeno amoniacal (método de destilación), nitritos (método de diazotación), nitratos (método de la brucina) y fósforo (método colorimétrico basado en la digestión con ácido vanamolibdatofosfórico ); estas determinaciones se hicieron 3

filtrando previamente el agua con un filtro del No 41 para eliminar sólidos; las técnicas utilizadas se tomaron de Standard Methods (APAHA AWWA, WPCF; 1985, 1992). Se montó el experimento utilizando un total de 6 matraces de 500 ml, dos de ellos contenían solamente el agua del último enjuague de las plantas. De los otros cuatro matraces, a tres se les adicionaron 30 g (peso húmedo) de la asociación de plantas y a un matraz se le pusieron 20 g de la asociación de plantas. Estos matraces con plantas se llenaron con agua de características similares a la usada en los testigos (agua procedente del último enjuague). El experimento terminó de montarse a las 8:30 de la mañana y a partir de las 9:10 se iniciaron las mediciones de temperatura, oxígeno disuelto en mg/l, pH y conductividad S/cm; estas mediciones se hicieron con electrodos , se empleó un analizador electroquímico marca Orbeco Hellige. Las mediciones se hicieron en los horarios que se indican en la Tabla 1. A las 8:30 de la mañana del día siguiente al que se inició el experimento se hizo la última medición de las variables (temperatura, O2 , pH y Conductividad) y se extrajo el agua de los matraces; en cada caso se filtró con una membrana del No 41 y se procedió a la determinación de nitrógeno amoniacal, por nitritos y nitratos así como fósforo, con las mismas técnicas utilizadas para la determinación de las concentraciones iniciales que se describen líneas arriba. Tabla 1. Hora de las mediciones y su transformación a un horario continuo con transformación de los minutos al sistema decimal Hora 10-02-99 10-02-99 10-02-99 10-02-99 10-02-99 10-02-99 10-02-99 11-02-99

9:10 9:35 9:45 11:20 13:25 15:50 18:00 8:30

Hora transformada 9.17 9.58 9.75 11.33 13.42 15.83 18.00 32.50

El análisis de los datos se inició con la elaboración de gráficos de las variables temperatura, oxígeno disuelto, pH y conductividad para cada matraz - testigos y matraces con plantas - utilizando las mismas escalas para resaltar las tendencias y diferencias. Debido a que durante el experimento no se detectó de manera visual la formación de burbujas, los cambios en la concentración de oxígeno fueron interpretados como resultado de los procesos de fotosíntesis y respiración. Como resultado de la observación de las tendencias de oxígeno disuelto, este parámetro se relacionó con la

4

radiación solar durante el día debida a la luz solar y se propuso un modelo del comportamiento de esta variable; se modeló utilizando la expresión: I = (b(H-Hmin)*{1-exp[c*(H-H max)]})^2

(1)

Donde I= Radiación solar Hmin= Hora de la mañana con mínima radiación solar = 5.75 horas Hmax= Hora de la tarde con la mínima radiación solar = 18.25 horas b y c = constantes El ajuste del modelo se hizo utilizando datos observados en una estación meteorológica situada a escasos 50 metros del laboratorio y mediante mínimos cuadrados, los valores estimados de las constantes son b = 931.72 y c = 0.0008092 Se modeló la evolución de la concentración de oxígeno en el agua como una función de la irradianza estandarizada, de la masa de macrofitas en los matraces y tasas respiratorias y fotosintéticas. La expresión utilizada fue: [O2]t = [O2 ]t-1+M*(I*α – [O2]t-1*β)

(2)

Donde [O2]t = Concentración de oxígeno en el tiempo t M= Peso de las macrofitas I= Irradianza α = tasa fotosintética [O2]t-1= Concentración de oxígeno en el tiempo t-1 β = tasa respiratoria La estimación de los parámetros α y β se hizo aproximando mediante la suma de cuadrados de las diferencias entre valores observados y predichos y realizando una segunda estimación minimizando la suma de los cocientes de los logaritmos naturales de los valores observados entre los predichos. La minimización se hizo por métodos numéricos utilizando la función SOLVER de EXCEL. A partir de las curvas de concentración de oxígeno se evaluó la producción como la suma de la producción de oxígeno durante el día y se calculó mediante la descomposición de la expresión (2) quedando de la forma: [Producción]t = M*I*α

(3)

La respiración durante el período del experimento se evaluó como la suma del consumo de oxígeno calculada a partir de la descomposición de la expresión (2) y que queda de la forma:

5

[Consumido]t = M*(– [O2 ]t-1*β)

(4)

La eliminación de fósforo y las diferentes formas de nitrógeno se evaluó con respecto a la concentración inicial: % Eliminación de Nutriente = ([Nutriente]i-[Nutriente]f) /[Nutriente]i Donde i = Indica la concentración inicial f = Indica concentración final

RESULTADOS Los resultados obtenidos durante el experimento muestran diferencias apreciables en el comportamiento de la temperatura, oxígeno disuelto, pH y conductividad entre los testigos (matraces sin plantas) y los matraces con plantas. Los datos obtenidos están contenidos en las Tabla 2 y la expresión gráfica se presenta en las Figuras 1 a 4 . Respecto a la temperatura, la presencia de macrofitas propició temperaturas más altas en casi medio grado (0.45ºC). El oxígeno por su parte fue mayor en los matraces con plantas que en los testigos durante ciertas horas del día; sin embargo, disminuyó de una manera más pronunciada durante las horas de la noche. Los cambios en el pH muestran que en los matraces testigo presentaron hasta 0.2 unidades de pH menos que los matraces con plantas durante la etapa fotosintética; sin embargo, después del período nocturno los matraces con plantas presentaron valores promedio de 0.6 unidades de pH menos que los matraces testigo. En la conductividad no se aprecian diferencias notables durante las horas del día, pero después del período nocturno los matraces con macrofitas presentaron en promedio valores de conductividad de hasta 100 µS/cm más altos que los testigos. Tabla 2. Mediciones de temperatura, oxígeno disuelto, pH y conductividad obtenidas en los testigos y los matraces con plantas (T1, T2, etc.) Temperatura ºC Hora Testigo Testigo T1 T2 9.17 28 28.1 28.2 28.1 9.58 9.75 28 28 28 27.9 11.33 28.4 28.3 28.6 28.7 13.42 28.9 28.7 29.2 29.3 15.83 29 29 29.4 29.4 18.00 28.7 28.7 28.9 28.9 32.50 26.5 26.5 26.4 26.5 Oxígeno disuelto mg/l H Testigo Testigo T1 T2 9.17 5.27 5.12 4.63 4.33

T3 28.2

T4 27.7

27.9 28.7 29.3 29.4 28.9 26.5

27.6 28.6 29.3 29.5 28.9 26.5

T3 4.71

T4 4.9

6

Temperatura ºC Hora Testigo Testigo T1 T2 9.58 9.75 4.75 4.6 3.27 2.35 11.33 4.73 4.97 5.46 5.28 13.42 4.66 4.64 6.96 6.42 15.83 4.38 4.13 5.8 5.66 18.00 3.6 3.7 4.1 2.6 32.50 2.07 2.1 0.35 0.17 pH H Testigo Testigo T1 T2 9.17 9.58 8.36 8.35 7.98 7.85 9.75 11.33 8.25 8.29 8.43 8.46 13.42 8.35 8.37 8.6 8.6 15.83 8.25 8.25 8.43 8.43 18.00 8.19 8.22 8.17 8.03 32.50 7.68 7.72 7.14 7.03 Conductividad µS/cm H Testigo Testigo T1 T2 9.17 9.58 573 543 613 619 9.75 11.33 592 583 604 607 13.42 544 557 549 585 15.83 585 571 595 602 18.00 569 583 598 609 32.50 573 586 675 721

T3 2.81 5.41 6.81 6 3.6 0.13 T3

T4 3.82 5.5 6.14 5.81 3.7 0.13 T4

7.96

7.95

8.48 8.62 8.45 8.08 7.09

8.34 8.47 8.32 7.98 7.13

T3

T4

610

609

600 576 594 598 688

604 579 577 603 663

7

TºC

30.0 29.5 29.0 28.5 28.0 27.5 27.0 26.5 26.0 0.00

Testigo Testigo T1 T2 T3 T4 10.00

20.00

30.00

40.00

Horas Figura 1. Comportamiento de la temperatura.

O2 (mg/l)

8 6 4 2 0 0.00

10.00

20.00

30.00

40.00

Testigo Testigo T1 T2 T3 T4

Horas

Figura 2. Comportamiento de la concentración de oxígeno disuelto

8

9 Testigo Testigo T1 T2 T3 T4

pH

8.5 8 7.5 7 0.00

10.00

20.00

30.00

40.00

Horas Figura 3. Comportamiento del pH 750 Testigo Testigo T1 T2 T3 T4

S/cm

700 650 600 550 500 0.00

10.00

20.00

30.00

40.00

Horas

Figura 4. Comportamiento de la conductividad Las expresiones gráficas muestran que las variables tienen un comportamiento dependiente de la actividad biológica en los matraces; dada la forma en que se montó el experimento es de esperarse que en los testigos prevalezcan formas biológicas microscópicas, principalmente fitoplancton y bacterias asociadas a las macrofitas y que durante el lavado pasaron a conformar la biota del agua de los matraces testigo. En términos del oxígeno, en estos matraces testigo se observa una tendencia decreciente por lo que se puede inferir que predominan los procesos respiratorios de poca magnitud comparados con los valores de los matraces con macrofitas. Por otra parte, los cambios en los matraces con plantas muestran variaciones importantes tanto en oxígeno como 9

en el resto de las variables y esto sugiere que los procesos metabólicos de estos organismos produce cambios significativos en las variables medidas. El modelo de producción y consumo de oxígeno propuesto en este trabajo permitió un buen ajuste entre los datos observados y predichos. En la Tabla 3 se presentan los valores puntuales de los parámetros estimados para cada matraz con macrofitas y la suma de cuadrados del logaritmo natural del cociente entre valores observados y predichos. En las Figuras 5 a 8 se muestran gráficamente los valores observados y los predichos por el modelo. Tabla 3. Estimaciones puntuales de las tasas de producción y respiratorias en los matraces con macrofitas. Matraz

M3 M4 M5 M6

Tasa de Tasa producción Respiratoria (α) (β) 0.0000654 0.0055358 0.0000902 0.0113815 0.0001287 0.0076553 0.0000990 0.0120860

Matraz 3

mg/O2/l

8 6 O2(predicho) O2 (observado)

4 2 0 0

20

40

Horas

Figura 5. Concentración de oxígeno disuelto observada y predicha para el matraz 3

10

Matraz 4

mg/O2/l

7 6 5 4 3 2 1 0

O2(predicho) O2(obsevado)

0

20

40

Horas

Figura 6. Concentración de oxígeno disuelto observada y predicha para el matraz 4 Matraz 5 8

mg/O2/l

7 6 5 4

O2(predicho) O2(obsevado)

3 2 1 0 0

10

20

30

40

Horas

Figura 7. Concentración de oxígeno disuelto observada y predicha para el matraz 5.

11

mg/O2/l

Matraz 6 8 7 6 5 4 3 2 1 0

O2(predicho) O2(obsevado)

0

20

40

Horas

Figura 8. Concentración de oxígeno disuelto observada y estimada para el matraz 6. Las expresiones (3) y (4) permitieron el cálculo de la producción durante las horas iluminadas del día y la respiración durante horas iluminadas y oscuras. En la Tabla 4 se presenta la suma de la producción (producción bruta) y la respiración de los matraces con macrofitas; los valores fueron calculados en mg/O2 /l y transformados a mg/C/l utilizando para la producción bruta el factor 0.375/1.2 y para la respiración 0.375 (Brower y Zar, 1977). Estos factores se usan para fitoplancton, pero en este trabajo pueden servir para obtener una aproximación. Tabla 4. Producción y respiración durante el período del experimento calculados utilizando las expresiones (3) y (4)

M3 M4 M5 M6

(mg /O2/l) (mg/ C/l ) Producción Respiración Producción Producción Respiración Producción bruta neta bruta neta 11.277 12.922 -1.645 3.52 4.85 -1.32 15.570 23.490 -7.920 4.87 8.81 -3.94 22.204 17.619 4.585 6.94 6.61 0.33 11.385 17.240 -5.854 3.56 6.46 -2.91

Los valores de las diferentes formas de nitrógeno así como los ortofosfatos evaluados al inicio y al final del experimento se muestran en la Tabla 5 y en la Tabla 6 se presentan los porcentajes de cambio en la concentración de estas variables en relación a los valores iniciales. Los resultados muestran un incremento considerable de las concentraciones de NH3 en todos los matraces, pero mientras que en los testigos este incremento no supera el 100%, en los matraces con macrofitas se presentaron incrementos del orden del 330% al 732%. Los nitritos (NO2) en cambio muestran una disminución, a excepción de uno de los testigos en el que se incrementaron en un

12

156% . La diferencia más importante en términos de nitrógeno se manifestó en la concentración de nitratos (NO3), mientras que en los testigos la concentración final fue mayor a la concentración inicial en un 30%; en los matraces con macrofitas la concentración disminuyó en valores cercanos al 90%. Por último, el fósforo disuelto disminuyó en todos los matraces, pero las concentraciones finales de los matraces testigo fueron menores que las concentraciones finales en los matraces con macrofitas. Tabla 5. Concentraciones de las diferentes formas de nitrógeno (NH3, NO2 y NO3) y fósforo disuelto (PO4 ) evaluadas al principio y final del experimento. Matraz Lectura Inicial

N-NH3 mg/l 0.353

Testigo Testigo Matraz 1 Matraz 2 Matraz 3 Matraz 4

0.705 0.705 2.46 2.94 2.35 1.52

N-NO2 mg/l 0.140 Lectura Final 0.036 0.359 0.008 0.013 0.017 0.015

N-NO3 mg/l 0.669

PO4 mg/l 0.511

0.852 0.898 0.073 0.116 0.096 0.085

0.248 0.156 0.270 0.328 0.259 0.305

Tabla 6. Porcentajes de cambio en la concentración de nutrientes en testigos y matraces con macrofitas. Los valores negativos indican incrementos en relación a la concentración inicial. Matraz Testigo Testigo 3 4 5 6

N-NH3 -99.7% -99.7% -596.9% -732.9% -565.7% -330.6%

N-NO2 74.3% -156.4% 93.9% 90.7% 87.9% 88.9%

N-NO3 -27.4% -34.2% 89.1% 82.7% 85.7% 87.3%

PO4 51.5% 69.5% 47.2% 35.8% 49.3% 40.3%

DISCUSION El experimento muestra que la presencia de las macrofitas produce modificaciones notables en las condiciones del medio físico y químico. Estas modificaciones están relacionadas principalmente con actividades metabólicas como son la fotosíntesis y la respiración. Así, las diferencias de las temperaturas entre testigos y matraces con macrofitas sugieren reacciones exotérmicas en estos últimos que se manifiestan con valores más altos. El oxígeno por su parte es un subproducto de la fotosíntesis y un recurso para los procesos respiratorios. Su comportamiento se asocia a la presencia o ausencia de luz y

13

mientras en los testigos muestra una tendencia decreciente casi continua, en los matraces con macrofitas se rige por la presencia o ausencia de luz. El pH responde también a los ciclos de luz-obscuridad; los cambios en esta variable están asociados al uso del CO2 durante la fotosíntesis y a la liberación durante los procesos respiratorios. De esa manera durante el día la absorción de CO2 realizada por las plantas eleva de manera considerable el pH, mientras que durante la noche la liberación de CO2 por los procesos respiratorios disminuyen su valor, las diferencias entre testigos y matraces con macrofitas se explican por las diferencias de biomasa que lleva a cabo los procesos fotosintéticos o respiratorios. Aunque la conductividad se comportó de manera similar en testigos y matraces con macrofitas durante el día, la respiración durante la noche parece haber modificado las concentraciones de sales en el medio, elevándola en los matraces con macrofitas. Este hecho puede estar relacionado con la liberación, por parte de los vegetales, de iones como sulfatos, sodio, potasio u otras formas que intervienen en procesos metabólicos o son subproductos de ellos. Un aspecto importante en relación con las modificaciones que las actividades metabólicas de las macrofitas producen sobre el medio acuático son un elevado pH y una alta concentración de oxígeno disuelto; estas condiciones combinadas con la presencia de luz solar en las capas superficiales han mostrado efectos letales o inhibitorios del crecimiento de organismos patógenos y han sido utilizados en sistemas de lagunas de alta tasa (Sarikaya et al., 1987, Toha et al., 1991, Saqqar y Pescod, 1992). En el caso de las macrofitas durante las horas de fotosíntesis se presentaron valores mayores de 8 unidades de pH y concentraciones de oxígeno disuelto mayores de 6 mg/l; estos valores parecen ser apropiados para la eliminación de patógenos en presencia de luz solar. El uso del modelo de producción-respiración parece representar bien los procesos fotosintéticos y respiratorios y los parámetros (tasas de producción y respiración) permiten la estimación por separado de la producción y respiración. Los resultados del modelo, así como los balances de oxígeno inicial y final, sugieren que en la mayor parte de los matraces con macrofitas la producción fue menor a la respiración. Este hecho puede tener su origen en el estrés o (perturbación fisiológica) producido por el manejo de las plantas y pudiera ser necesario realizar experimentos de mayor duración para establecer ciclos de más utilidad en la predicción de los procesos y su uso en el diseño de sistemas de tratamiento basados en macrofitas. Las modificaciones observadas en las formas químicas de nitrógeno indican la absorción de nitratos y su transformación a formas reducidas (NH3); este proceso es común en las plantas que toman del medio nitratos y utilizan en los procesos fotosintéticos el amonio (Coombs et al., 1985). Sin embargo, durante el experimento estas formas reducidas de nitrógeno se incrementan y esto sugiere que la producción de estos subproductos puede haber sido mayor a las posibilidades de incorporación a la biomasa de las plantas; otra explicación posible a este incremento es la reducción

14

química de nitritos y nitratos durante la noche en que se presentaron condiciones prácticamente anóxicas (ver Tabla 2). Por su parte el fósforo aunque sufre una reducción en las concentraciones, no presenta diferencias apreciables entre los testigos y los matraces con macrofitas, lo que sugiere que es la actividad de microorganismos presentes en ambos medios lo que explica las disminuciones similares. Se sabe que la absorción de fosfato es más intensa en presencia de luz, especialmente bajo limitaciones de CO2 y resulta en una acumulación reversible del fosfato celular, gran parte del cuál es liberado al medio (Wetzel, 1981). La ubicación en el tiempo de las mediciones de N y P no permiten relacionar la concentración de estos nutrientes con las curvas de producción y respiración; sin embargo, puede suponerse que durante la fotosíntesis, las plantas los tomen del medio (nitratos y fósforo disuelto) disminuyendo su concentración y lo liberen durante las horas de obscuridad. Una consideración importante sobre los resultados obtenidos en este trabajo es que las concentraciones de nitratos son bajas y eso puede inducir errores en las determinaciones analíticas, sin embargo, consideramos que la regularidad observada en los diferentes matraces indica consistencia al menos en la tendencia de las observaciones. Los procesos de asimilación y liberación de nutrientes del medio por parte de las macrofitas está íntimamente relacionado a los procesos fotosintéticos y respiratorios. En este orden de ideas, el modelo de simulación de producción tiene utilidad para obtener predicciones sobre la concentración de nutrientes en el medio y de ahí derivar acciones de diseño y manejo. Los resultados obtenidos en este trabajo son insuficientes para alcanzar ese nivel de predicción; sin embargo, se cuenta ya con un modelo cuya capacidad predictiva y asociación con las variables de mayor interés debe ser probada y complementada con nuevos experimentos. CONCLUSIONES La presencia de las macrofitas en los matraces produce modificaciones importantes en el comportamiento de las condiciones físicas y químicas del medio si se compara con los testigos y la combinación de valores que alcanzan las variables se encuentran en los rangos en que pueden inducir la eliminación de microorganismos patógenos, sin embargo es necesario realizar experimentos orientados a evaluar esta capacidad de eliminación de microorganismos. El uso de macrofitas sumergidas parece una opción viable para la eliminación de nitratos y fósforo del agua; sin embargo, en relación al fósforo no se puede aseverar que sean las macrofitas las responsables de su eliminación del medio acuático.

AGRADECIMIENTOS Agradecemos el apoyo del Ing. Juan Vázquez Montalvo por el apoyo brindado en la captura de datos de radiación solar y demás variables meteorológicas.

15

REFERENCIAS APHA, AWWA, WPCF 1985. Standard methods for the examination of water and wastewater. 16th Edition. Washington D.C. APHA, AWWA, WPCF 1992. Standard methods for the examination of water and wastewater. 18th Edition.Washington D.C. BEGON M., HARPER J.L. AND C.R. TOWSEND. 1988. Ecología, Individuos, Poblaciones y Comunidades. Ed. Omega. España. BROWER J.E. AND J.H. ZAR 1977. Field and Laboratory methods for general Ecology . M.C. Brown Publishers. Iowa, USA. CANO A.J., Y R. COLLADO. 1998. La lenteja de agua como sistema blando de depuración de aguas residuales de bajo coste. Criterios de diseño, funcionamiento y rendimientos. Tecnología del Agua Año XVIII (174): 18-25. COOMBS D. ,O. HALL, S.P. LONG AND J.M.D. SCURLOCR.(Eds) 1985. Thechniques in bioproductivity and photosynthesis. Sponsored by United Nations Environment Programme Pergamon Press. MIRANDA F. 1964. Vegetación de la Península yucateca. Escuela Nacional de Agricultura, Colegio de Posgraduados, Serie de sobretiros No 2. PEDRAZA G. 1994. Reciclaje del efluente de origen animal con tres especies de plantas acuáticas. Livestock Research for Rural Development. 6(1). 12 pp SAQQAR M.M., AND M.B. PESCOD. 1992. Modelling coliform reduction in wastewater stabilization ponds. Wat. Sci. Tech. 26(7-8): 1667-1677 SARIKAYA H.Z., A.M. SAATSI AND A.F. ABDULFATTAH. 1987. Effect of pond depth on bacterial die-off. Journal of Environmental Engineering 113(6): 1350-1361 TOHA J., SOTO M.A. Y S. CONTRERAS. 1991. Removal of faecal coliform in high pH ponds using rapid growth algal biomass. Int. Journal of Environmental Healt Research 1: 236-239. WETZEL R. 1981. Limnología. Ed. Omega. Barcelona, España.

16