Doctorado en Ciencias Naturales para el Desarrollo

UNIVERSIDAD NACIONAL INSTITUTO TECNÓLOGICO DE COSTA RICA UNIVERSIDAD ESTATAL A DISTANCIA .. Doctorado en Ciencias Naturales para el Desarrollo ALTE...
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UNIVERSIDAD NACIONAL INSTITUTO TECNÓLOGICO DE COSTA RICA UNIVERSIDAD ESTATAL A DISTANCIA

..

Doctorado en Ciencias Naturales para el Desarrollo

ALTERACIONES MORFOLÓGICAS Y FISIOLÓGICAS EN EL MANGO (Mangifera indica L.) cv. ‘ATAÚLFO’ EN SU ETAPA REPRODUCTIVA EN EL SOCONUSCO, CHIAPAS, MÉXICO Sustentante: Malc Rodney Gehrke Vélez Trabajo sometido a consideración del tribunal evaluador como requisito para optar al grado de: Doctor en Ciencias Naturales para el Desarrollo, con énfasis en Sistemas de Producción Agrícola.

Universidad Nacional Heredia, Costa Rica 2013

i

UNIVERSIDAD NACIONAL (COSTA RICA) INSTITUTO TECNÓLOGICO DE COSTA RICA UNIVERSIDAD ESTATAL A DISTANCIA (COSTA RICA)

Doctorado en Ciencias Naturales para el Desarrollo

ALTERACIONES MORFOLÓGICAS Y FISIOLÓGICAS EN EL MANGO (Mangifera indica L.) cv. ‘ATAÚLFO’ EN SU ETAPA REPRODUCTIVA EN EL SOCONUSCO, CHIAPAS, MÉXICO Sustentante: Malc Rodney Gehrke Vélez Directora de tesis: Dra. Carmen Ruiz Bello Trabajo sometido a consideración del tribunal evaluador como requisito para optar al grado de Doctor en Ciencias Naturales para el Desarrollo, en Sistemas de Producción Agrícola. Universidad Nacional Heredia, Costa Rica 2013

ii

UNIVERSIDAD NACIONAL (COSTA RICA) INSTITUTO TECNÓLOGICO DE COSTA RICA UNIVERSIDAD ESTATAL A DISTANCIA (COSTA RICA)

Sustentante: MALC RODNEY GEHRKE VÉLEZ Tribunal examinador: Dra. Carmen Ruiz Bello Directora de Tesis

__________________________

Dra. María de los Angeles Alvarez Fernández Asesora de tesis

__________________________

Dr. Carlos Muñoz Ruiz Asesor de tesis

__________________________

Dr. Freddy Araya Rodríguez Coordinador General del DOCINADE

__________________________

Dr. Carlos Francisco Monge Meza Representante del SEPUNA

__________________________

iii

DEDICATORIA A Judith, mi compañera, el cauce y el caudal de mi vida. A Don Arturo Gehrke de Mária y Campos, mi Padre Q.E.P.D. A Doña Cristina Velez de Gehrke, mi Madre Q.E.P.D. A Ricardo, Olena y Victor Hugo, mis hijos A Ricardo, Calvin, Hugo Ivan, María José, Jose Fernando y Javier, mis nietos

iii

AGRADECIMIENTOS Agradezco… Al Dr. Orlando Lopez Báez, quien ideó el tema original de este proyecto, por su aliento y apoyo en su inicio. A mi amigo el Ingeniero Agrónomo Eusebio Carlos Ortega Contreras; sin su respaldo y decisión este proyecto nunca se habría logrado. A la Asociación Agrícola Local de Fruticultores del Soconusco, por su interés y patrocinio en todo el desarrollo de esta investigación. A la Universidad Autónoma de Chiapas por haberme apoyado con una beca y accesibilidad a sus instalaciones. A los Doctores Juan Francisco Aguirre Medina, Alfredo Sandoval Esquivez y M.C. Victor Palacio Martinez del

Instituto Nacional de Investigaciónes Forestales,

Agricolas y Pecuarias (INIFAP) por sus orientaciones y por haberme permitido utilizar las instalaciones y material vegetal del Campo Experimental “La Norteña” para el desarrollo de esta investigación. Al Colegio de la Frontera Sur (ECOSUR) y, específicamente a los Dres. Alfredo Castillo Vera y Francisco Infante Rodriguez por permitirme hacer mi estancia en sus instalaciones asi como por apoyarme con sus opiniones y consejos a lo largo del desarrollo de este trabajo. A la Dra. Carmen Ruiz Bello por haber fungido como directora de esta tesis orientándome con sus consejos. A los Dres., Sayra Munguía y Charles Aker, por sus consejos y orientaciones en esta investigación. A mis asesores, el Dr. Carlos Muñoz Ruiz y la Dra. María de los Angeles Alvarez Fernandez por su tiempo y orientaciones en las correcciones de este trabajo Al Dr. Tomás Guzmán por su apoyo y orientación. A la Fundación Produce Chiapas por haber financiado el presente trabajo de investigación.

iv

Al programa de Doctorado en Ciencias Naturales y Desarrollo (DOCINADE) de la Universidad Nacional (UNA), Costa Rica, por darme acceso a la obtención del grado de Doctor en Ciencias. A mis compañeros, compañeras, amigos y amigas quienes en tantas formas me apoyaron y ayudaron a realizar este sueño de toda la vida.

v

INDICE DE CONTENIDO Dedicatoria

iii

Agradecimientos

iv

Indice de contenido

vi

Lista de figuras

xii

Lista de cuadros

xv

Resumen

xvi

Abstract

xvii

CAPITULO I. INTRODUCCION 1.1 Antecedentes

1

1.2. Justificación

4

1.3. Objetivos

5

1.3.1. Objetivo general

5

1.3.2. Objetivos específicos

5

1.4. Hipótesis

6

1.4.1. Hipotésis general

6

1.4.2. Hipótesis específicas

6

CAPITULO II. MARCO TEORICO

7

2.1 Revisión de literatura

8

2.2.1. Origen y distribución del mango

8

2.2.2. Importancia del cultivo

10

2.2.3. Características botánicas

11

2.2.3.1. Morfología general

11

2.2.3.2. Biología floral

12 vi

2.2.3.3. Morfología reproductiva

13

2.2.4. Clasificación taxonómica

14

2.2.5. Propagación

15

2.2.6. Polinización

16

2.2.7. Incompatibilidad en los órganos reproductivos

17

2.2.8. Relación sexual

18

2.2.9. Partenocarpia y estenoespermocárpia

19

2.2.10. El mango ‘Ataúlfo’

21

2.2.10.1. Origen

21

2.2.10.2. Distribución

22

2.2.10.3. Importancia

22

2.2.10.4. Condiciones ambientales del cultivo

22

CAPITULO III. METODOLOGIA

24

3. Estrategia metodológica

25

3.1. Materiales y Métodos

25

3.1.1. Linea de investigación I. Caracterización e incidencia de las alteraciones morfológicas observadas en los frutos de mango 25 ‘Ataúlfo’. 3.1.1.1. Localización del sitio de estudio

25

3.1.1.2. Diseño experimental

27

3.1.1.3. Variables del estudio

27

3.1.1.3.1. Variables cuantitativas.

28

3.1.1.3.2. Variables cualitativas

28

3.1.2. Línea de Investigación II: Viabilidad y germinación del polen en mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’.

30

3.1.2.1. Área de estudio

30

3.1.2.2. Arquitectura de la inflorescencia y relación sexual

31

vii

3.1.2.3. Recolección y extracción de polen.

31

3.1.2.4. Caracterización morfológica del polen.

32

3.1.2.5. Viabilidad del polen

32

3.1.2.6. Germinación del polen in vitro

33

3.1.2.7. Germinación del polen in vivo

33

3.1.2.8. Tasa y velocidad de crecimiento del tubo polínico

33

3.1.2.9. Análisis estadistico y registro morfológico

34

3.1.3. Linea de investigación III. Alteraciones morfológicas y reducción de cosecha asociadas a la autoincompatibilidad retardada en el mango Ataúlfo (Mangifera indica L.)

34

3.1.3.1 Polinización controlada en el campo.

34

3.1.3.1.1.Ubicación del estudio

34

3.1.3.1.2. Metodología

35

3.1.3.1.3. Diseño y procedimiento experimental

36

3.1.3.2. Polinización manual bajo condiciones de laboratorio

37

3.1.3.2.1. Cinesis del tubo polínico

38

3.1.3.2.2. Eficiencia del polen

38

3.1.3.3. Geminación experimental de plántulas

39

CAPITULO IV. RESULTADOS

40

4. Resultados

41

4.1. Línea de investigación I. Caracterización e incidencia de las

41

alteraciones morfológicas observadas en los frutos de mango ‘Ataúlfo’ 4.1.1Variables cuantitativas

41

4.1.1.1. Peso total de frutos desprendidos por sitio de 41 observación 4.1.1.2.

Peso

promedio

de

los

frutos

normales

y

estenospermocárpicos producidos. 4.1.1.3. Número total de frutos producidos por sitio de

viii

42

observación

43

4.1.1.4. Número de frutos normales y estenospermocárpicos producidos. 4.1.2. Variables cualitativas

44 45

4.1.2.1. Forma y coloración externa

45

4.1.2.2. Forma y coloración interna de los mangos desprendidos 4.2. Línea de Investigación

50 II: Viabilidad y germinación del polen en

mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’.

54

4.2.1. Arquitectura de la inflorescencia y relación sexual

54

4.2.2. Caracterización morfológica del polen

56

4.2.3. Viabilidad del polen

59

4.2.4. Germinación del polen in vitro

60

4.2.5. Germinación del polen in vivo

62

4.2.6. Tasa y velocidad de crecimiento del tubo polínico

63

4.3. Linea de investigación III. Alteraciones morfológicas y reducción de cosecha asociadas a la autoincompatibilidad retardada en el mango ‘Ataúlfo’ (Mangifera indica L.)

64

4.3.1. Polinización controlada en el campo.

64

4.3.1.1. Florescencias

64

4.3.1.2. Prendimiento frutal

65

4.3.2. Polinización bajo condiciones de laboratorio

66

4.3.2.1. Cinesis de tubo polínico

66

4.3.2.2. Desarrollo del tubo polínico

67

4.3.2.2.1. Diferencias varietales en el crecimiento del 67 tubo polínico 4.3.2.3. Eficiencia del polen

68

4.3.2.4. Formación de embriones

69

4.3.2.5. Desarrollo inicial de frutillas

70

ix

4.3.2.6. Germinación experimental de plántulas

71

CAPITULO V. DISCUSION

72

5.

Discusión

73

5.1.

Línea de Investigación I. Caracterización e incidencia de las

alteraciones morfológicas observadas en los frutos de mango ‘Ataúlfo’ 5.1.1. Peso total de los frutos desprendidos

73 73

5.1.2. Peso promedio de los frutosnormales y estenoespermocárpicos producidos

74

5.1.3. Número total de frutos

74

5.1.4. Forma y coloración externa einterna de los frutos

76

5.2. Linea de Investigación II. Viabilidad y germinación del polen en mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’

77

5.2.1. Arquitectura de la inflorescencia y relación sexual.

77

5.2.2. Caracterización morfológica del polen.

77

5.2.3. Viabilidad del polen

78

5.2.4. Germinación del polen in vitro

79

5.2.5. Germinación del polen in vivo

79

5.2.6. Tasa y velocidad de crecimiento del tubo polínico

80

5.3. Línea de investigación III. Alteraciones morfológicas y reducción de cosecha asociadas a la autoincompatibilidad retardada en el mango ‘Ataúlfo’ (Mangifera indica L.)

81

5.3.1. Polinización controlada en campo.

81

5.3.1.1. Florescencias

81

5.3.1.2. Prendimiento frutal.

82

5.3.2. Polinización bajo condiciones de laboratorio 5.3.2.1. Cinesis del tubo polínico

x

82 82

5.3.2.2. Diferencias varietales en el crecimiento del tubo 83 polínico 5.3.2.3. Eficiencia del polen

84

5.3.2.4. Formación de embriones

84

5.3.2.5. Desarrollo inicial de frutillas

84

5.3.2.6. Germinación experimental de plántulas

86

CAPITULO VI. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS

87

6. Análisis de los resultados

88

CAPÍTULO VII. CONCLUSIONES

93

7. Conclusiones

94

CAPÍTULO VIII. RECOMENDACIONES

96

8. Recomendaciones

97

CAPITULO IX. BIBLIOGRAFÍA

98

9. Bibliografía

99

xi

LISTA DE FIGURAS Figura

Título

Página

1

Superficie sembrada de mango en Chiapas.

10

2

Árbol adulto de mango en la región del Soconusco, Chiapas,

11

México. 3

Panícula floral de mango.

12

4

Flor hermafrodita del mango.

13

5

Mapa de la costa del Soconusco donde se ubican los sitios de estudio.

6

26

Etapas de madurez fisiológica (1-3) y organoléptica (4-5) de mango ‘Ataúlfo’ (Kader, 2008)

27

7

Secuencia de maduración de mango ‘Ataúlfo’

29

8

Peso de frutos totales de mango ‘Ataúlfo’ recolectados en cada uno de los diferentes sitios de muestreo.

9

10

42

Peso promedio por tipo de fruto de mango ‘Ataúlfo’ durante la etapa de muestreo.

43

Número de frutos de mango ‘Ataúlfo‘ recolectados en cada fecha

44

de muestreo en los diferentes sitios de estudio. 11

Número total de frutos normales y estenoespermocárpicos recolectados en los diferentes sitios de estudio.

45

12

Forma típica del mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’ normal.

46

13

Forma alterada del mango ‘Ataúlfo’ anormal o

14

estenoespermocárpico.

46

Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 15 días después de amarre. (a)

47

fruto normal (b) fruto estenoespermocárpico. 15

Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 30 días después del amarre(a) Fruto normal (b) Fruto estenoespermocárpico.

xii

48

16

Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 45 días después del amarre. a) fruto normal, b) fruto estenoespermocárpico

17

Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 60 días después del amarre. (a) fruto normal, (b) fruto anormal

18

49

Frutos de mango 'Ataúlfo' a los 75 días después del amarre. (a) fruto normal (b) fruto anormal.

19

49

Diagrama del ovario típico de un mango 'Ataúlfo'. (a) Ovarios sin fecundar. (b) Ovario al momento de la fecundacion.

20

53

Frutos de mango 'Ataúlfo’ a los 75 días después del amarre. (a) 54

Fruto normal. (b) Fruto atrofiado. 25

26

52

Frutos de mango 'Ataúlfo’ a los 60 días después del amarre. (a) Fruto normal. (b) Fruto atrofiado.

24

52

Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 45 días después del amarre. (a) Fruto normal. (b) Fruto atrofiado.

23

51

Frutos disectados de mango 'Ataúlfo' a los 30 días despues del amarre. (a) Fruto normal. (b) Fruto atrofiado.

22

50

Frutos disectados de mango 'Ataúlfo' a los 15 días despues del amarre. (a) Mango normal. (b) Mango estenoespermocárpico.

21

48

Granos de polen de mango Ataúlfo. a) imagen electrónica y b) polen de forma globular (hidratado) y cilíndrico (deshidratado).

57

Producción de polen de flores masculinas (FM) y hermafroditas

58

(FH) de mango ‘Ataúlfo’ en cuatro sitios experimentales. 27

Viabilidad del polen polen (acetocarmin 1%) de mango ‘Ataúlfo

28

Germinación y Desarrollo del Tubo Polínico de Mango Ataúlfoin vitro. a) Polen sin germinar, b) después de 24 hs. c) después de 36 hs. d) después de 40 hs. e) después de 48 hs.

xiii

59

61

29

Germinación in vitro de pólen de flores hermafroditas y masculinas de mango ‘Ataúlfo’

30

62

Diagrama de un gineceo típico de mango ‘Ataúlfo’ a las 46-56hs después de polinización cruzada

63

31

Tasa y Velocidad de crecimiento del TP in vivo en mango Ataulfo

64

32

Temperaturas promedio por hora registradas en el sitio experimental durante las floraciones de Ataúlfo.

33

Prendimiento frutal en mango Ataúlfo con diferentes donantes de polen en tres floraciones.

34

66

Representación diagramática del gineceo típico de mango Ataúlfo 46-56 horas después de la polinización cruzada.

35

65

67

Crecimiento del tubo polínico en pistilos de‘Ataúlfo’ usando diferentes donantes de polen durante tres floraciones

68

consecutivas. 36

Vista 100X de A) Ovario auto polinizado diseccionado de mango ‘Ataúlfo’ a 60 hrs. B) Ovario de polinización cruzada diseccionado de mango ‘Ataúlfo’ a 60 hrs después de la polinización.

69

37 Frt Frutillas diseccionadas de Ataúlfo’ 36 días después de aapolinización

70

38 Fr Frutilla autopolinizada de ‘Ataúlfo’ 45 días después de la antesis

xiv

71

LISTA DE CUADROS Cuadro

Título

Página

1

Ubicación de los sitios de estudio

26

2

Donadores de polen para cada flujo floral

36

3

Largo y ancho promedio de panículas de mango ‘Ataúlfo’ y número de flores totales por panícula

4

Relación de Flores abiertas hermafroditas masculinas en una Panícula de Mango Ataúlfo.

5

56

Comparación de medias de granos de polen totales de flores hermafroditas y masculinas en diferentes sitios de observación.

6

58

Germinación del polen de mango ‘Ataúlfo‘ en agar solo a diferentes concentraciones y agar con diferentes compuestos.

7

55

60

Pruebas de rango múltiple para la eficiencia de diferentes donadores de mango sobre gineceos de ‘Ataúlfo’ (método del 95% DMS)

69

xv

RESUMEN El mango (Mangifera indica L.) es un frutal tropical y subtropical cuyo origen se traza a la India y el archipiélago indomalayo Se ha cultivado desde hace más de 4000 años y ocupa actualmente el quinto lugar de importancia entre los frutales del mundo.México es el tercer productor mundial después de India y China, con una superficie cultivada de 183500 hectáreas y con una producción promedio de 1559000 toneladas. Chiapas es el segundo estado en superficie sembrada de mango, 26800 hectáreas, después de Sinaloa, Desde mediados del siglo pasado se descubrió en el patio de una casa en Tapachula, Chiapas, un mango cuyas excelentes características organolépticas y de manejo lo proyectaron como un producto de gran interés para exportación y consumo nacional. El cultivo se diseminó con gran éxito y en pocos años llegó a ser la segunda fuente más importante de divisas en el estado. El mango ‘Ataúlfo’ mostró ser un cultivo altamente rentable en sus primeros años de desarrollo, pero en 1985 se comenzó a notar una constante y fuerte disminución de cosecha asociada a la aparición de alteraciones morfológicas y aborto de frutillos. Ante la gravedad del problema se desarrolló la presente investigación a fin de conocer con mayor detalle la morfología reproductiva de este cultivar e investigar sus causas desde el punto de vista morfo genético. El estudio consistió en primer lugar en observar y caracterizar el desarrollo fenológico de los frutos normales y anormales desde su prendimiento

hasta

su

madurez

fisiológica.

Además,

se

estudiaron

y

caracterizaron el polen y su cinesia desde su adhesión al estigma hasta su penetración al micrópilo y fecundación del óvulo. Finalmente se hicieron autopolinizaciones y polinizaciones cruzadas con diversas variedades locales para determinar la posible autoincompatibilidad de este cultivar y su relación como posible causal del fenómeno estudiado.Los resultados mostraron que el mango ‘Ataúlfo’ es un mango amarillo poliembriónico del tipo indochino cuyo desarrollo desde el amarre hasta su madurez fisiológica aparente tarda 75-80 días en promedio. Bajo condiciones de autocruzamiento invariablemente se presenta el xv

fenómeno de atrofia post-cigótico que resulta en aborto excesivo de frutillas en todas las etapas fenológicas y la formación de frutas atrofiadas de tamaño pequeño con deformaciones indeseables. La producción de mangos normales únicamente se observó bajo condiciones de polinización cruzada. En función de los resultados observados, se concluye que el cultivar ‘Ataúlfo’ presenta autoincompatibilidad tardía que se caracteriza por un aborto excesivo de frutillas y la producción de frutos estenoespermocárpicos comúnmente conocidos como “mango niño” resultante de una atrofia postcigótica posiblemente causada por una depresión endogámica ya identificada en algunos cultivares de tipo similar al ‘Ataúlfo’. Palabras clave: estenoespermocárpia, autoincompatibilidad, atrófia postcigótica, fenología, mango niño

xvi

ABSTRACT Mango (Mangifera indica L.) is a tropical and subtropical fruit whose origin can be traced to India and the Indonesian Archipelago. It has been cultivated for more than 4000 years and is presently fifth in importance among world fruits. Mexico registers 183500 hectares planted with mango and an estimated production of 1559000 metric tons, ranking third in world production after India and China. Chiapas is the second mango producing state in Mexico (26800 hectares) after Sinaloa.In the mid-1950’s, a type of mango was discovered in the backyard of a house in Tapachula, Chiapas, which had excellent taste and outstanding handling characteristics. The cultivar was propagated asexually and disseminated throughout the region as a promising genotype for local and export markets. It is now the second most important export product in the state. ‘Ataúlfo’ mango proved to be highly profitable during its initiating years, but in 1985 a heavy and constant crop reduction was observed associated with the appearance of morphological alterations and heavy fruitlet abortion. Due to the gravity of the situation, the present study was carried out in order to obtain more detailed information regarding the reproductive morphology of this cultivar and investigate its causes from a morphogenetic standpoint. In the first place, the investigation consisted of observing and characterizing the phenological development of “normal” and “abnormal” fruits from initial fruit set up to physiological ripeness. Pollen morphology and pollen tube kinesis were observed and described from stigma adhesion up to penetration into the micropyle and ovule fertilization. Finally, selfand cross-pollinations were done using common local varieties in order to determine possible self-incompatibility of this cultivar and its possible causal relationship with the observed phenomenon. Results showed that ‘Ataúlfo’ mango is a yellow Indonesian-type polyembryonic mango, which reaches physiological maturity in an average of 75 to 80 days after fruit set. After self-pollination, post zygotic atrophy is invariably evident, resulting in excessive fruitlet abortion and the xvii

formation of small, malformed fruits with undesirable deformities. Normal fruit production was observed following cross-pollination. On the basis of the results obtained, it is concluded that the ‘Ataúlfo’ cultivar displays late self-incompatibility characterized

by

excessive

fruitlet

abortion

and

the

production

of

stenospermocarpic fruits commonly known as “nubbins” as a result of a probable inbreeding depression as found in some cultivars similar to ‘Ataúlfo’. Key words; stenospermocarpy, self-incompatibility, post cigotic atrophy, fenology, nubbins

xviii

CAPÍTULO I INTRODUCCIÓN

1

1.1.

ANTECEDENTES

El mango (Mangifera indica L.) es una fruta tropical y subtropical que se ha cultivado desde hace más de 4000 años. Su centro de origen se localiza en la India y en el archipiélago indonesio (Mukherjee, 1997). La producción anual mundial promedio de mango es de 24,1 millones de toneladas métricas, siendo los principales países productores: India (45%), China (12%), México (6%), Tailandia (6%)

e

Indonesia (4%), que en conjunto

representan el 73% de la producción global. En México, para el año 2011 se cultivaron 183500 ha con un rendimiento de 1 559000 toneladas de fruta y una producción promedio de 8,5 ton/ha. Los principales estados productores son: Sinaloa con 28000 ha sembradas, Chiapas (26500 ha), Guerrero (24600 ha), Nayarit (24500 ha), Michoacán (22700ha), Veracruz (21260 ha) y Oaxaca (18540 ha) (SAGARPA/SIAP, 2011). La variedad de mango ‘Ataúlfo’ es de tipo indochino, color amarillo, que al madurar tiene

características organolépticas y de manejo muy deseables para los

mercados nacionales e internacionales (Órnelas-Paz et al., 2008). El origen de esta variedad se traza al patio de una casa en Tapachula, Chiapas, México, propiedad del Sr. Ataúlfo Morales, en donde fue descubierta a mediados del siglo XX por el Ing. Héctor Cano Flores, quien, siendo jefe de un proyecto de diversificación del cultivo del café promovido por el extinto Instituto Mexicano del Café, la promocionó entre productores de la zona costera del Soconusco (CanoFlores, 1986). Estos la propagaron vegetativamente en plantaciones comerciales a partir de ocho árboles originales, los cuales actualmente se encuentran protegidos por el gobierno municipal de Tapachula como material de origen de la variedad y patrimonio de la Ciudad (AALFS, 2006). Es importante anotar, sin embargo, que la distribución del material vegetativo utilizado para la propagación y diseminación de la variedad ‘Ataúlfo’ se hizo sin registrar el origen específico de cada material donante, lo que ha resultado en un desconocimiento generalizado de la composición genética de los árboles distribuidos en la zona productora. El

2

monocultivo de mango ‘Ataúlfo’ se extendió rápidamente por la región desplazando a su paso muchos plantíos de variedades criollas que estaban distribuidos como pequeños sembradíos de traspatio. Actualmente, Chiapas es el estado de la República Mexicana con mayor superficie sembrada de mango ‘Ataúlfo’, contando con 23000 ha, de las cuales 16000 ha se encuentran en la región del Soconusco. Por su extensión y alta productividad, es el segundo cultivo generador de divisas en el estado y uno de los cultivos más importantes de esta región (SAGARPA, 2006). La rentabilidad del cultivo decreció en el año 1980 por plagas y enfermedades que atacaron a flores y frutos, reduciendo la producción. Sin embargo, estos problemas en esa época fueron controlados exitosamente (SAGARPA, 2006). A fines del Siglo XX empezaron a presentarse alteraciones fisiológicas y morfológicas en la etapa reproductiva de esta variedad, observándose una falta generalizada de fecundación y a la vez una gran cantidad de abortos de frutos en etapas tempranas de su desarrollo. En los huertos comerciales se apreció la incidencia progresiva de frutos de tamaños reducidos denominados "mango niño”, que son frutos anormalmente pequeños, con semillas atrofiadas, inapropiados para su comercialización. Los árboles que presentan producción de “mango niño” producen pocos frutos de tamaño comercial, con una fuerte cantidad de abortos de los mismos, por lo que los rendimientos del cultivo se reducen a niveles indeseables (Gehrke, 2008). Algunos autores (Chandler, 1958 y Ram et al., 1976) opinan que la producción de “mango niño” es posiblemente el resultado de la estenoespermocárpia o falta de semilla y la causa es el aborto embrionario y no la falta de fecundación. Litz (1997) reporta que las frutillas estenoespermocárpicaso apirénicas tienen un crecimiento más lento que las frutas con semilla, generalmente son deformes y no llegan a completar su tamaño. Ante la problemática descrita anteriormente, la presente investigación se encaminó a la búsqueda de una relaciónposiblemente existente entre el proceso reproductivo, la calidad del polen y la productividad del mango ‘Ataúlfo’, describiendo las características morfológicas de los frutos normales y del ¨mango niño”, 3

einvestigando algunos aspectos morfológicos y fisiológicos de esta variedad en función de las alteraciones observadas durante los últimos años en este cultivo en la región del Soconusco, Chiapas, México. Lo anterior con la finalidad de establecer bases para conocer la compatibilidad genética existente en el mango ‘Ataúlfo’ entre sí mismo (auto compatibilidad) y con otras variedades “criollas” comunes en la región (compatibilidad cruzada). 1.2. JUSTIFICACIÓN La biología reproductiva del mango ha sido motivo de diversos estudios en los países

donde

este

cultivo

tiene

importancia

económica.

En la mayoría de las investigaciones se han utilizado mangos monoembriónicos, observando algunos casos de esterilidad e incompatibilidad reproductiva. Sin embargo, no se conocen estudios con mangos de tipo indonesio, que en general son poliembriónicos. El problema de la biología reproductiva que ha surgido en el mango ´Ataúlfo´ y que amenaza con causar la destrucción de huertos, debido a sus efectos drásticos de reducción de cosecha, hace necesario que se atienda este fenómeno con urgencia, puesto que afecta la producción de más de 23000 hectáreas cultivadas en la región del Soconusco, Chiapas, México. Es notable la carencia

de

conocimientos

que

afecta

seriamente

a

productores,

comercializadores y otros inversionistas. Hasta la fecha, los centros de investigación y transferencia de tecnología no han logrado establecer de manera concluyente la causa del fenómeno fisiomorfológico reproductivo relacionado con el problema de la grave deficiencia de producción de mango ´Ataulfo´ en la región. Por lo tanto, la presente investigación atiende los siguientes aspectos: 1. Describir las características morfológicas de los frutos normales así como de los frutos anormales de este cultivar. 2. Describir la morfología del grano de polen buscando relacionarla con las alteraciones fisiológicas causantes del fenómeno del “mango niño” y aborto de los frutos. 4

3. Realizar pruebas de autopolinización y polinización cruzada tantode forma natural como artificial para explorar la posibilidad de que exista algún efecto de incompatibilidad genética en la variedad de mango ´Ataulfo´. El conocimiento adquirido en estos temas permitirá la generación de metodologías que coadyuven a reducir la producción de “mango niño”, y una vez conocidos los efectos de la polinización, buscar alternativas para disminuir el aborto de los frutos y la resultante baja de producción. 1.3. OBJETIVOS 1.3.1. Objetivo general Determinar las causas de la baja productividad de mango ‘Ataúlfo’, en función de las alteraciones morfológicas y fisiológicas observadas en plantaciones de este cultivar en la región del Soconusco, Chiapas, México.

1.3.2. Objetivos específicos • Describir las características morfológicas del fruto normal y del“mango niño”, así como otras deformaciones concurrentes en el mango ´Ataúlfo´. • Describir la morfología del grano de polen del mango ‘Ataúlfo’y determinar su viabilidad, capacidad de germinación y tasa de crecimiento del tubo polínico. • Establecer la compatibilidad fisiomorfológica a nivel embriogenético del mango ´Ataúlfo´cuando este es autopolinizado y entrecruzado con otras variedades de mango comunes en la región.

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1.4. HIPÓTESIS 1.4.1. Hipótesis general: La baja productividad observada en las plantaciones de mango ‘Ataúlfo’en la Región del Soconusco Chiapas, México, está asociada a la incidencia de alteraciones morfológicas y fisiológicas concurrentes durante la etapa reproductiva de este cultivar.

1. 4.2. Hipótesis específicas • Las características morfológicas del fruto normal del mango ‘Ataúlfo’ son típicas del cultivar y difieren de otros frutos anormales formados en las mismas plantas, producto de alteraciones fenomorfológicas y fisiológicas concurrentes con su etapa reproductiva. • El polen del mango ‘Ataúlfo’

es viable y germina normalmente deigual

forma queel polen de otros mangos comunes en la región, siendo su morfología, forma y tamaño, características de esta variedad. • La autopolinización del mango ‘Ataúlfo’causa alteraciones morfo genéticas en la etapa postcigótica relacionadas con el aborto de frutos inmaduros y la formación de frutos atrofiados, lo cual no ocurre con la polinización cruzada con otras variedades de mango comunes en la región.

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CAPÍTULO II

MARCO TEÓRICO

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2.1.

REVISIÓN DE LITERATURA

2.2.1. Origen y distribución del mango (Mangifera indica L.) Se ha establecido que el género Mangifera tiene su centro de origen en el archipiélago indonesio, Tailandia, Indochina (ahora Vietnam) y el noreste de India (Mukherjee, 1997).Este mismo autor menciona que numerosas especies de este género se encuentran distribuidas por toda la Península de Malaya, el archipiélago indonesio y las Filipinas. Cita a Decandolle (1884), quien afirma que sin duda el mango es nativo del sur de Asia y del archipiélago malayo, habiéndose encontrado abundantes especímenes en los jardines de Bengala desde tiempos de Reede (c.1683). Numerosas especies de Mangifera son comestibles y cultivadas en esta regiónasiática, aunque Mangifera indica L.es la más explotada y cultivada tanto en este centro de diversificación como en todas las regiones tropicales y subtropicales del mundo (Mukherjee, 1997). Dentro de la especie M. índica se distinguen dos tipos distintos que son: (1) El grupo subtropical de semilla monoembriónica denominado”tipo indio” y (2) El grupo tropical de semilla poliembriónica conocido como “tipo indonesio¨ ó ¨filipino” (Mukherjee, 1997). Si bien se ha establecido que el centro original de domesticación de los tipos monoembriónicos de M. indica fue India, es igualmente sabido que su distribución a otras regiones tropicales del viejo y del nuevo mundo estuvo principalmente a cargo de los colonizadores portugueses durante los siglos XV y XVI, quienes dispersaron su cultivo en sus colonias africanas y americanas, principalmente Brasil. Fueron los españoles, sin embargo, quienes descubrieron el cultivo del mango en Filipinas y transportaron los tipos poliembriónicos de mango para introducirlos a sus colonias del Nuevo Mundo como México y Panamá, lo que explica el desarrollo de estos tipos de mango amarillo en esta parte del trópico latinoamericano (Mukherjee, 1997). En el Caribe se introdujeron los mangos rojos monoembriónicos probablemente provenientes de Brasil, de donde fueron llevados a la región subtropical de Florida en Estados Unidos (Mukherjee, 1997).

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El mango fue introducido a México a fines del siglo XVIII, por los españoles en la Nao de China desde sus colonias en el archipiélago indonesio y Filipinas al puerto de Acapulco, en el estado de Guerrero. De ahí se esparció su cultivo por la costa del golfo de México, principalmente en el estado de Veracruz (Gobierno del Estado de Colima, 2005). Posteriormente, a principios del siglo XIX, fue introducido a las costas mexicanas del golfo proveniente de las islas del Caribe. Se extendió su cultivo en forma de siembra de traspatio por el sureste de México y su propagación por semilla dio origen a un gran número de mangos conocidos como “criollos” en el sureste tropical de esta república. A mediados del siglo XX se hizo una tercera introducción de esta especie a la región subtropical del noreste de México a los estados de Tamaulipas, San Luis Potosí y el norte de Veracruz así como al estado de Guerrero. En esta ocasión fueron viveristas provenientes del estado norteamericano de Florida que propagaron variedades monoembriónicas como el ‘Kent’, ‘Keith’,‘Tommy Atkins’, ‘Irwin’ y otras, generalmente conocidas como “mangos petacones” (Gobierno del Estado de Colima, 2005). En la actualidad el mango se cultiva comercialmente en todas las regiones tropicales y en algunas áreas subtropicales de la República Mexicana. (Gobierno del Estado de Colima, 2005). En el estado mexicano de Chiapas, el mango se considera un cultivo tradicional, aunque su cultivo se ha establecido más bien en forma de traspatio con pequeñas explotaciones en la región centro y Costa del Pacifico del estado. Se conjetura que la primera introducción de esta especie a Chiapas provino de las variedades introducidas a Veracruz desde el Caribe, ya que de acuerdo con las conclusiones de Gálvez-López et al.(2010), las accesiones de Chiapas y los mangos ´Ataúlfo´se relacionan

cercanamente

a

los

cultivares

‘Manila’,

‘Carabao’,

‘Amini’

y

‘Cambodiana’, nativas de Asia, aunque también afirman estos investigadores que se ha detectado una gran diversidad morfológica y genética, que se debe a la polinización libre entre plantas.

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En el mundo se cultivan 2 161 276 hectáreas de mango, que producen un total de 22 270000 toneladas. México registra 183 480 hectáreas en cultivo y una producción de 1 561 000 toneladas (SIAP/SAGARPA, 2011). Su producción representa el 6,1% del total mundial y lo pone en el cuarto lugar mundial después de India, China y Tailandia.Chiapas reportó en 2011 una superficie sembrada de 26 484 hectáreas, que produjeron 193 042 toneladas métricas. Esto lo ubica en segundo lugar nacional después de Sinaloa en cuanto a superficie sembrada y en tercer lugar en producción después de Guerrero y Nayarit (SIAP/SAGARPA, 2011).De esta superficie sembrada en Chiapas, 20333 hectáreas se encuentran en la región costera del Pacifico conocida como el Soconusco, que incluye 16 municipios ubicados en la costa del Pacifico y la frontera con Centroamérica. El resto está distribuido por las regiones de los valles centrales del estado (Figura 1) (Gobierno del Estado de Chiapas, 2006).

Fuente: Gobierno del Estado de Chiapas, 2006

Figura 1. Superficie sembrada de mango en Chiapas.

2.2.2. Importancia del cultivo El mango se cultiva en más de 100 países y es uno de las frutas más consumidas a nivel mundial. Crea fuentes de empleo, contribuye a la alimentación humana y genera ingresos económicos (FAOSTAT, 2009). En México, dentro de los frutales, el mango ocupa el segundo lugar en cuanto a superficie sembrada, por encima de Soconusco

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los cultivos de limón, aguacate y plátano, y es únicamente superado por el cultivo de la naranja (SIAP/SAGARPA, 2011). La mayor parte de la producción mexicana de este frutal se consume en el mercado interno como fruta fresca. Las principales variedades cultivadas en México son ‘Manila’, ‘Ataúlfo’, ‘Haden’, ‘Tommy Atkins’, ‘Kent’, ‘Keith’ y ‘Manililla’. El 25% de la superficie sembrada es de la variedad ‘Manila’, seguida por ‘Ataúlfo’ y ‘Haden’ con el 16 y 15% respectivamente (SIAP/SAGARPA, 2011). En el aspecto nutricional, el fruto del mango tiene un alto contenido de antioxidantes naturales y contiene además fibra y betacaroteno. Es una fuente importante de vitamina A, riboflavina y otros elementos (Perkins-Veazie, 2007). 2.2.3. Características botánicas 2.2.3.1. Morfología general El mango es una planta arbórea de gran porte que puede crecer hasta medir 40 metros o más de altura y vivir hasta cien años. Su raíz es pivotante con una amplia red de raíces secundarias y terciarias y un pelambre abundante de raicillas absorbentes. El árbol en si es perennifolio con hojas simples oblolanceoladas en arreglo espiral y producidas en flujos (Mukherjee, 1997) (Figura 2).

Foto: M.Gehrke Figura 2. Árbol adulto de mango en la región del Soconusco, Chiapas, México.

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2.2.3.2. Biología floral Los árboles son andromonoicos, con flores hermafroditas y estaminadas presentes en la misma inflorescencia. La inflorescencia es una panícula terminal enramada que produce desde unoscientos hasta varios miles de flores individuales (Figura 3).

Foto: M. Gehrke Figura 3. Panícula floral de mango.

El número de panículas puede variar desde 200 hasta 3000 por árbol con 600 hasta 5000 flores por panícula (Avilán et al., 1998). La relación de flores hermafroditas a estaminadas varía de 1:4 a 2:1 (Ochse et al., 1965). Sin embargo, esta proporción es ampliamente inconstante entre variedades, como lo asevera Avilán et al. (1998), quienes al estudiar características florales de veintiún variedades de mango en Venezuela, encontraron que los porcentajes de flores fértiles o hermafroditas, calculado sobre el total de flores, variaron desde 42% en el caso de la variedad ‘Kent’, hasta 2,7% en mango ‘Alphonso’. Por otro lado, Sukhvibul et al. (2000), trabajando con cultivares monoembriónicos (‘Irwin’ y ‘Sensation’) y poliembriónicos (‘Nam Dok Mai’ y ‘Kensington’), observaron que a temperaturas día/noche superiores a 30/20ºC aumenta el tamaño de la inflorescencia.Además, hay un efecto inverso entre el número promedio de flores

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por inflorescencia y las temperaturas promedio día/noche (619,6 a temperaturas de 20º/10ºC, disminuyendo a 431,3 a 30/20ºC). 2.2.3.3. Morfología reproductiva La flor del mango ha sido descrita por Mukherjee (1997) como una flor pequeña de 5-10 mm de diámetro, encontrándose flores masculinas y hermafroditas en una misma panícula. En las flores masculinas el pistilo es abortado. Menciona este autor que las flores típicas tienen de cuatro a cinco pétalos oblongos u oblongoovalados muy pubescentes. El disco se localiza sobre la base de los pétalos; tiene cinco lóbulos relativamente grandes y carnosos. Tiene de cuatro a cinco estambres centrales, de los cuales solamente uno es fértil, siendo el resto estaminodios montados sobre una pequeña glándula. El perianto (Figura 4) tiene usualmente cinco sépalos y cinco pétalos color crema que se tornan rosados antes de caer (Naik y Rao, 1943).

Foto: M. Gehrke Figura 4. Flor hermafrodita de mango.

Los granos de polen son tricolpados y de tamaño uniforme (Mukherjee, 1997). El fruto es una drupa aplanada cuya forma, tamaño y color varían según la variedad. La base tiene un lado comprimido; el cuerpo del fruto tiene un perfil desigual siendo el lado dorsal convexo y el lado ventral cóncavo hacia el ápice, en donde existe una prominencia cónica llamada “pico”, el cual es el punto de inserción del estilo en el ovario.El epicarpio puede variar en color desde amarillo hasta verde con áreas rojas o púrpuras y es de consistencia dura con abundantes

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canales resinosos que dan al fruto un típico sabor a trementina. El mesocarpio es un tejido suave que varía desde muy fibroso hasta sin fibras según la variedad y es rico en azúcar y cromatóforos. El endocarpio es un tejido duro con fibras numerosas y liso en su interior. La semilla es aplanada, cubierta por la testa o el tegumento y formada principalmente por los cotiledones (León, 2000).El peso promedio de los frutos va desde 0,2 kg hasta 2 kg y su forma desde redondeada hasta ovoide, arriñonada y a veces aplanada lateralmente. El color de la piel varía también dependiendo del cultivar, pudiendo ser verde, amarillo, rosa, rojo, púrpura o una combinación de éstos (Coello,et al., 1997). Con referencia a los genotipos de mangos comunes en la región del Soconusco, Chiapas, México, son pocas las publicaciones que describen sus características morfológicas. Entre ellas destaca el trabajo de Galvez-López et al. (2007) en el que se estudió la diversidad morfológica del fruto de 36 variedades de mango comunes en Chiapas. Dichos investigadores reportan una amplia diversidad en las características morfológicas de los frutos, especialmente en cuanto al color del exocarpio, grosor del mesocarpio y peso del fruto. Esta diversidad, según los autores, sugiere una constante recombinación entre el germoplasma existente en la región. 2.2.4. Clasificación taxonómica De acuerdo a la clasificación taxonómica, el mango seubica de la siguiente manera: (APG Angiosperm Phylogeny Group III. 2009). REINO: Plantae División: Spermatophyta Subdivisión: Magnolyopsidae Clase: Eudicotiledoneae Subclase:Malvidae Orden: Sapindales: Suborden: Anacardiineae Familia: Anacardiaceae

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Género: Mangifera Especie: indica Existe polémica entre investigadores en cuanto a la terminología adecuada para clasificar taxones en niveles de nomenclatura inferiores al de especie. El diccionario Webster (1995) de la lengua inglesa define el término “variedad” como un grupo intraespecífico de plantas o animales, sinónimo de “subespecie” ó “raza”, y establece que un “cultivar” es una variedad obtenida por medio de técnicas agrícolas. Barnes y Beard (1992) definen un cultivar como “un conjunto de plantas cultivadas que se distinguen por sus caracteres permanentes, morfológicos, fisiológicos, citológicos y químicos, desarrolladaspara la agricultura, la silvicultura y la horticultura”. En virtud de lo anterior, se considera que el mango ´Ataúlfo´puede clasificarse como cualquiera de los dos. Pero a fin de evitar confusión terminológica en la presente disertación, se utiliza el termino cultivar en acuerdo con lo argumentado por Camargo y Arévalo (1992), quienes apuntan que dicho término representa un “aglutinamiento “del término inglés de “cultivated variety” “variedad cultivada”. 2.2.5. Propagación Es factible la multiplicación por semilla, pero el resultado es de plantas de calidad inferior. Sin embargo, si el material vegetal es de origen poliembriónico, las plantas resultantes, no presentan caracteres diferentes ni degenerados en los árboles obtenidos por semillas.La propagación por injerto es el único sistema utilizado a nivel comercial por los viveristas de todo el mundo.Es conveniente injertar sobre porta injertos poliembriónicos, tanto en el caso de cultivares monoembrionicos como en el de poliembriónicos, a fin de reducir la fase juvenil de la planta nueva y facilitarsu precoz entrada en producción (Galán Sauco, 1999). Los tipos de injerto comúnmente utilizados en mango son los de enchapado lateral y de escudete. El Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP) de México ha experimentado exitosamente con sistemas de

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inter-injerto, lo que ha mostrado en varios casos una buena compatibilidad y aceptables niveles de reducción de porte. 2.2.6. Polinización En los cultivares poliembriónicos, como el mango ´Ataúlfo´, la antesis floral ocurre generalmente en la noche (Pimentel et al., 1984) y en cultivares monoembriónicos ésta ocurre durante la noche o en la madrugada (Singh, 1954). Sin embargo, se ha visto que la dehiscencia de la antera ocurre más bien en las horas de la mañana hasta el mediodía y ambos procesos son retardados por temperaturas bajas y días nublados (De Wet y Robbertse, 1986) así como por humedades relativas altas. Generalmente, la polinización ocurre cerca del mediodía. La flor abre en la madrugada, estando el estigma inmediatamente receptivo, y el polen se libera desde las 8 a.m. hasta el mediodía. Este retraso en la liberación del polen puede causar una polinización inadecuada del estigma (Spencer y Kinnard, 1956). El tiempo mínimo que requieren los granos de polen para germinar es de 1.5 horas (Singh, 1959). La polinización la efectúan insectos y es necesaria en mangos monoembriónicos pero no es este el caso en los poliembriónicos. Algunos autores sostienen que en el mango, la polinización es principalmente eólica, pero esta teoría ha sido refutada por diversos investigadores a favor de una polinización por insectos. Iyer y Degani (1997) afirman que el mango se poliniza por polinización cruzada efectuada principalmente por insectos como la mosca casera, abejas y trips, aunque en la naturaleza, más del 50% de las flores no reciben polen. La autopolinización puede ocurrir en algunos cultivares. Anderson et al (1982) reportan la transferencia de polen en flores de mango por diversos insectos, siendo los mas importantes las avispas, las abejas, hormigas grandes y moscas grandes en ese orden de importancia. Por otro lado, Corredor y García (2011) encontraron que las especies visitadoras o polinizadoras en mango ´Hilacha´ y ´Tommy Atkins´ en Colombia fueron del orden Coleoptera, seguidas por Díptera e Hymenoptera. 16

Se ha demostrado que en la variedad ‘Kensington’ las temperaturas nocturnas por debajo de 10ºC reducen la viabilidad del polen a una tasa menor al 50% y se concluye que las temperaturas ideales para una meiosis normal son de 15 a 33ºC, notándose una viabilidad de 70 a 85% (Randhawa y Damodaran, 1961). 2.2.7. Incompatibilidad en los órganos reproductivos La autoincompatibilidad en mango se conoce desde los años 50 (Djikman y Soule, 1951) y se ha confirmado que ocurre en diversas variedades criollas de la India (Mukherjee et al., 1968, citados por Iyer y Degani, (1997). Mukherjee et al., (1958) demostraron, mediante estudios embriológicos que, a pesar de que la fecundación ocurrió después de la autopolinización, hubo degeneración del endospermo 15 días después de la polinización. También se han observado casos de incompatibilidad cruzada en algunos cultivares de mango (Ram et al, 1976), lo que ha hecho necesaria la identificación de polinizadores adecuados. Lim, Bowman y Poffley (1994), en trabajos con la variedad ‘Irwin’ en Australia, encontraron que en esta variedad de mango, la autopolinización produjo frutos, pero éstos eran sin semilla en un 95% y fueron abortados prematuramente, lo que indica que la fruta con semilla pudo haber sido formada por autogámia (autopolinización en una misma flor) o por geitonogamia (polinización de una flor por otra en la misma planta). Citan estos autores a Sharma y Singh (1970) al sostener que la autoincompatibilidad está controlada genéticamente por factores fisiológicos y la inhibición de la fecundación es el resultado de una actividad genética en el grano de polen al desarrollarse este dentro del estilo. Consideran Lim et al.,(1994) que se produce una incompatibilidad esporofítica cuando la germinación del polen o el crecimiento del tubo polínico se malogra por una acción genética del tejido esporofítico del estigma o del estilo; el ovario sigue creciendo y forma un fruto al haber un estímulo inicial del tubo polínico. Éstos autores proponen, en base a sus investigaciones, que el desarrollo de flores anormales puede ser el resultado de bajas temperaturas en el rango de 12°C durante la diferenciación y emergencia de las panículas y que la incidencia de 17

temperaturas igualmente bajas durante antesis pudo haber promovido el desarrollo de frutos partenocárpicos sin semilla o deformes provenientes de flores anormales. 2.2.8. Relación sexual La relación de flores hermafroditas a flores masculinas en la panícula floral y el número de flores totales por panícula varía mucho debido a varios factores de orden fisiológico y ambiental tomando muy en cuenta al cultivar (Anjum et al., 1999). La mayoría de estudios en mango indican que, a pesar de que la mayoría de flores estaminadas y hermafroditas se forman en la porción proximal de la panícula, la proporción de flores perfectas es mayor en la porción distal (Davenport y Núñez-Elisea, 1997). El factor ambiental que mayormente influye en la relación sexual en mango es la temperatura ambiental. Diversos autores han encontrado que las temperaturas bajas, especialmente en los mangos poliembriónicos de origen tropical, reducen considerablemente la proporción de flores hermafroditas (Davenport y NuñezElisea, 1997; Sukhvibul et al., 2000). Majumder y Mukherjee (1961) reportan que existe correlación entre el incremento en la emergencia de flores perfectas y las temperaturas ambientales mayores observadas en la parte mas tardía de la época de floración. Diversos investigadores han reportado que factores bióticos endógenos tales como la edad avanzada del árbol, la posición de la inflorescencia dentro del dosel del árbol, y el hecho de aparición en árboles de pié franco vs injertados resulta en mayores proporciones de flores hermafroditas (Davenport y Núñez-Elisea, 1997). Se considera que la relación de flores estaminadas a flores perfectas influye en el amarre de frutos y en la productividad. Sin embargo, Rhandawa y Damodaran (1961) han demostrado que la cantidad de flores perfectas no afecta la producción de mango siempre y cuando ésta no caiga debajo de 4%.

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2.2.9. Partenocarpia y estenospermocárpia. La partenocarpia se define como “la producción de frutas sin fecundación”, siendo el banano un ejemplo de este desarrollo frutal que ocurre sin polinización. Quijada et al,(1999) sostienen que dentro de las causas de la partenocarpia estimulativa, aunque no son realmente conocidas, las dos hipótesis que se han propuesto para explicar este fenómeno son:La germinación del polen en el estigma y la penetración en el estilo originan una acción excitante en la multiplicación celular, que podría estar relacionada al fenómeno de incompatibilidad genética, la cual impide la fecundación, provocándose en consecuencia el aborto del embrión La posible acción de ciertos compuestos producidos por casos de traumatismo. Esta última hipótesis podría estar asoceada a la acción de sustancias formadas como respuesta al ataque de insectos que dañan la flor y que favorecen la aparición del fenómeno. Pérez-Barraza et al.(2007) describen mangos ´Ataúlfo´ anormales en Nayarit, México, como frutos de menor tamaño que los normales, considerando que éstos son “partenocárpicos” en virtud de no contar con semilla. Estos mismos autores citan trabajos desarrollados por Lakshminarayana y Aguilar (1975) y Nuñez-Elisea y Davenport (1994), quienes afirman que la partenocarpia también puede ser debida al aborto del embrión después de la fecundación provocado por bajas o altas temperaturas durante la etapa de polinización o inicio del amarre de los frutos. Davenport y Núñez-Elisea (1997) citan a diversos autores quienes sostienen que la falta de semillas en mangos se debe al aborto embrionario y no a la falta de fecundación. Por lo que en esta especie dicho fenómeno debe considerarse como estenoespermocarpia y no partenocarpia. La estenoespermocarpia está definida como “la producción de semillas abortivas insuficientemente formadas habiendo un desarrollo anormal del fruto.”No es común pero se presenta con regularidad en algunos cultivares. Las frutillas estenoespermocárpicos presentan tasas de crecimiento inferiores a las frutas con semilla y se desarrollan defectuosas sin 19

llegar a adquirir su tamaño normal. Según estudios de diversos investigadores citados por Davenport y Núñez-Elisea (1997), el aborto embrionarioparece ser el resultado de temperaturas excesivamente altas o bajas durante los días próximos al amarre del fruto. Estos mismos autores establecieron que las frutas estenoespermocárpicas casi siempre ocurren en posición distal a las frutas con semilla dentro de las panículas y sugieren que el aborto embrionarioocurre a causa de altas temperaturas en el momento posterior cuando estas últimas amarraron. En mango, cierta cantidad de abscisión de frutillas provenientes de flores fecundadas y no fecundadas es normal; sin embargo, la abscisión de frutillas en tamaño de canicas se asocia con el aborto embrionario (Ram et al., 1976, citados por Davenport y Núñez-Elisea, 1997). La producción de frutos atrofiados no es un fenómeno desconocido en mango,según lo observado por diversos investigadores quienes reportan que, aunque la ocurrencia de frutas sin semilla es inusual en mango (Chacko y Singh (1969) citados por Litz, 1997), este fenómeno llega a producirse regularmente en algunos cultivares (Whiley et al., (1988), citado por Litz, 1997). Lim et al. (1992) afirman que no existe correlación entre la incidencia de frutos deformes, la edad de los árboles y la localización de éstos enlos huertos. in embargo, investigaciones por varios autores en Nayarit, México, indican una correlación directa entre la incidencia de frutos partenocárpicos o estenoespermocárpicos y la distancia entre los arboles de ‘Ataúlfo’ y otros cultivares que son posibles donadores de polen.Pérez Barraza et al. (2007) reportan que en los árboles próximos a ‘Tommy Atkins’resultaron un 10,9% de frutos partenocárpicos, mientras que aquellos situados a 200 m. ó más presentaron hasta 45,6%. En San Blas, se encontró la misma tendencia observándose un 49,9% de frutos partenocárpicos en huertos cercanos a la variedad ‘Tommy Atkins’ y un 62,6% en los huertos ubicados a 200 m, ó más. Resultados similares fueron encontrados en el municipio de Compostela y Santiago Ixcuintla (Nayarit, México).Esto concuerda con lo observado por Dag et al. (2009) en Israel, quienes reportan que la tasa de permanencia de frutos 20

híbridos en mango decrece según aumenta la distancia del donador de polen y aún a distancias grandes del donante la tasa de híbridos fue considerable. Estos autores consideran que el papel de insectos en la producción de frutos deformes es “remota”, basado esto en la observación de que la aplicación de insecticidas aumentó la presencia de las deformaciones. Sin embargo, opinan que las aspersiones mismas pueden ser promotoras de las deformaciones debido a su acción física sobre la dispersión del polen y a las bajas temperaturas que éstas pueden ocasionar en el microambiente de las flores en el momento de antesis. Cabrera (2007) reporta que, de acuerdo con sus observaciones del fenómeno, los vestigios de tejido embrionario en el mango niño indican que hubo en algún momento un inicio del proceso fecundativo, pero este fue suspendido y aparentemente se presentó un aborto embrionario, lo que resulta en una maduración del fruto sin desarrollo normal del mesocarpio. Sustenta sus opiniones con observaciones de aplicaciones de ácido giberélico que se hicieron en el fruto inmaduro, lo que resultó en un ensanchamiento del tejido mesocárpico y el desarrollo de un fruto aparentemente normal pero sin tejido embrionario. 2.2.10. Mango ‘Ataúlfo’ 2.2.10.1. Origen En 1959,

en Soconusco, estado de Chiapas, México, llamó la atención la

producción de ocho árboles de mango que se encontraban sembrados en el patio de una casa en la Ciudad de Tapachula, Chiapas, propiedad Ataúlfo Morales Gordillo. Investigadores del Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIA), actualmente Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP), observaron que dos de estos árboles aportaban propiedades genéticas interesantes para que fueran propagados con fines comerciales. Posteriormente, en el año de 1963, técnicos del Instituto Mexicano del Café estudiaron las características de los frutos de dichos árboles y consideraron interesante su producción, iniciando un proyecto de propagación y distribución de 21

plantas dentro de un programa de diversificación de cultivos en plantaciones de café dando al nuevo cultivar el nombre de mango ‘Ataúlfo’ (Cano, 1986). 2.2.10.2. Distribución En México actualmente, se encuentran establecidas alrededor de 40000 hectáreas de mango ´Ataúlfo´, principalmente en los estados de Chiapas, Nayarit, Guerrero, Michoacán, Colima y Sinaloa,siendo Chiapas el estado con mayor superficie sembrada con 30000 hectáreas, de las cuales, aproximadamente 16000 se encuentran en la región sureste del estado conocida como el Soconusco (IMPI, 2003 AALFS,2006). 2.2.10.3. Importancia El cultivo comercial del mango ´Ataúlfo´ representa un fuerte eje de desarrollo para el Soconusco y para las otras regiones de México donde se explota. Sus características organolépticas y de manejo lo han hecho un producto deseable entre consumidores en todo el mundo, lo que ha redundado en un alto nivel económico, que generalmente equivale a un 30 a 56% arriba de otras variedades de mango en este país y en otras regiones en donde se cultiva esta especie. En Chiapas, principalmente en la región costera del Pacífico, se cultivan actualmente alrededor de 25 000 hectáreas. Su cultivo se ha dispersado a los estados de Nayarit, Oaxaca, Guerrero, Sinaloa, Michoacán, Veracruz, Jalisco, Colima, Tabasco y Campeche, así como a varios países de Centro- y Sudamérica (Infante et al., 2011). EI rendimiento promedio en esta región es de 8 toneladas por hectárea. Sin embargo, el estado de Nayarit presentó en el año 2003 el mejor rendimiento del país, con un promedio de 13,22 ton/ha (IMPI, 2003; AALFS,2006). 2.2.10.4. Condiciones ambientales del cultivo En México, la Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (SAGARPA 2006) recomienda que los huertos de mango ´Ataúlfo´ se establezcan a una altitud no mayor de 600 metros sobre el nivel del mar, con 22

climas cálido-seco a cálido-húmedo y con suelos profundos y bien drenados. Se desarrolla bien en climas donde la temperatura media del mes más frío no sea inferior a 15 grados, dado que es sensible a bajas temperaturas. Su producción óptima se obtiene cuando la temperatura es de 24 a 27 grados. Es también muy exigente a los requerimientos de radiación solar en las etapas de floración y fructificación, asimismo la precipitación ideal para su buen desarrollo es de 1090 a 3000 mmdistribuida de abril a octubre. La precipitación mensual no debe exceder a los 600 mm y se requiere un período seco de cuatro meses. Se recomiendan suelos profundos de textura limo-arcillosa y un pH de 6 a 7. El drenaje es un factor importante en el cultivo del mango; al ser deficiente, provoca trastornos en la floración y en el amarre de los frutos, además de causar problemas fitosanitarios. El nivel freático debe estar por debajo de los dos metros de profundidad (SAGARPA, 2006). Estas condiciones se cumplen en la región del Soconusco, por lo que se considera que el cultivo es promisorio en esta zona de alta producción agropecuaria (IMPI, 2003).

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CAPÍTULO III METODOLOGÍA

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3. Estrategia metodológica: El presente trabajo se dividió en tres líneas de investigación en función de los objetivos e hipótesis propuestos.Cada una de ellas se desarrolló como un experimento particular. Las líneas de investigación fueron: 1. Caracterización e incidencia de las alteraciones morfológicas observadas en los frutos de mango ‘Ataúlfo’. 2. Viabilidad y germinación del polen en mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’. 3. Alteraciones morfológicas y reducción de cosecha asociadas a autoincompatibilidad retardada en el mango ‘Ataúlfo’ (Mangifera indica L.).

la

3.1. Materiales y métodos 3.1.1. Linea de investigación I. Caracterización e incidencia de las alteraciones morfológicas observadas en los frutos de mango ‘Ataúlfo’. 3.1.1.1. Localización del sitio de estudio El presente estudio se realizó en cuatro zonas de producción comercial de mango ‘Ataúlfo’en la región del Soconusco, Chiapas, México (Cuadro1). La Figura 5 muestra la ubicación de los sitios de estudio.

25

Cuadro 1. Ubicación de los sitios de estudio Municipio

Huerto

Latitud

Longitud

Tuzantán

Guadalupe

17º 7’ 11.35” N

92º 26’ 39.16” O

Mazatán

Santa Lucia

14º 49’ 23.82” N

92º 25’ 98.00” O

Tapachula

Santa Rosa

14º 48’ 43.13” N

92º 19’ 33.76” O

Suchiate

Altamira

14º 40’ 44.49” N

92º 17’ 86.00” O

Fuente: Gobierno del Estado de Chiapas. Figura 5. Mapa de la costa del Soconusco donde se ubican los sitios del estudio.

3.1.1.2. Diseño experimental En cada una de las cuatro zonas de estudio se escogió un sitio de 0,5 ha (50 árboles) y de cada sitio se eligieron tres árboles al azar, los cuales formaron las unidades de muestreo.

26

3.1.1.3. Variables de estudio Para la descripción de la morfología del fruto de mango se consideraron dos tipos de variables: (1) variables cuantitativas, en las que se midieron las características de los frutos observados, y (2) variables cualitativas, en las que se describieron las características morfológicas visibles no medibles de los frutos normales y anormales observadas. Para definir las etapas de madurez se utilizó como referencia el cuadro preparado por Adel Kader (2008) (Figura 6)

Inmaduro

Parcialmente maduro

Maduro

Parcialmente sazón

Sazón

Figura 6. Etapas de madurez fisiológica (1-3) y organoléptica (4-5) de mango ‘Ataúlfo’ (Kader, 2008)

27

3.1.1.3.1. Variables cuantitativas Para medir las variables cuantitativas se escogieron al azar cinco infrutescencias o panículas de cada árbol, para un total de 15 infrutescencias en cada sitio. A cada una de las infrutescencias seleccionadas se le instaló una jaula de mallamosquitera plástica para recolectar todos los frutos que cayeran. Cada 15 días se contabilizaron todos los frutos desprendidos y con éstos se preparó una muestra compuesta de 15 frutos por sitio. Se preparó dicha muestra compuesta de la siguiente manera: en la fecha correspondiente, se escogieron tres frutos de cada una de cinco infrutescencias previamente marcadas al azar. Se juntaron todos los frutos seleccionados y de estos se escogieron al azar quince muestras representativas de mango que sirvieron para formar las muestras compuestas de cada sitio. Para medir el peso fresco de los frutos de cada muestra, se pesaron individualmente

en

una

báscula

granataria

marca

Adam

modelo

AQT

200.Posteriormente se disectaron los frutos para observar sus características morfológicas y, en base a las alteraciones observadas, se clasificaron como frutos normales o frutos anormales (estenoespermocárpicos) de acuerdo a los criterios reportados en la siguiente sección sobre variables cualitativas. Se registró el número de frutos normales y anormales así como el número total de frutos desprendidos. En la última fecha de observación (75 días después de amarre) se cosecharon todos los mangos de cada panícula y se agregaron a la muestra recolectada de frutos desprendidos.Se registraron los números y pesos de los frutos desde la etapa de amarre (4-5 días después de antesis) hasta la de madurez fisiológica aparente (MFA) a los 75 días después de amarre (Figura 7). 3.1.1.3.2. Variables cualitativas Para la descripción de las variables cualitativas, se tomó una muestra de tres árboles seleccionados al azar en cada uno de los cuatro sitios de estudio. Para la observación de estas variables, se escogieron al azar cinco infrutescencias por cada árbol. De cada infrutescencia se seleccionaron y marcaron con etiquetas

28

cinco frutos aleatoriamente, los cuales se observaron y registraron durante todo su desarrollo. Las inflorescencias/infrutescencias se seleccionaron en la etapa de antesis (apertura de las flores).Quince días después de antesis, cuando los frutos medían 0,8 mm en promedio, se consideró que los frutos estaban amarrados y se inició la toma de datos a partir de esa fecha aintervalos de 15 días hasta los 75 días después de amarre (90 días después de antesis). En este momento se determinó que los frutos habían llegado a su madurez fisiológica aparente (MFA) o madurez numero 1 según la tabla de Kader (2008) (Figura 6) y los frutos normales mostraban un desarrollo completo de sus órganos internos así como un color verde amarillento del exocarpio. Se observaron y registraron las características morfológicas de cada uno de los frutos marcados, anotando las alteraciones físicas que mostraron los frutos. Se tomaron fotografías de todos los frutos cada 15 días y se identificaron sus estructuras morfológicas según los criterios propuestos por Gehrke (2008). El color de cada fruto se determinópor apreciación óptica estimando el grado de maduración en función de la intensidad del color del exocarpio desde verde a verde amarillento a amarillo hasta observarse amarillo anaranjado intenso; seconsideróéste último como la madurez organoléptica ó sazón del fruto (Figura 7).

B

C

D

Fuente: The Champagne ® mango Figura 7. Secuencia de maduración de mango ‘Ataúlfo’ A: Madurez Fisiológica aparente (MFA), B y C: Madurez intermedia, D: Madurez organoléptica.

29

3.1.2. Línea de Investigación II: Viabilidad y germinación del polen en mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’. 3.1.2.1. Área de estudio El estudio se realizó en la región costera del Soconusco. El área de observación representa la zona de más concentración de siembras de mango Ataúlfo; se seleccionaron cuatro municipios que representan las áreas en donde ha sido más notoria la incidencia del fenómeno en estudio. El municipio mas al sur fue Suchiate (Lat14º41’N

Long

92º09’W),

(Lat.14º41’N,Long.92º16’W) finalmente

Tuzantán

seguido

luego

hacia

Mazatán

el

noreste

por

Tapachula

(Lat.14º52’N,Long.92º27’W)

(Lat.15º04’N,Long.92º25’W).

El

orden

en

que

y se

seleccionaron los municipios se basó en el orden en que progresó el desarrollo del fenómeno desde su inicio. Éste se inició en el Municipio de Suchiate y progresó hacia el noreste habiéndose observado en este orden la mayor incidencia del fenómeno (Asociación Agrícola Local de Fruticultores del Soconusco, 2009). El clima predominante en el área seleccionada se clasifica como cálido con abundantes lluvias en verano; la precipitación total anual varía entre 1500 y 2000 mm y el mes más seco suma menos de 60 mm. La temperatura promedio anual es de 28 ºC registrándose temperaturas día/noche en los meses más cálidos de 40ºC/20ºC (INEGI, 2009). Las observaciones se llevaron a cabo durante la época de floración de Noviembre 2008 a Marzo 2009. Dentro del área se eligió un sitio en cada uno de los cuatro diferentes municipios previamente escogidos con una superficie de una hectárea cada uno de ellos; Los sitios elegidos fueron: Municipio de Mazatán.

Huerto Santa Lucía: Latitud 14°49´23.82´´ Longitud

92°25´98´. Huerto de aproximadamente 15 años de edad, manejado bajo el sistema tradicional pero sin un programa de fertilización Municipio de Tapachula . Predio “Santa Rosa”: Latitud 14°48´43.13´´ Longitud 92°19´33.76´´. Huerto de 18 años de edad manejado bajo sistema tradicional. Municipio de Suchiate Predio “ Altamira”: Latitud 14°40´44.49´´ Longitud 30

92°17´´86´´, Huerto de 15 años de edad manejado bajo sistema orgánico Municipio de Tuzantán: Huerta “Guadalupe” Latitud 15°7´11.35´´ Longitud 92°26´39.16´´ huerto de 15 años de edad bajo sistema de cultivo tradicional.

3.1.2.2. Arquitectura de la inflorescencia y relación sexual Se recolectaron 10 panículas al azar en cada uno de los sitios experimentales, se midieron la longitud y número de sub raquis florales y se contabilizaron las flores masculinas y hermafroditas totales en cada panícula muestreada. 3.1.2.3. Recolección y extracción de polen Con el fin de extraer

y obtener flores hermafroditas y polen para

efectuar

polinizaciones in vitro e in vivo bajo condiciones de laboratorio se recolectaron panículas de mango Ataúlfo en cada una de las localidades seleccionadas. En cada uno de los cuatro sitios de muestreo se eligió al azar un árbol del cual se recolectaron tres panículas sanas conformando la muestra correspondiente a cada sitio. La recolecta de las inflorescencias se realizó entre las seis y las ocho de la mañana, para aprovechar la antesis que normalmente ocurre en la noche o en la madrugada en mangos poliembriónicos como ‘Ataúlfo’ (Pimentel 1984, citado por Litz 1997). Las panículas se transportaron al laboratorio envueltas en papel toalla humedecido colocado dentro de una hielera a una temperatura aproximada de 13ºC. En el laboratorio, se prepararon muestras compuestas con flores extraídas de las tres panículas escogidas de cada sitio. Se seleccionaron al azar cinco flores hermafroditas, y cinco flores masculinas de cada muestra compuesta (sitio) a fin de determinar posibles diferencias en las características entre tipos de flor y de polen antes y después de antesis (Antesis se consideró como el momento de apertura de la flor). Se depositaron las flores en cajas Petri con un medio nutritivo Brewbaker y Kwack (1973), para evitar su deshidratación durante la extracción y

31

observación del polen. Se procedió a extraer el polen de los estambres frescos antes de la dehiscencia, abriendo el saco polínico y removiendo los granos con agujas de disección. Se repitió este procedimiento dos minutos después de antesis, agregándoles de dos a tres gotas de agua destilada para lavar las agujas y los sacos polínicos y de esta manera obtener la mayor cantidad posible de granos de polen. 3.1.2.4. Caracterización morfológica del polen El polen extraído de los estambres se colocó en portaobjetos para su observación en un microscopio de contraste de fases marca VELAB Mod.VE-B3 con objetivos de 10X y 40X. Se realizó un conteo de los granos de polen cosechados de cada saco polínico, para obtener valores cuantitativos por cada saco observado. Posteriormente, los granos de polen extraídos de cada antera antes y después de antesis fueron depositados en portaobjetos con una gota de colorante acetocarmín al 1% (Radford et al., 1974) y se examinaron en el microscopio. Se contó el número de granos de polen, se registró su tamaño, su forma y sus características morfológicas utilizando una cámara digital marca Motic modelo Moticam 1000. Se calculó el porcentaje de cada forma y tamaño de los granos con relación al total observado. 3.1.2.5. Viabilidad del polen La viabilidad de los granos de polen se determinó mediante la metodología de Radford et al.,(1974) en el cual se consideran viables los granos que adquieren un color rojo al ser entintados con acetocarmín al 1%; y no viables

las que

permanecieron de color café oscuro (Radford et al, 1974). Se depositó el polen en un portaobjetos y posteriormente se agregó una gota (0,5ml) de acetocarmín al 1 % (Radford et al., 1974). Luego fueron observados en un microscopio marca VELAB Mod.VE-B3 con el objetivo 40X. Se determinó la viabilidad de los granos de polen obtenidos antes de antesis, abriendo físicamente los sacos y extrayendo

32

los granos, y después de antesis recolectando el polen 2 minutos después de dehiscencia natural. El objetivo fue observar alguna diferencia en su viabilidad relacionada con este evento reproductivo. 3.1.2.6. Germinación del polen in vitro Utilizando la metodología Brubaker-Kwack (1963) se preparó el medio de germinación con los siguientes ingredientes: Agar 2000mg,+ Sacarosa 100 mg,+ solución nutritiva*,70 mg + Agua destilada,100 ml *La

solución

nutritiva

completa

(basada

en

el

medio

Brubaker-Kwack

(1963)contiene lo siguiente: (H3BO3 (Acido Bórico), 10mg; Mg2SO4 .7H2O (sulfato

de

magnesio

heptahidratado),

20mg,Ca(NO3)2.4H2O

(Nitrato

de

calcio),30 mg; KNO3 (nitrato de potasio),10 mg, Agua,40ml. Una vez solidificado el medio, se sembró el polen en cajas Petri, se incubó a una temperatura constante de 28°C; y se realizaron observaciones a las 12, 24, 36 y 48 horas, registrándose el crecimiento inicial del tubo polínico en micrómetros (µm). 3.1.2.7. Germinación del polen in vivo Se realizaron pruebas de germinación in vivo para observar el crecimiento y desarrollo del tubo polínico en mango ‘Ataúlfo’. Las anteras producto de la emasculación (ver párrafo sobre recolección y extracción de polen), se separaron y se colocaron en agua destilada en un portaobjetos, para que estas maduraran y abrieran sus sacos polínicos exponiendo el polen. Con el material recolectado en el paso anterior se polinizaron manualmente las flores emasculadas, anotando la hora promedio de la polinización.Se separaron los ovarios de los estilos para su posterior observación en forma individual. 3.1.2.8. Tasa y velocidad de crecimiento del tubo polínico

33

Se aplastaron los pistilos a partir de las primeras cuatro horas después de la polinización, observando y midiendo el crecimiento del tubo polínico. Se repitieron los primeros cuatro pasos del procedimiento, en lapsos de tiempo de 8, 16, 24, 32, 48 horas. Con los datos registrados, se calculó la tasa y velocidad de crecimiento del tubo polínico dentro del gineceo floral desde adhesión del grano al estigma hasta la llegada del TP al micrópilo del ovario. Se cuantificaron los granos de polen totales de: flores hermafroditas antes de antesis (HAA), flores hermafroditas después de antesis (HDA), flores masculinas antes de antesis (MAA) y flores masculinas después de antésis (MDA). Se observaron y midieron las siguientes variables: Características macro morfológicas del polen, viabilidad del grano de polen expresado como percentil de granos vivos, tamaño del grano de polen, germinabilidad in vivo e in vitro del polen, medida en base al crecimiento inicial del tubo polínico.Se colectaron muestras compuestas de tres panículas tomadas de un árbol seleccionado al azar en cada sitio de estudio; correspondiendo a cada árbol una unidad experimental. 3.1.2.9. Análisis estadistico y registro morfológico El análisis de los datos se hizo con base en el modelo completamente al azar, considerando cuatro tratamientos o sitios de estudio y 10 repeticiones o inflorescencias, analizados en el programa SAS 9.0. Se realizaron comparaciones múltiples por medio de prueba de Tukey (α= 0.05). Para la caracterización morfológica se monitoreó mediante fotografías del material, con una cámara digital portátil Marca Samsung modelo ECI70ZZPBC.

3.1.3. Línea de investigación III. Alteraciones morfológicas y reducción de cosecha asociadas a la autoincompatibilidad retardada en el mango Ataúlfo (Mangifera indica L.) 3.1.3.1 Polinización controlada en el campo

34

3.1.3.1.1. Ubicación del estudio Se escogió la locación de la Estación Experimental Agrícola del Gobierno Federal La Norteña para los tratamientos de campo dado que esta ubicada en el centro del área de cultivo de mango del Soconusco. El sitio experimental “La Norteña” se encuentra a 16 km al sur de Tapachula, Chiapas, a una altitud de 16 metros sobre el nivel del mar. Sus coordenadas son 14º45’35” latitud N 92º23’12” longitud O (INEGI 2009).La temperatura promedio anual es de 34,6ºC con temperaturas nocturnas promedio de 24,9ºC y diurna de 31,6ºC. La precipitación anual es de 1354 mm con un promedio de 109 días de lluvia al año. La estación contiene un arboretum con más treinta variedades de mango de donde se obtuvieron las panículas en flor para los estudios de polinización cruzada. Se utilizaron variedades de mango que estaban en floración simultáneamente con los árboles de Ataúlfo como donadores de polen. 3.1.3.1.2. Metodología Se obtuvieron datos de temperatura ambiental generados en la estación meteorológica cercana al área experimental de las oficinas del INIFAP, sin embargo no había datos de humedad relativa disponibles. La polinización se llevó a cabo colocando una rama cortada de un panículo de cada cultivar de las variedades donantes dentro de una caja con una inflorescencia de Ataúlfo previamente seleccionada. Dado que diferentes variedades florecieron en cada floración de ‘Ataúlfo’, los donadores de polen variaron en cada floración específica de la variedad receptora (Cuadro 2). Se usaron moscas comunes (Musca domestica L. Muscidae) como polinizadores en este experimento dado que se sabe esta especie es un visitante frecuente de las inflorescencias de mango, y se ha reportado como un polinizador preferencial de mangos (Anderson et al, 1982; Litz, 1997; Dag y Gazit, 2000). Además, se eligió esta especie por su facilidad de cría y manejo en el campo para la polinización controlada. Se recolectaron moscas de los rellenos sanitarios locales y se reprodujeron y criaron en el laboratorio usando una formula nutriente para el desarrollo larval que incluye salvado de trigo, 35

levadura y leche en polvo1. Las pupas se colocaron en vermiculita y al salir los adultos, estos se colocaron en viales (100 moscas adultas por vial) para ser transportados al campo y liberados en jaulas de alambre previamente instaladas sobre inflorescencias seleccionadas para la polinización controlada Cuadro 2. Donadores de polen para cada flujo floral

Donador Número. I II III

Variedades locales de mango Primer flujo

Segundo flujo

Tercer flujo

“Plátano”

Brooks

Irwin Morado

“Criollo”

Tommy Atkins

Springfield

Joe Welch

Irwin Morado

Ninguno*

*No había otra variedad de floración coincidente disponible

3.1.3.1.3. Diseño y procedimiento experimental El diseño experimental fue completamente al azar con cinco tratamientos y diez repeticiones. Se seleccionó un surco de diez árboles “Ataúlfo” de dieciocho años de edad para el experimento, cada árbol siendo una unidad experimental o repetición (R1 a R10). Los árboles seleccionados fueron sujetos a prácticas de cultivo normales que consisten de control de malezas mecánico, una irrigación y fertilización con formula de 17-17-17 NPK. Los árboles experimentales no fueron podados ni se les aplicó aceleración floral con inductores químicos (KNO3, paclobutrazol, etc.). En cada árbol (repetición), se seleccionaron cinco panículas en etapa generativa (Davenport y Nuñez-Elisea, 1997) y se cubrieron individualmente con cajas de malla de plástico para mosquitos; estas sirvieron como tratamientos de la siguiente forma:

1.Castillo-Vera. A. 2010, Manual para la cria de moscas en laboratorio. Inedito, ECOSUR, México

36

T1= Testigo sin polinizar: panícula encajada pero sin moscas o inflorescencia donante. T2= Testigo autopolinizado: caja con moscas pero sin inflorescencia donante. T3= Compatibilidad cruzada I: caja con moscas e inflorescencia del donante I. T4= Compatibilidad cruzada I: caja con moscas e inflorescencia del donante II. T5= Compatibilidad cruzada I: caja con moscas e inflorescencia del donante III. Para los tratamientos T2 a T5 se colocaron 100 moscas adultas criadas en laboratorio en cada caja como polinizadores. En los tratamientos T3, T4 y T5 se colocaron dentro de las cajas panículas frescas obtenidas de las variedades donantes, puestas en viales con agua para evitar marchitamiento. Estas panículas fueron remplazadas cada tercer día para asegurar su frescura y viabilidad. Todas las inflorescencias encajadas fueron destapadas veinticinco días después de iniciados los tratamientos y las frutillas que seguían adheridas se contaron como “amarre frutal”. Se tomaron tres muestras aleatoriamente de cada uno de tres árboles en cada uno de cuatro sitios experimentales. Las frutillas amarradas fueron cortadas longitudinalmente a lo largo del eje estigma-estilo. Después, el material fue examinado en microscopio con un microscopio VELAB Mod. VE-B3 con lentes 10X y 40X para observar el desarrollo embrionario de los especímenes autopolinizados y de polinización cruzada en las etapas tempranas de la formación del fruto. El experimento se repitió para cada una de las tres floraciones (F1 a F3) que se dieron de noviembre 20 a diciembre 10 del 2009 la primera, de diciembre 25 del 2009 a enero 15 del 2010 la segunda, y de febrero 20 a marzo 5 del 2010 la tercera. Los datos obtenidos fueron analizados por método ANOVA del modelo de diseño completamente al azar usando el método Duncan (LSD). 3.1.3.2. Polinización manual bajo condiciones de laboratorio: Para complementar la información descubierta en el campo, se realizaron experimentos en laboratorio para establecer el comportamiento del tubo polínico dentro del gineceo floral 37

3.1.3.2.1. Cinesis del tubo polínico Se seleccionaron aleatoriamente diez panículas de cada árbol experimental de la variedad ‘Ataúlfo’ durante cada una de las tres floraciones observadas. De estas, treinta y seis flores hermafroditas fueron tomadas, emasculadas y colocadas en viales con solución nutritiva líquida Brewbaker y Kwak (1963) para su conservación. Luego se extrajo el polen de los sacos polínicos de ‘Ataúlfo’ y otras ocho variedades seleccionadas (Cuadro2) y se polinizó manualmente las flores emasculadas. Una vez polinizadas, las flores fueron cortadas longitudinalmente a lo largo del eje estambre-pistilo y fijadas en solución FAA (Kearns e Inouye, 1993) en intervalos de 8, 16, 24, 32, 40, 48 y 56 horas (cuatro flores en cada intervalo). El material cortado fue entonces teñido en solución de anilina azul 0.1% y colocado en portaobjetos para su observación en microscopio de contraste VELAB Mod. VE-B3 con lentes de 10X y 40X. 3.1.3.2.2. Eficiencia del polen Usando el material vegetal recolectado en el sitio experimental en campo previamente descrito, a setenta flores ‘Ataúlfo’ hermafroditas se les aplicó autopolinización y polinización cruzada manual con otras variedades comunes de mango y el proceso de polinización/fertilización resultante fue observado microscópicamente trazando el desplazamiento del tubo polínico desde adhesión del polen al estigma hasta la penetración del tubo polínico al saco ovular. El experimento se llevó a cabo con material obtenido en el mismo sitio que el experimento en campo. Se obtuvo polen de las mismas variedades usadas en los experimentos de polinización controlada en campo (Cuadro 2). La eficiencia del polen se determinó como la presencia o ausencia de tubos polínicos en la entrada del micrópilo. El diseño estadístico fue completamente al azar con siete tratamientos y diez repeticiones. Los análisis estadísticos se llevaron a cabo usando el programa Stat graphics 5,0 plus. Se corrieron las pruebas ANIVA y LSD para determinar los niveles de significancia.

38

3.1.3.3. Germinación experimental de plántulas Para establecer la fecundidad varietal bajo condiciones de monocultivo en el campo, se sembraron semillas de ‘Ataúlfo’ en un vivero y se observó la producción de plántulas. El experimento se llevó a cabo en dos ciclos de cultivo consecutivos (Mayo 2009 y Mayo 2010). Cien frutos maduros de mango se escogieron al azar de siete huertos comerciales en un área de 146 km2 de la región del Soconusco. Los frutos fueron pelados y despulpados a mano, y los endocarpios restantes fueron plantados en bolsas de plástico rellenas con suelo/arena/composta para maceta, se irrigaron y se pusieron a germinar.

39

CAPÍTULO IV RESULTADOS

40

4. RESULTADOS 4.1. Línea de investigación I. Caracterización e incidencia de las alteraciones morfológicas observadas en los frutos de mango ‘Ataúlfo’ 4.1.1. Variables cuantitativas Debido a la característica observada

de la variedad ‘Ataúlfo’ de producir una

relación de flores/frutos amarrados de más de 3000/1, los resultados cuantitativos mostraron una variabilidad inaceptable para fines estadísticos (C.V.>100%). También debe considerarse que dado que la apertura de las flores y consecuente amarre de frutos en cada inflorescencia ocurre en forma secuencial a lo largo de aproximadamente quince días, no resultan indicativas las diferencias en características cuantificables (tamaño, peso y número) de frutos desprendidos de las categorías “normales” y “Estenoespermocárpicas” en relación con el momento de desprendimiento observado, ya que no fue posible determinar la edad real de cada fruto desprendido en el momento de su recolección. Se analizaron en el presente estudio únicamente las variables de

pesos y

números totales y promedios de frutos normales y Estenospermocárpicos desprendidos y cosechados en los diferentes sitios e intervalos de muestreo. Esto con el fin de registrar las características cuantitativas de los frutos normales y estenospermocárpicos en desarrollo. 4.1.1.1. Peso total de frutos desprendidos por sitio de observación En la Figura 8 se observan los pesos de frutos totales recolectados en cada una de las huertas muestreadas. Tuzantán presentó el mayor peso de frutos producidos (2507,07g), siguiéndole Mazatán (958,48g). Los sitios de Tapachula y Suchiate presentaron menor peso de frutos recolectados con 46, 07g y 55,8g respectivamente.

41

Figura 8. Peso de frutos totales de mango “Ataúlfo” recolectados en cada uno de los diferentes sitios de muestreo

4.1.1.2. Peso promedio de los frutos normales y estenospermocárpicos producidos Como muestra la Figura 9, los dos tipos de fruto recolectados (“normales” y Estenospermocárpicos) registraron diferencias en su peso fresco promedio en relación con las fechas de desprendimiento. En el primer muestreo los frutos normales

abortados

(n)

tuvieron

un

peso

mayor

que

los

frutos

Estenospermocárpicos (e). A los 30 días después del amarre se desprendieron únicamente frutos Estenospermocárpicos. A los 45 días se observó mayor peso en promedio de los frutos normales recolectados y a los 60 días se desprendieron solamente frutos Estenospermocárpicos con un peso promedio de 1,7 g. En el último muestreo, cuando se cosecharon todos los frutos a los 75 días después de amarre, los frutos normales alcanzaron un peso promedio de 193,8 g mientras que los frutos estenospermocárpicos alcanzaron un peso promedio de 48,8 g. Las líneas de tendencia indican que los frutos normales aumentan de peso a una tasa mayor que los estenoespermocárpicos.

42

300.0

Peso del fruto (gr)

250.0 200.0 150.0 100.0 50.0 0.0 -50.0 -100.0

15

30

45

60

75

Días después de amarre

E N Tendencia lineal (E) Tendencia lineal (N) Figura 9. Peso promedio por tipo de fruto de mango ‘Ataúlfo’ durante la etapa de muestreo

4.1.1.3. Número total de frutos producidos por sitio de observación Como lo muestra la Figura 10, el mayor desprendimiento de frutos se registró a los 30 días después de amarre en Tuzantán y a los 45 días en Mazatán y en Tapachula, aunque hubo desprendimiento durante toda la temporada. Suchiate mostró el desprendimiento más alto a los 15 días después del amarre. En los sitios de Tuzantán y Suchiate la tendencia fue hacia una disminución en el número de frutos desprendidos y cosechados en relación al tiempo. En los sitios de Mazatán y Tapachula esta tendencia mostró poca variación.

43

Frutos totales desprendidos

200 Tuzantan 150

Mazatan Tapachula

100

Suchiate Tendencia Lineal Tuzantan

50

Tendencia Lineal Mazatan Tendencia Lineal Tapachula

0

Tendencia Lineal Suchiate 15

-50

30

45

60

75

Días después de amarre

Figura 10. Número de frutos de mango Ataúlfo recolectados en cada fecha de muestreo en los diferentes sitios de estudio

4.1.1.4. Número de frutos normales y estenospermocárpicos producidos Como se muestra en la Figura 11 hubo variación notable en el número de frutos normales y anormales producidos en los cuatro sitios observados. En cuanto a mangos estenospermocárpicos la mayor cantidad se recolectó en Mazatán seguido por Tuzantán, Tapachula y Suchiate en ese orden. Se recolectaron frutos normales abortados únicamente en los sitios de Tuzantán y Mazatán. En Tapachula y Suchiate únicamente se recolectaron frutos Estenospermocárpicos no habiéndose registrado la presencia de frutos normales.En todos los sitios observados, la producción de frutos estenospermocárpicos fue mayor que la de frutos normales a lo largo del desarrollo frutal.

44

Figura 11. Número total de frutos normales y estenoespermocárpicos recolectados en los diferentes sitios de estudio

4.1.2. Variables cualitativas 4.1.2.1. Forma y coloración externa De acuerdo a los descriptores presentados por IPGRI (2006), los frutos normales de mango crecen y se desarrollan conservando una forma oblonga con el “hombro ventral” ligeramente abultado mostrando una ligera depresión que termina en un “pico” terminal o ápice de forma obtusa (IPGRI, 2006; Juárez, 2006). Los “cachetes” o porciones laterales se ensanchan en forma globular alargada y el lomo dorsal tiene una forma curva iniciándose en el pedúnculo basal sin cavidad para terminar en un “pico” terminal (Figura 12). La cavidad del pedúnculo está ausente y el cuello es prominente

45

Cuello prominente sin cavidad peduncular

Cachete

Lado convexo o quilla ventral

Lado cóncavo o lomo dorsal

Ápice frutal terminal obtuso Foto.M.Gehrke Figura 12. Forma típica del mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’ normal

Los frutos estenoespermocárpicos se desarrollan en forma anormal, no siempre son desprendidos aunque generalmente se mantienen pequeños y toman una forma defectuosa en el hombro ventral, presentando una hendidura profunda en la parte del seno con el ápice frutal protuberante ( Figura 13). Al madurar adquieren colores desde verde amarillento hasta amarillo fuerte en el exterior y la pulpa o mesocarpio se torna desde verde claro hasta anaranjado, igual a los frutos normales.

Lomo dorsal hendido Seno hundido Quilla ventral fuertemente curvada

Pico protuberante

Foto.M.Gehrke Figura 13. Forma alterada del mango ‘Ataúlfo’ anormal o estenoespermocárpico

46

A los quince días después del amarre, se observan diferencias morfológicas entre los frutos normales y los anormales (Figura 14). Estas incluyen la ubicación del pico, el cual, en el caso de los mangos normales, es protuberante y más cercano al ápice frontal que en los mangos anormales. En este caso el pico se ubica más cerca del seno, el cual comienza a hundirse. En esta fecha ambos tipo de fruto muestran la misma coloración verde fuerte que denota su inmadurez fisiológica.

b)

a)

Foto.M.Gehrke Figura. 14. Frutos de mango ‘Ataúlfo’ 15 días después de amarre (a) fruto normal (b) fruto normal.

A los 30 días después del amarre, se observó que en los frutos normales la base es ovalada en el hombro ventral y termina en punta hacia el ápice del fruto cerca de

donde

cicatriza

el vestigio

del estilo

(Figura

15a). En

los frutos

estenoespermocárpicos, el fruto toma una forma encorvada (arriñonada) adquiriendo una textura rugosa alrededor del vestigio del estilo (seno). En algunos casos se genera una pequeña hendidura o invaginación que va del estilo hacia la base del fruto (Figura 15b).

47

a)

b)

Foto.M.Gehrke Figura 15. Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 30 días después del amarre: (a) fruto normal, (b) fruto estenoespermocárpicos

A los 45 días después del amarre, los frutos normales muestran una base ovalada del hombro ventral con el hombro dorsal terminando en punta en el ápice del fruto cerca del vestigio estilar (Figura 16). En los mangos anormales, el fruto toma una forma encorvada o arriñonada, mostrando un pico más pronunciado y una hendidura del seno más notable. La coloración de ambos tipos de fruta es de verde limón a verde amarillento, demostrando inmadurez. Pico

a)

b)

Foto.M.Gehrke Figura 16. Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 45 días después del amarre:a) fruto normal, b) fruto estenoespermocárpicos

60 días después del amarre, se evidencia un cambio de color de los frutos de verde a un verde amarillento más notable. Los frutos normales desarrollan unaforma más oblonga y aumentan sus dimensiones (Figura 17). El fruto estenoespermocárpico mantiene un tamaño menor con una forma arriñonada, el pico marcadamente protuberante y el seno hundido. 48

a)

b)

Foto: M. Gehrke Figura 17. Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 60 días después del amarre: (a) fruto normal, (b) fruto anormal

a)

b)

Foto.M.Gehrke Figura 18. Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 75 días después del amarre (madurez fisiológica aparente): (a) fruto normal, (b) fruto anormal

A los 75 días después del amarre, el fruto alcanza su madurez fisiológica aparente (Figura 18). Los frutos muestran una coloración del 0-10% de amarillo y se ubican en la primera etapa “inmaduro” según la tabla “Maturity & Ripeness Stages of Ataúlfo Mangos” preparado por Adel Kader (2008). En esta etapa los mangos normales adquieren la forma y tamaño adecuada para su cosecha. Los mangos estenoespermocárpicos se mantienen pequeños con las alteraciones morfológicas ya descritas. 49

4.1.2.2. Forma y coloración interna de los mangos desprendidos En la Figura 19 se muestra diagramáticamente la disposición típica de los órganos internos del fruto de mango ‘Ataúlfo’ previo y durante la penetración del tubo polínico al micrópilo. El ovario es anátropo con un estilo lateral que coincide con el micrópilo. La ovocélula se encuentra conectada mediante una cuerdecilla o rafe a los tegumentos del óvulo.

Estil o

Tegumento externo Tegument o interno

Tubo polínico

Ovocélula Cuerdecilla Micrópilo Funículo

Calaza

a)

b)

Fuente: Barrera, 2011 Figura 19. Diagrama del ovario típico de un mango ‘Ataúlfo’: (a) ovario sin fecundar, (b) ovario al momento de la fecundación.

A los 15 días después del amarre, en los frutos normales, el rafe se separa de los cotiledones, permitiendo el desarrollo normal del embrión y dejando una pequeña cicatriz en la testa (Figura 20a).

50

a

b)

Foto.M.Gehrke Figura 20. Frutos disectados de mango ´Ataúlfo´ a los 15 días después del amarre: (a) mango normal, b) mango estenospermocárpico

En cambio, en los mangos estenoespermocárpicos el rafe no se separa del tegumento, fundiéndose a la pared de la placenta (Figura 21 b). Esto no permite el crecimiento normal de la parte ventral e induce un desarrollo en forma arriñonada del fruto. Además, el embrión permanece pequeño y atrofiado. A los 30 días después del amarre, se observa en los frutos normales un marcado crecimiento de los cotiledones y un desarrollo normal del pericarpio (Figura 22a). Sin embargo, en los frutos estenoespermocárpicos,

los cotiledones siguen

adheridos a la pared de la placenta y el embrión muestra una evidente atrofia (Figura 21b). Se puede observar que los mangos normales desarrollan un pericarpio uniforme mientras que los frutos anormales acentúan su crecimiento arriñonado. En esta etapa, el color del mesocarpio empieza a tomar un tono blanquizco tanto en los frutos normales como en los atrofiados.

51

a)

b)

Foto.M.Gehrke Figura 21. Frutos disectados de mango ‘Ataúlfo’ a los 30 días después del amarre:a) fruto normal, b) fruto atrofiado

A los 45 días después del amarre, se observa un desarrollo uniforme del pericarpio y de los cotiledones del mango normal, mientras que en los frutos estenoespermocárpicos, el embrión se muestra atrofiado y necrótico con el vestigio del rafe aun adherido a la pared dorsal de la placenta (Figura 22).

Foto; M.Gehrke Figura 22. Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 45 días después del amarre: (a) fruto normal, (b) fruto atrofiado

A los 60 días después del amarre (Figura 23), los mangos normales muestran un desarrollo uniforme del pericarpio y de los cotiledones, con una coloración blanca 52

verduzca del mesocarpio y verde amarillenta del exocarpio. Los frutos estenoespermocárpicos acentúan su desarrollo arriñonado, observándose un embrión atrofiado necrótico y el rafe firmemente adherido a la pared de la placenta. El mesocarpio de éstos últimos es de color amarillo verduzco y el exocarpio es de color verde limón, denotando una madurez fisiológica.

Foto: M.Gehrke Figura 23. Frutos de mango ‘Ataúlfo’ a los 60 días después del amarre: (a) fruto normal, b) fruto atrofiado.

A los 75 días después del amarre, los frutos normales y anormales evidencian un grado de madurez fisiológica en función de la coloración amarilla verduzca de su mesocarpio (Figura 24). El fruto normal muestra un desarrollo uniforme del pericarpio, con una coloración amarilla clara indicando su etapa de madurez fisiológica aparente. Los cotiledones se encuentran plenamente desarrollados y envueltos

en

una

testa

acartonada

de

color

café.

En

los

mangos

estenospermocárpicos, se observa la placenta vacía sin formación de testa y un vestigio de embrión necrótico y atrofiado. Sin embargo, el pericarpio ha adquirido una coloración indicativa de madurez fisiológica, aunque el fruto permanece pequeño y con forma arriñonada.

53

Foto.M.Gehrke Figura 24. Frutos de mango ‘Ataúlfo’ los 75 días después del amarre: (a) fruto normal, (b) fruto atrofiado

4.2. Línea de Investigación II: Viabilidad y germinación del polen en mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’

4.2.1. Arquitectura de la inflorescencia y relación sexual La observación ocular de las panículas muestreadas mostró que el mango Ataúlfo produce inflorescencias racimosas en forma de panículas cónicas que se tornan cilíndricas según maduran y crecen las sub raquis laterales. La disposición de estos sub raquis es en espiral.No se observó un patrón determinado en el posicionamiento de las flores masculinas o hermafroditas en relación con la arquitectura general de la panícula o inflorescencia. La longitud promedio de la raquis principal fue de 48 cm y el ancho total de las ramas ó sub-raquis mas desarrolladas fue de 27cm, cada una, lo que da una ancho total de la panícula de 54cm, en promedio, emitiendo cada raquis un promedio de 29 sub-raquis El promedio de flores por inflorescencia fue de 2906 (Cuadro 3).

54

Cuadro 3. Largo y Ancho Promedio de Panículas de Mango ‘Ataúlfo’ y Número de FloresTotales por Panícula* Panicula 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Totales Promedio σ Media (µm) CV

Largo de la panícula (cm) 53 48 8 56 45 57 51 39 42 41 480 48 6,3 47,6 13,2%

Ancho de sub-raquis (cm) 29 29 31 40 23 35 30 18 18 19 272 27,2 7,5 26,2 28,6%

* Incluye flores hermafroditas, masculinas y botones

Número de sub-raquis por panícula 28 32 30 31 27 34 30 22 28 26 288 28,8 3,4 28,6 11,9%

Número de flores totales* 3155 2920 2083 4595 4122 3321 3266 1441 2420 1736 29059 2905,9 1006,9 2740,2 36,7%

El Cuadro 4 muestra los resultados del conteo de flores abiertas de mango Ataúlfo en diez panículas maduras en floración. Pese a que en esta prueba

el error

estándar es muy amplio, se puede observar una tendencia en las flores abiertas altamente favorable para las flores hermafroditas versus las masculinas (60:40). . En relación con la morfología del polen, en un muestreo de 500 a 900 granos de polen, 700 mostraron ser tricolpados y el resto poliplicados según la clasificación descrita por Faegri (1964).

55

Cuadro 4. Relación de Flores abiertas hermafroditas masculinas en una Panícula de Mango ‘Ataúlfo’

Inflorescencia

Flores hermafroditas

Flores masculinas

Flores abiertas totales

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Totales Promedio

465 554 589 985 983 586 198 439 528 286 5613 561,3

56 489 79 795 652 412 973 149 6 20 3631 363,1

521 1043 668 1780 1635 998 1171 588 534 306 9244 924,4

Porcentaje

60,7

39,3

4.2.2. Caracterización morfológica del polen Los granos de polen tienen un diámetro aproximado de 10 µm a 20 µm.Su forma individual es oblonga globular con una superficie exterior o exina papilionada Al observarse en el microscopio en estado hidratado adquieren una forma globular rugosa provista de salientes o picos. Esto concuerda con lo observado por diversos autores citados por Davenport y Núñez-Elisea (1997) quienes exponen que al estar secos, los granos de polen adquieren una forma oblonga y mencionan medidas en promedio de 20 a 45 µm. Con respecto a las dimensiones, se observaron en los granos globulares diámetros promedio de 10 a 25 µm y en los oblongos un largo de 35 µm x 17 µm de ancho (Figura 25).

56

Fotos: a. ECOSUR b. M.Gehrke Figura 25. Granos de polen de mango ‘Ataúlfo’a) imagen electrónica y b) polen de forma globular (hidratado) y cilíndrico (deshidratado)

Se cuantificaron en promedio 810 granos de polen por cada antera en las flores hermafroditas y 531 en las flores masculinas observadas (Cuadro5). Este dato revela un contenido menor en promedio de polen en las anteras de flores masculinas (20%). Se presentaron diferencias significativas (α=0.05) en los contenidos de polen por saco entre los sitios muestreados. En el Cuadro 5, se presenta la comparación de medias entre los diferentes sitios. Se observa diferencia significativa entre el polen producido en Tapachula y Mazatán con respecto a los demás sitios. El conteo de granos de polen reveló que no existe diferencia significativa entre el número de granos producidos por las anteras antes y después de antesis en los cuatro sitios observados (Cuadro 5)

57

Cuadro 5. Comparación de medias* de granos de polen. Totales de flores hermafroditas y masculinas en diferentes sitios de observación GRANOS DE POLEN TOTALES SITIO

FHAA

FHDA

FMAA

Tuzantán

946,3 a

945,0 a

628,1 a

Suchiate

924,9 a

922,0 a

640,4 a

Tapachula

635,0 b

634,5 b

342,0 b

Mazatán

736,8 ab

737,4 ab

516,6 ab

Media

810,8

809,7

531,8

DMS

217,65

218,93

177,53

* Letras diferentes en cada columna denotan diferencias significativas(Tukey α= 0,05).FHAA: flores hermafroditas antes de antesis, FHDA: flores hermafroditas después de antesis, FMAA: flores masculinas antes de antesis, FMDA:flores masculinas después de antesis.

En la Figura 26 se muestran los contenidos promedio de polen en anteras de flores masculinas y hermafroditas, observándose en todos los sitios experimentales una mayor cantidad en las flores hermafroditas que en las masculinas; 34% más

Figura 26. Producción de polen de flores masculinas (FM) y hermafroditas (FH) de mango ‘Ataúlfo’ en cuatro sitios experimentales

58

4.2.3. Viabilidad del polen El 30% de los granos de polen reaccionaron con el colorante (acetocarmín 1%) a los 20 a 50 segundos, el 60% se tintaron después de 1 a 3 minutos y el 10% no reaccionó, quedándose intactos. Se observaron los granos de polen a los 20, 50 y 180 segundos después de tinción con acetocarmín 1%. La coloración roja de la intina, indicativa de viabilidad, apareció progresivamente hasta llegar al 90%. El 10% de los granos no se tiñó considerándose no viables.Lo anterior refleja un promedio de 90% de viabilidad de polen en el mango ‘Ataúlfo’. De acuerdo a lo observado, el polen proveniente de flores hermafroditas muestra índices de viabilidad constantemente mayores que los de flores masculinas, habiéndose observado diferencias de 36 a 59% y un promedio de 43,3% en los cuatro sitios experimentales. Las pruebas de tinción con acetocarmín muestran que hay diferencias considerables en viabilidad entre sitios, siendo la viabilidad del polen de flores de ambos tipos en Tapachula significativamente mayor que la de los demás sitios observados (Figura 27), siguiéndole en este orden la situación notada en Tuzantán.

Figura 27. Viabilidad del polen (acetocarmin 1%) de mango ‘Ataúlfo‘

59

4.2.4. Germinación del polen in vitro Se observó que los mejores medios de germinación para polen de mango fueron los de agar solo, agar + sacarosa (0.01g) y

agar+sacarosa (0.1g.)+Solución

nutritiva 0.1g) ( Cuadro 6 ).

Cuadro 6 Germinación del polen de mango ‘Ataúlfo‘ en agar solo a diferentes concentraciones y agar con diferentes compuestos

La germinación se presentó a las 24 horas después de la siembra. En la Figura 28se pueden ver las fases progresivas observadas de germinación del polen de mango Ataúlfo y consecuente desarrollo del TP in vitro.En observaciones hechas cada hora durante las primeras cuarenta y ocho horas, la máxima longitud del tubo polínico fue de 300µ en promedio después de 40 horas posteriores a la germinación (Figura 28d). Después de esto se detuvo el crecimiento, observándose crecimiento continuado del tubo polínico únicamente en 10% de los casos.

60

Foto:M.Gehrke Figura 28. Germinación y Desarrollo del Tubo Polínico de Mango ‘Ataúlfo‘ in vitro. a) Polen sin germinar, b) después de 24 hs. c) después de 36 hs. d) después de 40 hs. e) después de 48 hs

En la Figura 29 se muestran los resultados obtenidos en las pruebas finales de germinación in vitro. En las pruebas preliminares (Cuadro 6) se obtuvieron con agar y sacarosa (0,01 g) y agar con sacarosa mas una solución nutritiva, porcentajes de germinación de 40 y 30% respectivamente. Sin embargo, los promedios de germinación cambiaron considerablemente en las pruebas definitivas (Figura 29) en donde se observó una media de germinación de 14,5% en flores hermafroditas y de 1,75 en flores masculinas.

61

Figura 29. Germinación in vitro de polen de flores hermafroditas y masculinas de mango ‘Ataúlfo’

4.2.5. Germinación del polen in vivo Se observó una germinación del tubo polínico de 80%. Se detectaron 2 a 3 tubos polínicos por estilo aunque es posible la presencia de mayor número de TP al observarse bajo microscopia de mayor aumento. A las 36 horas después de la germinación, el tubo polínico registró una longitud de 550-580 µ y comenzó a rodear el ovario. A las 48 horas se observó el TP llegando al micrópilo(Figura30). .

62

Dibujo: M.Gehrke Figura 30. Diagrama de un gineceo típico de mango ‘Ataúlfo’ a las 46-56h después de polinización cruzada

4.2.6. Tasa y velocidad de crecimiento del tubo polínico En la Figura 31se aprecian las tasas y velocidades de crecimiento del tubo polínico según las horas de observación. La tasa de crecimiento inicia alta (58 µm/hora) pero decrece rápidamente a las dos, cuatro y hasta las doce horas después de germinación, en donde llega a 12,8 µm/hora. Luego se mantiene estable con un ligero aumento a 14,4 µm/hora hasta las 36 horas, momento en el que llega al ovario y sigue estable en 11 a 13 µm/hora hasta las 48 horas en donde marca una ligera trayectoria decreciente. Es importante notar que en las ocasiones en que se pudo observar el TP penetrando el micrópilo para llegar al óvulo, esto ocurrió a las 48 horas después de polinización, habiendo recorrido una distancia lineal de aproximadamente 145 µm. La velocidad de crecimiento del TP sigue una trayectoria

similar a la tasa,

mostrando un decrecimiento rapido hasta las 14 horas. Aumenta levemente hasta las 30 horas, para luego volverse irregular.

63

Figura 31. Tasa y Velocidad de crecimiento del TP in vivo en mango ‘Ataúlfo’

4.3. Línea de investigación III. Alteraciones morfológicas y reducción de cosecha asociadas a la autoincompatibilidad retardada en el mango Ataúlfo (Mangifera indica L.) 4.3.1. Polinización controlada en el campo 4.3.1.1. Florescencias Se registraron tres floraciones durante el experimento. La primera y más abundante se dió durante la segunda semana de noviembre 2009, con un promedio estimado de 2000 a 2600 panículas por árbol (PPA), seguida de una segunda floración durante la primera semana de enero 2010. Esta segunda floración produjo un promedio de 1000 a 1500 PPA. Una tercera y relativamente débil floración (≤ 1000 PPA) se dio durante la primera semana de febrero 2010. La Figura 32 muestra las temperaturas promedio por hora registradas en el sitio experimental durante la temporada de floración 2009-2010. No se registraron datos con respecto al tiempo exacto de la antesis floral en este experimento.

64

Figura 32.Temperaturas promedio por hora registradas en el sitio experimental durante las floraciones de ‘Ataúlfo’

4.3.1.2. Prendimiento frutal Como se muestra en la Figura 33 el mayor prendimiento frutal se dio durante la primera floración en todos los tratamientos, excepto el testigo sin polinizar. Las inflorescencias de polinización cruzada (T3, T4 y T5) produjeron mayores niveles de amarre frutal que los autopolinizadas (T1 y T2) durante la primera y segunda floraciones. Durante la tercera floración, el prendimiento fue generalmente bajo, sin mostrar diferencias significativas (LSD p≤0.05) entre los tratamientos T3 y T4 y el testigo. En este caso, sólo se probaron dos variedades donantes dado que sólo estas produjeron flores al mismo tiempo que la variedad ‘Ataúlfo’ estaba en floración.

65

NUMEROPROMEDIO DE FRUTOS RETENIDOS

FRUTOS ADHERIDOS 25 DÍAS DESPUÉS DE SU POLINIZACIÓN

1er

Testigo s/polinizar



3er

Autopolinizado

Donante I

Donante II

Donante III

TRATAMIENTOS

Figura 33. Prendimiento frutal en mango Ataúlfo con diferentes donantes de polen en tres floraciones

4.3.2. Polinización bajo condiciones de laboratorio 4.3.2.1. Cinesis del tubo polínico La observación microscópica (100X) de los cortes florales reveló que normalmente se adhirieron dos o tres granos de polen el estigma floral después de la polinización manual, y al menos un tubo polínico (PT) se generó en 85% de todas las combinaciones varietales polen/óvulo. El desarrollo del tubo polínico se trazó a lo largo del estilo, del estigma a la base del estilo después de lo cual se imposibilita la observación adecuada con la metodología usada debido a el hecho que el tubo polínico en desarrollo se desplaza por dentro de la pared ovárica en patrones tridimensionales diferentes, alcanzando el saco ovárico en un promedio de 48-56 horas después de la adherencia del polen (Figura 34).

66

Figura 34. Representación diagramática del gineceo típico de mango Ataúlfo 46-56 horas después de la polinización cruzada

4.3.2.2. Desarrollo del tubo polínico No se observó la fertilización del óvulo en sí bajo los niveles de microscopía utilizados, pero el monitoreo posterior reveló la formación embriónica en >25% de todo el material observado. Los tubos polínicos (TP) se desarrollaron normalmente a tasas similares en todos los casos dentro del tejido estigma-estilo hasta la base del estigma, donde se convierte en parte de la pared ovárica. Aunque no se pudo seguir el movimiento del TP dentro del ovario con la metodología usada debido a la forma esférica del ovario, la disección de la flor a 48-56 horas después de la polinización reveló la inserción del TP en el micrópilo a través de funículo en ≥ 60% de los casos de polinización cruzada y ≤ 40% en los autopolinizados.

4.3.2.2.1. Diferencias varietales en el crecimiento del tubo polínico El crecimiento del tubo polínico del estigma a la base del estilo se dio en un promedio de 36-40 horas. La Figura 35 muestra la variación en las tasas de crecimiento observada entre las variedades donantes de polen. No se observaron diferencias significativas (p≥0.05) en las tasas de crecimiento entre las variedades 67

donantes durante la primera y segunda floraciones. ‘Irwin’ mostró la menor tasa de crecimiento durante la tercera floración.

LONGITUD DEL TUBO POLÍNICO (µm

LONGITUD DEL TUBO POLÍNICO 36 hs. Después de la polinización

VARIEDADES DONANTES DE POLEN

1er Flujo

2°Flujo

3er Flujo

Figura 35. Crecimiento del tubo polínico en pistilos de ‘Ataúlfo’ usando diferentes donantes de polen durante tres floraciones consecutivas

4.3.2.3. Eficiencia del polen El análisis estadístico reveló que existe una diferencia significativa (p≤0.05) en la eficiencia del polen entre ciertas variedades donantes. Las pruebas LSD mostraron diferencias significativas favoreciendo a ‘Joe Welch’ y ‘Criollo’ sobre otras variedades probadas (Cuadro 7). Irwin mostró la tasa de crecimiento más baja durante la tercera floración.

68

Cuadro 7. Pruebas de rango múltiple para eficiencia polínica de diferentes donadores sobre gineceos de ‘Ataúlfo’ (Método de 95% DMS) TRATAMIENTOS

Conteo Media Grupos Homogéneos

4.3.2.4. Formación de embriones La formación de embriones fue similar en los especímenes autopolinizados y de polinización cruzada (Fig. 36). En esta etapa, sin embargo, los embriones de los tratamientos autopolinizados (Ataúlfo x Ataúlfo) mostraron una producción anormal de una substancia incolora parecida a goma que permaneció adherida a la pared de la placenta en el lado dorsal del saco ovárico.

Figura. 36. Vista 100X de A) Ovario auto polinizado diseccionado de mango ‘Ataúlfo’ a 60 hrs. B) Ovario de polinización cruzada diseccionado de mango ‘Ataúlfo’ a 60 hrs después de la polinización

69

4.3.2.5. Desarrollo inicial de frutillas La disección de las frutillas en varias etapas iniciales de desarrollo reveló que en ningún caso se observó una falta total de semilla. Se observó la presencia de embriones rudimentarios dentro del saco ovárico en desarrollo durante el amarre frutal, tanto en frutillas autopolinizadas como en las de polinización cruzada, aunque se observaron deformidades en todos los frutos autopolinizados (Fig. 37A). Los embriones en los ovarios de polinización cruzada no tenían placenta y mostraron desarrollo y crecimiento normales con las frutillas alargándose normalmente (Figura 37B). Los embriones autopolinizados se observan marchitos y necróticos o malformados y adheridos dorsalmente a la placenta (Fig. 38).

Figura. 37. Frutillas diseccionadas de Ataúlfo 36 días después de la polinización. (A) Autopolinizadas, (B) Polinización cruzada

70

Figura 38. Frutilla auto polinizada de ‘Ataúlfo’ 45 días después de la antesis. Nótese el embrión atrofiado necrótico y el saco placentario vacío

4.3.2.6. Germinación experimental de plántulas En 2009 las pruebas de germinación de semillas dieron como resultado la emergencia de un total de 5 plántulas y sólo una en 2010. Por ende, las semillas de mango ‘Ataúlfo’ mostraron sólo un promedio de 3% de germinación en los dos años.

71

CAPÍTULO V DISCUSIÓN

72

5. DISCUSIÓN 5.1. Línea de Investigación I. Caracterización e incidencia de las alteraciones morfológicas observadas en los frutos de mango ‘Ataúlfo’ 5.1.1. Peso total de frutos desprendidos Se puede considerar que el crecimiento de los frutos normales es regular y su peso aumenta de forma constante hasta llegar a los 200 g promedio en la etapa de madurez fisiológica aparente (MFA.) Hay mucha irregularidad en cuanto a la retención

de

mangos

normales.

No

así

en

el

caso

de

frutos

estenoespermocárpicos, donde se observó que los frutos desprendidos eran pequeños y de poco peso. Esto revela que la anormalidad de los frutos desprendidos se expresa en las primeras etapas de su desarrollo, etapas en las cuales el peso de las frutillas es menor por ser poco su crecimiento. En cuanto al peso total de frutos, es evidente una gran diferencia entre los pesos de los frutos totales recolectados en las cuatro zonas de muestreo. Lo anterior indica que en mango ‘Ataúlfo’ el aborto frutal parece estar relacionado con la incidencia de ciertos factores eco típicos concurrentes con el desarrollo frutal en sus diferentes etapas fenológicas en cada zona de estudio. Se conjetura también que estas diferencias podrían ser una consecuencia de niveles variables de endogamia en función de la presencia mango, ya que se observó

en cada sitio de otras variedades de

que en los

sitios de Tuzantán y Mazatán se

registraron los mayores pesos de mangos abortados pero fue en estos sitios donde también se observó la mayor proporción de frutos estenoespermocárpicos y su desprendimiento fue a temprana edad. Lo anterior indica que la mayor cantidad de aborto ocurre en los frutos anormales o estenoespermocárpicos durante las primeras etapas de desarrollo, aunque puede ocurrir en cualquier etapa. Esto fue señalado por Núñez-Elisea y Davenport (1983), quienes afirmaron que lo común en el mango

es que se pierda la casi totalidad de los frutos originalmente

73

amarrados. En forma similar, Mukherjee (1997) aseveró que el mango se caracteriza por una fuerte caída de frutos en todas sus etapas de desarrollo. 5.1.2. Peso promedio de los frutos normales y estenospermocárpicos producidos En este caso los resultados muestran que consistentemente el peso promedio de los frutos normales era mayor que el de los frutos estenoespermocárpicos en la misma etapa de desarrollo, lo que implica que el desarrollo de los frutos estenoespermocárpicos es deficiente en comparación con el de los frutos normales y hace suponer que las causas del aborto de frutos normales son de diferente origen que las de los frutos estenoespermocárpicos. Así mismo, queda demostrado con estos datos que en este cultivar de mango la gran mayoría de frutos estenoespermocárpicos son abortados antes de llegar a su madurez fisiológica aparente. Esto podría explicarse con lo expuesto por Udovic y Aker (1981) quienes citan a diversos autores (Aker y Udovic, 1981; Janzen, 1977) al proponer que el aborto de frutos puede ser un mecanismo de “eliminación selectiva” mediante el cual se eliminan en forma selectiva los frutos que contienen: muchos

óvulos

abortados

o

infecundados,

semillas

producto

de

la

autopolinización, o semillas que son genéticamente defectuosas o inferiores y aseveran que, al eliminar estos frutos, la planta puede proveer más recursos a otros frutos o al crecimiento vegetativo. 5.1.3. Número total de frutos Los datos referentes al número de frutos totales abortados muestran que la mayor cantidad de frutos desprendidos se registró cuando éstos tenían poco peso; los abortos ocurrieron cuando los frutos estaban en sus primeras etapas de desarrollo. Esto coincide con lo observado por diversos autores citados por Davenport y Nuñez-Elisea (1997), quienes sostienen que la abscisión de frutillas de mango ocurre principalmente en etapas tempranas después del amarre y está ligada a condiciones climáticas, especialmente a la temperatura. De igual manera

74

Anila y Radha (2003) observaron que en las variedades ‘Alphonso’, ‘Prior’, ‘Muvandan’, ’Neelum’ y en los híbridos ‘Ratna’ and ‘H-151’, el 50% de las frutas producidas abortaron durante el periodo de los 15 a los 45 días después de antesis. Los resultados mostraron una clara tendencia hacia la producción de frutos estenospermocárpicos en los cuatro sitios del estudio. El número de frutos anormales o estenospermocárpicos abortados y retenidos superó por mucho el de frutos normales, representando el primero

> 91% en promedio de los frutos

producidos. Lo anterior indica que la mayor cantidad de frutos desprendidos fueron mangos anormales. Esto apunta a una clara relación entre la presencia de frutos anormales y la producción de frutos normales cosechables, lo que concuerda con lo encontrado por Janzen (1977) y Lloyd (1980), citados por Udovic y Aker (1981) quienes argumentan que la regularización de los frutos en la etapa de madurez da una ventaja adicional al permitir la eliminación selectiva de frutos inferiores.En forma similar, Litz (1997) cita a diversos autores (Prackash y Ram, 1984; Searle et al, 1995) quienes afirman que en mango lo común es que se pierda la casi totalidad de los frutos originalmente amarrados. El mayor aborto de frutos ocurrió desde los 15 hasta los 45 días después del amarre, variando esta cifra en los diferentes sitios de muestreo. De estos resultados se conjetura que el mayor aborto frutal ocurre en las etapas tempranas de su desarrollo, aunque se observó que este

acontece en todas las etapas

fenológicas, lo que se asemeja a lo reportado por Mukherjee (1997). La época de mayor desprendimiento varió en los diferentes sitios indicando un probable efecto climatológico sobre este fenómeno. En resumen, las indicaciones son de que en el cultivar ‘Ataúlfo’, bajo las condiciones observadas en la presente investigación, se produce un alto porcentaje de mangos “niño” ó frutos anormales atrofiados, resultantes de

la

estenoespermocarpia, un fenómeno filogenético observado en frutales como cítricos (Vardi Levin y Carmi, 2008) y uvas (Bordelon y Moore, 1994) y que describen como una condición genéticamente controlada en la cual se interrumpe 75

el desarrollo de la semilla después de la fecundación y resulta en la formación de semillas atrofiadas o parcialmente desarrolladas. Estas

frutas

anormales

desprendimientos

frutales

están en

relacionadas las

etapas

con

un

tempranas

alto de

su

número

de

desarrollo,

contribuyendo esto a aumentar los altos niveles de aborto natural, común en varias especies de Mangifera. En forma similar, Litz (1997) cita a diversos autores quienes afirman que en mango lo común es que se pierda la casi totalidad de los frutos originalmente amarrados. 5.1.4. Forma y coloración externa e interna de los frutos Al observar el desarrollo del fruto del mango ´Ataúlfo´, se estableció que en esta variedad se producen dos fenotipos de fruto, el normal y el anormal o estenospermocárpico. El fruto normal es uno que se forma a partir de una fecundación cruzada. Tres a cinco días después de la fecundación del óvulo, se empieza a formar el embrión dentro del saco embrionario para desarrollarse a lo largo de 75a 80 días hasta llegar a su madurez fisiológica aparente. Morfológicamente, el embrión crece hasta formar una semilla con dos cotiledones que llenan la placenta envolviendo al embrión. La pared del ovario se desarrolla normalmente hasta formar en este período el mesocarpio y exocarpio, que inician de color verde lechoso y finalizan su desarrollo tornándose anaranjado fuerte el primero y amarillo claro el segundo. Sus características se definen desde la formación del cigoto y se desarrollan normalmente para formar un fruto ya descrito en los descriptores existentes (IPGRI, 2006).

76

5.2. Línea de investigación II. Viabilidad y germinación del polen en mango (Mangifera indica L.) cv. ‘Ataúlfo’ 5.2.1. Arquitectura de la inflorescencia y relación sexual La tendencia en el mango ‘Ataúlfo‘ a

formar más flores hermafroditas que

masculinasconcuerda con lo reportado por diversos investigadores (Baghel et al.,1988; Hussein et al., 1989; y Joubert et al., 1993 citados por Davenport y Núñez-Elisea (1997) quienes coinciden en que la relación de flores masculinas a flores perfectas es comúnmente menor al 50%. Concluyen además que la relación sexual es un componente variable entre panículas, árboles y entre cultivares de mango, habiéndose observado que en árboles de mayor edad aumenta la proporción de flores perfectas (Pandey1989). Sin embargo, según Davenport y Núñez-Elisea (1997) la relación sexual es menos crítica que otros factores que afectan el amarre y la retención de frutos en mango, dada la gran cantidad de flores emitidas en esta especie en relación con el número de frutos requeridos para lograr cosechas rentables.Según Whiley y Searle, citados por Davenport (1997) una reducción en la relación de flores perfectas es más notoria en grupos de cultivares poliembriónicos tropicales, como es el ‘Ataúlfo’. También es importante considerar lo expuesto por Joubert et al., (1993) quien expresa que ciertos factores bióticos endógenos como la edad del árbol, el tipo de porta injerto o las diversas orientaciones del dosel afectan la proporción de flores perfectas a masculinas. Se considera que otros factores, tales como la viabilidad del polen, así como el crecimiento y fertilización del óvulo, son más importantes en cuanto a su efecto sobre la falta de prendimiento de frutos en estas condiciones. 5.2.2. Caracterización morfológica del polen Las características del polen de Ataúlfoconcuerdan con lo observado por Singh (1961) quien registró longitudes medias de granos de polen del orden de 23,5 a 28,3 µm al estudiar 50 cultivares de mango en India. Lo anterior demuestra que en la variedad Ataúlfo el polen es más pequeño que en las variedades estudiadas de

77

la India, (Davenport y Núñez-Elisea 1997). Dichas diferencias en tamaño del polen se observan en variedades amarillas poliembrionicas de origen Indonesio tales como el Ataúlfo, en comparación con lo observado en las variedades Indias monoembrionicas a las que hacen mención los autores citados. Los granos de polen en la variedad ‘Ataúlfo’ son normalmente tricolpados (Figura 1a.), lo que concuerda con lo observado por Mukherjee (1953). Al comparar la relación de granos de polen en flores masculinas y hermafroditas encontrada en mango ‘Ataúlfo‘ con lo encontrado por diversos investigadores citados por Davenport y Núñez-Elisea (1997) quienes mencionan contenidos por antera de 250 a 650 granos con una media de 410, sin considerar tipo de flor, se observa que el mango Ataúlfo produce mayor cantidad de granos de polen que estos en flores hermafroditas y una cantidad menor en flores masculinas. 5.2.3. Viabilidad del polen .La viabilidad demostrada del polen del mango ‘Ataúlfo‘ es similar a lo observado por

varios

autores

desde

Popenoe(1917),

Mukeherjee,(1949a,b);

hasta

Singh(1961); quienes manifiestan que el porcentaje de polen viable en mango es generalmente > 90% en climas cálidos similares al del estudio actual. En la variedad ‘Ataúlfo’, las flores hermafroditas producen más polen que las masculinas, lo que sugiere que en el proceso polinización/fecundación, es mucho mayor la probabilidad de que los órganos receptivos del gineceo reciban polen proveniente

de

flores

hermafroditas,

facilitándose

así

el

proceso

de

fecundación.El presente estudio muestra que la viabilidad de granos provenientes de flores perfectas es constantemente mayor que la de granos de flores estaminadas, sin embargo, hay diferencias considerables en viabilidad entre sitios. Esto, sin duda, debe atribuirse a diferencias en afinidad de las tinciones, pero si se considera que Tapachula mostró ser el sitio en donde ambos tipos de flor produjeron la menor cantidad de polen (Cuadro 3), se puede conjeturar que las flores de mango Ataúlfo tienden a compensar la baja producción de polen con un

78

alza en su viabilidad. 5.2.4. Germinación del polen in vitro Los promedios de germinación en las pruebas definitivas resultaron estar muy por debajo de lo observado por Spencer y Kennard (1955) quienes reportan medias de 78% a lo largo de diversos cultivares, pero concuerda con lo encontrado por Mukherjee (1950) quien observó tasas de germinación mucho mas bajas y concuerda con lo manifestado por Davenport y Nuñez-Elisea (1997) en el sentido de que el polen de mango tiene su máxima viabilidad inmediatamente después de la dehiscencia de las anteras y se degrada rápidamente en pocas horas. Lo anterior es explicable con lo reportado por Richards (1986), Brewbaker y Kwack (1963), y Vasil (1964) citados por Kearns e Inouye (1993) quienes observan que la germinación exitosa de polen in vitro en muchas especies varía en función de factores fisiológicos como la presencia de calcio y boro y la densidad de granos de polen en el medio de prueba así como la hora de recolección del polen y las condiciones de almacenamiento. Las longitudes máximas alcanzadas por el tubo polinico concuerdan con lo observado por Heslop-Harrison y otros (1984) citados por Kearns e Inouye (1993) quienes manifiestan que el crecimiento de tubos polínicos in vitro es generalmente mas lento que in vivo y no alcanza la misma longitud. 5.2.5. Germinación del polen in vivo El 80% observado en pruebas in vivo concuerda con lo reportado por Spencer y Kennard (1955) quienes observaron 78% de germinación media en varios cultivares. Según Heslop-Harrison y otros (1984), citados por Kearns e Inouye (1993) la prueba definitiva de la viabilidad de polen esta en su habilidad de fertilizar los óvulos, por lo que en la presente investigación el parámetro de medida

de

germinación tanto in vitro como in vivo fue el desarrollo y crecimiento del tubo polínico. En este aspecto los resulatdos de esta investigación concuerdan con lo 79

observado porSingh (1961) quien manifiesta que la fertilización del óvulo en mango ocurre a las 48-72 horas después de depósito del polen. Cabe notar que estos resultados se dieron en condiciones de laboratorio, bajo temperaturas constantes de 28 ºC. y humedad relativa de aproximadamente 60-65% lo que es indicativo de un ambiente adecuado para el optimo desarrollo del TP en función de lo comentado por Whiley y otros (1988) de que las temperaturas frescas reducen la germinación y el crecimiento del tubo polínico. 5.2.6. Tasa y velocidad de crecimiento del tubo polínico Se considera que el “frenado” de la tasa de crecimiento del tubo polínico se debe a factores micro climáticos en la flor del mango ya que esta plenamente demostrado por diversos autores citados por List (1997) que las bajas temperaturas y la humedad relativa ambientales tienen un efecto inhibidor sobre el desarrollo y crecimiento del tubo polínico en mango. Sin embargo, estos autores se refieren a temperaturas nocturnas por debajo de 15 ºC, situación común en regiones subtropicales pero que raramente ocurre en la zona de este estudio. No obstante, es posible que temperaturas nocturnas de 17 ºC ocurrentes en esta zona, desaceleren el crecimiento sin pararlo completamente. La velocidad de crecimiento, o sea el aumento o disminución de la tasa de desarrollo del polen entre lapsos de observación, sigue una curva disminutiva aunque mas drástica que la tasa general de crecimiento. Este escenario conduce a dos hipótesis. La primera es que las deceleraciones y erraticidad en la tasa de crecimiento son por causas endógenas y normales en esta variedad de mango, y la segunda es que son anormales y son causadas por factores exógenos tales como las variaciones microclimáticas (Davenport y Núñez-Elisea 1997) o por elementos endógenos como inhibiciones de origen genético (Singh y Singh, 1973).

80

5.3 Línea de investigación III. Alteraciones morfológicas y reducción de cosecha asociadas a la autoincompatibilidad retardada en el mango ‘Ataúlfo’ (Mangifera indica L.) 5.3.1. Polinización controlada en el campo. 5.3.1.1. Florescencias Bajo las condiciones prevalecientes en este experimento, la primera florescencia mostró ser la más eficiente en prendimiento de fruto. También fue la floración más intensa y vigorosa (≥ 2000 inflorescencias/árbol) de las tres floraciones estudiadas, seguida por la segunda (1300 – 1500 inflorescencias/árbol) y tercera (

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