AISLAMIENTO Y CARACTERIZACION FENOTIPICA DE MICROORGANISMOS PRESENTES EN SALA DE PARTOS DE UN HOSPITAL DE PRIMER NIVEL DEL DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA.
BONILLA CARDENAS ANA JASBLEIDI PEREZ MANTILLA JAISINIO
DIRECTOR: ESPERANZA SILVA MONTOYA
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS BACTERIOLOGIA BOGOTA D.C., 2008
1
TABLA DE CONTENIDO
Pág. INTRODUCCION
8
1. MARCO TEORICO
10
1.1 Frecuencia de infección
12
1.2 Efecto de las infecciones nosocomiales
13
1.3 Factores influyentes en la manifestación de las infecciones Nosocomiales
14
1.3.1 El agente microbiano
14
1.3.2 Vulnerabilidad de los pacientes
15
1.3.3 Factores ambientales
16
1.3.4 Resistencia bacteriana
17
1.4 Sitios de infecciones nosocomiales
17
1.4.1 Infecciones urinarias
18
1.4.2 Infecciones del sitio de una intervención quirúrgica
18
1.4.2.1 Clasificación
19
1.4.2.4 Profilaxis antibiótica en cirugía
19
1.4.3 Neumonía nosocomial
20
1.4.4 Bacteriemia nosocomial
21
1.5 Otras infecciones nosocomiales
22
1.6 Endometritis
23
1.6.1 Factores asociados
23
1.6.2 Factores de riesgo durante el parto
25
1.6.3 Factores operatorios de riesgo
27
1.6.4 Bacteriología
28
1.7 Microorganismos
30
2
1.7.1 Reservorios y transmisión
32
1.7.1.1 La flora permanente o transitoria del paciente 32 1.7.1.2 La flora de otro paciente o miembro del personal 32 1.8.1.3 La flora del ambiente de atención de salud 33 1.8 Comportamiento epidemiológico a nivel nacional
34
1.8.1 Distribución de los casos de infección nosocomial notificados por instituciones públicas del departamento, Cundinamarca Tercer trimestre de 2007.
34
1.8.2 Clasificación de la infección nosocomial según diagnostico, Cundinamarca Tercer trimestre de 2007
36
1.8.3 Numero de nosocomiales según procedimiento servicio de ginecoobstetricia, Cundinamarca Tercer trimestre 2007
38
1.9 Marco Legal
39
2. FORMULACION DEL PROBLEMA
41
3. JUSTIFICACION
42
4. OBJETIVOS
43
4.1GENERAL
43
4.2 ESPECIFICOS
43
5. MATERIALES Y METODOS
44
5.1 DISEÑO DE LA INVESTIGACION
44
5.2 POBLACIÓN DE ESTUDIO Y MUESTRA
44
5.3 METODOS
44
5.4 VARIABLES DE ESTUDIO
47
3
5.5 RECOLECCION DE LA INFORMACION
48
5.6 ANALISIS DE LA INFORMACION
48
6. RESULTADOS Y DISCUSION
50
7. CONCLUSIONES
77
8. RECOMENDACIONES
78
9. REFERENCIAS
80
10. ANEXOS
83
4
INDICE DE FIGURAS
Pág.
FIGURA 1. Sitios de las infecciones nosocomiales más comunes: distribución según la encuesta nacional de prevalencia en Francia (1996)*
12
FIGURA 2. 268 casos notificados hasta la semana 39 de 2007
35
FIGURA 3. Tipo de infección nosocomial diagnosticada
37
FIGURA 4. Nosocomiales en el Servicio de Ginecoobstetricia
38
FIGURA 5. Flujograma
49
FIGURA 6. Porcentaje de microorganismos aislados e identificados en Superficie, Ambiente e Instrumental quirúrgico
55
FIGURA 7. Porcentaje de microorganismos aislados e identificados 58 FIGURA 8. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en el Equipo de Anestesia
60
FIGURA 9. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Instrumental Quirúrgico
62
FIGURA 10. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados Ambiente
en
64
FIGURA 11. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Mesón
66
FIGURA 12. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Camilla
68
FIGURA 13. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Mesa de Instrumental Quirúrgico
70
FIGURA 14 Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados clasificados por características morfológicas
5
71
INDICE DE TABLAS
Pág.
TABLA 1. Criterios simplificados para la vigilancia de las infecciones nosocomiales
11
TABLA 2. Notificación de Infecciones Intrahospitalarias
34
TABLA 3. Tipo de infección nosocomial diagnosticada
36
TABLA 4. Nosocomiales en el Servicio de Ginecoobstetricia
38
TABLA 5. Microorganismos aislados en los muestreos 1 y 2
50
TABLA 6. Microorganismos aislados en el muestreo 3
51
TABLA 7. Microorganismos aislados en el muestreo 4
52
TABLA 8. Microorganismos aislados en el muestreo 5
53
TABLA 9. Porcentaje de microorganismos aislados e identificados en Superficie, Ambiente e Instrumental quirúrgico
54
TABLA 10. Porcentaje de microorganismos aislados e identificados 56 TABLA 11. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en el Equipo de Anestesia
59
TABLA 12. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Instrumental Quirúrgico
61
TABLA 13. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados Ambiente
en
62
TABLA 14. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Mesón 64 TABLA 15. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Camilla
67
TABLA 16. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Mesa de Instrumental Quirúrgico
69
TABLA 17. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados clasificados por características morfológicas
6
71
TABLA
18. Resistencia presentada por algunos de los microorganismos
aislados e identificados
72
7
INTRODUCCION
Las infecciones intrahospitalarias son un problema de salud pública que genera complicaciones a los pacientes y al personal médico, que enfrenta a diario este tipo de situación, y en alto porcentaje pueden ocasionar la muerte.
Las infecciones intrahospitalarias son de distribución mundial y se presentan en todos los hospitales de alto y bajo nivel de complejidad. Son muchos los microorganismos responsables de infecciones extrahospitalarias; pero a nivel intrahospitalario los más frecuentes son: Staphylococcus aureus, Klebsiella spp, Enterobacter spp, Acinetobacter spp, Pseudomonas spp, Enterococcus y Escherichia coli,
los cuales causan diversos cuadros infecciosos que
pueden comprometer todos los sistemas del organismo.
La importancia de la investigación de microorganismos intrahospitalarios, conduce, a un mejor manejo de las infecciones, la resistencia o sensibilidad a los antibióticos y la vigilancia epidemiológica, que debe hacerse desde el momento que se presenta el cuadro infeccioso hasta que termina.
De acuerdo a los reportes entregados por las unidades primarias generadoras de datos (UPGD), el número de casos de infección nosocomial notificados por los Hospitales de Cundinamarca en el Tercer trimestre de 2007, fueron 64 casos de endometritis pos parto y 23 casos de endometritis pos cesárea. Lo cual hace necesario realizar una investigación que permita, establecer que tipo de microorganismos son los causantes de estos casos notificados, a partir de su recuperación, aislamiento e identificación.
Este trabajo pretende identificar el tipo de microorganismos presentes en la sala de partos de un Hospital de primer nivel del Departamento de
8
Cundinamarca y determinar su relación con infecciones nosocomiales, principales endometritis.
Para este fin se hará el muestreo tanto de materiales de uso quirúrgico como de ambientes; aire, superficie y equipos en sala de partos. Del área en estudio
se
hará
siembra,
cultivo,
aislamiento
microorganismo y se analizarán los datos obtenidos.
9
e
identificación
de
1. MARCO TEORICO
Las infecciones nosocomiales son infecciones contraídas durante una estadía en el hospital que no se habían manifestado ni estaban en período de incubación en el momento de internado el paciente. Las infecciones que ocurren después de 48 horas de internado el paciente suelen considerarse nosocomiales. Se han establecido definiciones para identificar las infecciones nosocomiales en
1
determinados sitios del organismo (por ejemplo,
infecciones urinarias, pulmonares, etc.). Se derivan de las definiciones publicadas por los Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades (CDC) en los Estados Unidos de América o durante conferencias internacionales y se usan para vigilancia de las infecciones nosocomiales. Se basan en criterios clínicos y biológicos y comprenden unos 50 sitios de infección potenciales.
Las infecciones nosocomiales también pueden considerarse endémicas o epidémicas. Las infecciones endémicas son las más comunes. Las infecciones epidémicas ocurren durante brotes, definidos como un aumento excepcional superior a la tasa básica de incidencia de una infección o un microorganismo infeccioso específico. Los cambios en la prestación de servicios de salud han redundado en menores períodos de hospitalización y ampliado la atención ambulatoria. Se ha señalado que los términos infecciones nosocomiales deben comprender infecciones que
ocurren en
pacientes tratados en cualquier establecimiento de atención de salud. Las1 1
G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá- 1997 y 2001Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a ediciónORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
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infecciones contraídas por el personal o por visitantes al hospital o a otro establecimiento de esa índole también pueden considerarse infecciones nosocomiales. Las definiciones simplificadas pueden ser útiles para algunos establecimientos sin acceso a técnicas de diagnóstico completas. TABLA 1. Criterios simplificados para la vigilancia de las infecciones nosocomiales
Tipo de infección Infección del sitio de una intervención Quirúrgica
Infección urinaria
Infección respiratoria
Infección del sitio de inserción de un catéter vascular Septicemia
Criterios simplificados nosocomial Cualquier secreción purulenta, absceso o celulitis difusa en el sitio de la intervención quirúrgica en el mes siguiente a la operación. Cultivo de orina con resultados positivos (1 ó 2 especies) al menos con 105 bacterias/ml con síntomas Clínicos o sin ellos. Síntomas respiratorios con manifestación de por lo menos dos de los siguientes signos durante la hospitalización: — tos, — esputo purulento, — nuevo infiltrado en la radiografía del tórax, compatible con infección. Inflamación, linfangitis o secreción purulenta en el sitio de inserción del catéter Fiebre o escalofrío y por lo menos un cultivo de sangre con resultados positivos
Tabla 1: G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá1997 y 2001- Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a edición- ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
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FIGURA 1. Sitios de las infecciones nosocomiales más comunes: distribución según la encuesta nacional de prevalencia en Francia (1996)*
Figura 1: * Adaptada de Enquête nationale de prévalence des infections nosocomiales, 1996. BEH, 1997, 36:161–163.
1.1 FRECUENCIA DE INFECCIÓN
Las infecciones nosocomiales ocurren en todo el mundo y afectan a los países desarrollados y a los carentes de recursos. Las infecciones contraídas en los establecimientos de atención de salud están entre las principales causas de defunción y aumento de la morbilidad en pacientes hospitalizados. Son una carga para el paciente y para el sistema de salud pública. Una encuesta de prevalencia realizada bajo los auspicios de la OMS en 55 hospitales de 14 países representativos de 4 Regiones de la OMS (a saber, Europa, el Mediterráneo Oriental, el Asia Sudoriental y el Pacífico Occidental) mostró que un promedio de 8,7% de los pacientes hospitalizados presentaba 12
infecciones nosocomiales. En un momento dado, más de 1,4 millones de personas alrededor del mundo sufren complicaciones por infecciones contraídas en el hospital. La máxima frecuencia de infecciones nosocomiales fue notificada por hospitales de las Regiones del Mediterráneo Oriental y de Asia Sudoriental (11,8 y 10,0%, respectivamente), con una prevalencia de 7,7 y de 9,0%, respectivamente, en las Regiones de Europa y del Pacífico Occidental.
Las infecciones nosocomiales más frecuentes son las de heridas quirúrgicas, las vías urinarias y las vías respiratorias inferiores. En el estudio de la OMS y en otros se ha demostrado también que la máxima prevalencia de infecciones nosocomiales ocurre en unidades de cuidados intensivos y en pabellones quirúrgicos y ortopédicos de atención de enfermedades agudas. Las tasas de prevalencia de infección son mayores en pacientes con mayor vulnerabilidad por causa de edad avanzada, enfermedad subyacente o quimioterapia.
1.2 EFECTO DE LAS INFECCIONES NOSOCOMIALES
Las infecciones nosocomiales agravan la discapacidad funcional y la tensión emocional del paciente y, en algunos casos, pueden ocasionar trastornos que reducen la calidad de vida. Son una de las principales causas de defunción. Los costos son elevados, una estadía prolongada de los pacientes infectados es el mayor factor contribuyente.2
2
G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá- 1997 y 2001Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a ediciónORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
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La edad avanzada de los pacientes internados en establecimientos de atención de salud, mayor uso de procedimientos terapéuticos y de diagnóstico que afectan las defensas del huésped, constituirán una presión constante en las infecciones nosocomiales en el futuro.
1.3 FACTORES INFLUYENTES EN LA MANIFESTACIÓN DE LAS INFECCIONES NOSOCOMIALES
1.3.1 El agente microbiano
El paciente está expuesto a una gran variedad de microorganismos durante la hospitalización. El contacto entre el paciente y un microorganismo, en sí, no produce necesariamente una enfermedad clínica, puesto que hay otros factores que influyen en la naturaleza y frecuencia de las infecciones nosocomiales. La posibilidad de exposición conducente a infección depende, en parte, de las características de los microorganismos, incluso la resistencia a los antimicrobianos, la virulencia intrínseca y la cantidad de material infeccioso (inóculo).
Una gran cantidad de bacterias, virus, hongos y parásitos diferentes pueden causar infecciones nosocomiales. Las infecciones pueden ser causadas por un microorganismo contraído de otra persona en el hospital (infección cruzada) o por la propia flora del paciente (infección endógena). La infección por algunos microorganismos puede ser transmitida por un objeto inanimado o por sustancias recién contaminadas provenientes de otro foco humano de infección (infección ambiental). 3 3
G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá- 1997 y 2001Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a ediciónORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
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Antes de la introducción de las prácticas básicas de higiene y de los antibióticos al ejercicio de la medicina, las infecciones nosocomiales, en su mayoría, se debían a agentes patógenos de origen externo (enfermedades transmitidas por los alimentos y el aire, gangrena gaseosa, tétanos, etc.) o eran causadas por microorganismos externos a la flora normal de los pacientes (por ejemplo, difteria, tuberculosis). El progreso alcanzado en el tratamiento de las infecciones bacterianas con antibióticos ha reducido considerablemente la mortalidad por muchas enfermedades infecciosas. Hoy en día, casi todas las infecciones nosocomiales son causadas por microorganismos comunes en la población, que es inmunocompetente o que adquiere la infección con menores consecuencias
que
las
presentadas
en
un
paciente
hospitalizado
(Staphylococcus aureus, estafilococos coagulasa negativa, enterococos y Enterobacteriaceae).
1.3.2 Vulnerabilidad de los pacientes
Los factores de importancia para los pacientes que influyen en la posibilidad de contraer una infección comprenden la edad, el estado de inmunidad, cualquier enfermedad subyacente y las intervenciones diagnósticas y terapéuticas. En las épocas extremas de la vida – la infancia y la vejez – disminuye la resistencia a la infección. Los pacientes con enfermedad crónica, como tumores malignos, leucemia, diabetes mellitus, insuficiencia renal o síndrome de inmunodeficiencia adquirida (sida) tienen una mayor vulnerabilidad a las infecciones por agentes patógenos oportunistas. Estos
4
últimos son infecciones por microorganismos normalmente inocuos, por 4
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ejemplo, que forman parte de la flora bacteriana normal del ser humano, pero pueden llegar a ser patógenos cuando se ven comprometidas las defensas inmunitarias del organismo. La malnutrición es un factor de riesgo, como muchos procedimientos diagnósticos y terapéuticos modernos, biopsias, exámenes endoscópicos, cateterización, intubación/respiración mecánica y procedimientos quirúrgicos y de succión aumentan el riesgo de infección. Ciertos objetos o sustancias contaminados pueden introducirse directamente a los tejidos o a los sitios normalmente estériles, como las vías urinarias y las vías respiratorias inferiores.
1.3.3 Factores ambientales
Los establecimientos de atención de salud son un entorno donde se congregan las personas infectadas y las expuestas a un mayor riesgo de infección. Los pacientes hospitalizados que tienen infección o son portadores de microorganismos patógenos son focos de infección para los demás pacientes y para el personal de salud. Los pacientes que se infectan en el hospital constituyen otro foco de infección. Las condiciones de hacinamiento dentro del hospital, el traslado frecuente de pacientes de una unidad a otra y la concentración de pacientes muy vulnerables a infección en un pabellón (por ejemplo, de recién nacidos, pacientes quemados, cuidados intensivos) contribuyen a la manifestación de infecciones nosocomiales. La flora microbiana puede contaminar objetos, dispositivos y materiales que5 ulteriormente entran en contacto con sitios vulnerables del cuerpo de los pacientes.
Además,
se
siguen
diagnosticando
5
nuevas
infecciones
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bacterianas,
por
ejemplo,
por
bacterias
transmitidas
por
el
agua
(micobacterias atípicas), además de infecciones víricas y parasitarias
1.3.4 Resistencia bacteriana
Muchos pacientes reciben antimicrobianos. Por medio de selección e intercambio de elementos de resistencia genéticos, los antibióticos promueven el surgimiento de cepas de bacterias polifarmacorresistentes; se reduce la proliferación de microorganismos en la flora humana normal sensibles al medicamento administrado, pero las cepas resistentes persisten y pueden llegar a ser endémicas en el hospital. El uso generalizado de antimicrobianos para tratamiento o profilaxis (incluso de aplicación tópica) es el principal factor determinante de resistencia. En algunos casos, dichos productos son menos eficaces por causa de resistencia. Con la mayor intensificación del uso de un agente antimicrobiano, surgirán bacterias resistentes a ese producto, que pueden propagarse en el establecimiento de atención de salud. Hoy en día, muchas cepas de neumococos, estafilococos, enterococos y bacilos de la tuberculosis son resistentes a la mayor parte o la totalidad de los antimicrobianos que alguna vez fueron eficaces para combatirlas.
En
muchos
hospitales
son
prevalentes
Klebsiella
y
Pseudomonas aeruginosa polifarmacorresistentes. Este problema reviste importancia crítica particular en los países en desarrollo, donde quizá no se dispone de antibióticos de segunda línea más costosos o, si los hay, su precio es inasequible. 1.4 Sitios de infecciones nosocomiales6
6
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1.4.1 Infecciones urinarias
Esta es la infección nosocomial más común; 80% de las infecciones son ocasionadas por el uso de una sonda vesical permanente. Las infecciones suelen definirse según criterios microbiológicos. Las bacterias causantes provienen de la flora intestinal, ya sea normal (Escherichia coli) o contraída en el hospital (Klebsiella polifarmacorresistente).
1.4.2 Infecciones del sitio de una intervención quirúrgica
Las infecciones del sitio de una intervención quirúrgica también son frecuentes: la incidencia varía de 0,5 a 15% según el tipo de operación y el estado subyacente del paciente. Representan un problema grave que limita los beneficios potenciales de las intervenciones quirúrgicas. Tienen un enorme efecto en los costos de hospitalización y en la duración de la estadía postoperatoria (entre 3 y 20 días más).
La infección suele contraerse durante la operación, ya sea en forma exógena (es decir, del aire, el equipo médico, los cirujanos y otro personal médico), endógena (de la flora de la piel o del sitio de la operación) o, en raras ocasiones, de la sangre empleada en la intervención quirúrgica. Los microorganismos infecciosos son variables, según el tipo y el sitio de la intervención quirúrgica, y los antimicrobianos que recibe el paciente. 7
7
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1.4.2.1 Clasificación
De acuerdo a la contaminación microbiana se las clasifica en: •
Heridas limpias.- Son el 75% de todas las heridas que se realizan en cirugías de tipo electivo, sin tendencia a infectarse, por lo que se utiliza el 8
cierre primario para su reparación, manteniendo la técnica aséptica y sin
invadir la cavidad orofaringea o los tractos respiratorio, digestivo o genitourinario. •
Heridas limpias contaminadas.- En estas heridas existe contacto con la flora habitual normal de los tractos. Heridas contaminadas.- Existe abundante salida de líquidos infectados procedente de los tractos, o no se ha podido conservar la técnica aséptica.
•
Heridas sucias.- Son heridas muy contaminadas o infectadas por traumatismos, cirugías o lesiones previas.
1.4.2.4 Profilaxis antibiótica en cirugía
La cirugía tal y como es practicada actualmente no podría existir sin los métodos modernos para evitar y tratar las infecciones quirúrgicas. La introducción de técnicas asépticas en 1880 y de los antibióticos en los años 40 ha reducido la incidencia de infecciones y hecho posible y seguros los procedimientos invasivos de la cirugía actual. El uso racional de antibióticos8 implica el reconocimiento de que para profilaxis y tratamiento son efectivos cursos cortos de antibióticos. Para cirugía electiva, la profilaxis antibiótica con
8
Artículos de cirugía escritos para médicos y pacienteshttp://www.medicosecuador.com/librosecng/articuloss/1/la_herida_quirurgica.htm(Consulta: 24 de enero de 2008)
19
dosis única es apropiada en casi todas las circunstancias, salvo que la intervención se prolongue. La profilaxis antibiótica en cirugía consiste en utilizar un antibiótico activo frente a las bacterias que con mayor frecuencia causan infecciones en la intervención en cuestión y en mantener concentraciones tisulares eficaces durante toda la intervención quirúrgica. Su objetivo es minimizar las consecuencias de la colonización bacteriana evitando la proliferación de las bacterias causantes de complicaciones infecciosas postoperatorias.
1.4.3 Neumonía nosocomial
La neumonía nosocomial ocurre en diferentes grupos de pacientes. Los más importantes son los pacientes conectados a respiradores en unidades de cuidados intensivos, donde la tasa de incidencia de neumonía es de 3% por día. Hay una alta tasa de letalidad por neumonía relacionada con el uso de respirador, aunque es difícil determinar el riesgo atribuible porque la morbilidad de los pacientes es tan elevada. Los microorganismos colonizan el estómago, las vías respiratorias superiores y los bronquios y causan infección de los pulmones (neumonía): con frecuencia son endógenos (aparato digestivo o nariz y garganta), pero pueden ser exógenos, a menudo provenientes del equipo respiratorio contaminado.
La definición de neumonía puede basarse en criterios clínicos y radiológicos 9
disponibles
pero
inespecíficos:
opacidades
9
radiológicas
recientes
y
TEMA 16. INFECCIONES QUIRÚRGICAS. DIAGNÓSTICO. PROFILAXIS Y TRATAMIENTO-Pedro Pérez Barrero. Cirujano Plástico. Práctica Privada (Zaragoza) Miguel Ángel González Labasa. Hospital San Millán (Logroño) Francisco Javier Santos Heredero. Hospital del Aire (Madrid)http://perinatal.bvsalud.org/E/usuarias/temas/puerperio/complicaciones.htm(Consulta:24 de enero de 2008)
20
progresivas del parénquima pulmonar, esputo purulento y fiebre de iniciación reciente. El diagnóstico es más específico cuando se obtienen muestras microbiológicas
cuantitativas
empleando
métodos
de
broncoscopia
especializada con protección. Los factores de riesgo de infección conocidos comprenden el tipo y la duración de la respiración mecánica, la calidad de la atención respiratoria, la gravedad del estado del paciente (insuficiencia orgánica) y el uso previo de antibióticos.
Además de la neumonía relacionada con el uso de respirador, los pacientes con convulsiones o disminución del conocimiento están expuestos al riesgo de infección nosocomial, aun sin intubación. La bronquiolitis vírica (causada por el virus sincitial respiratorio (VSR)) es común en los pabellones pediátricos y la influenza y puede ocurrir influenza y neumonía bacteriana secundaria en instituciones geriátricas. En pacientes con un alto grado de inmunodeficiencia, puede ocurrir neumonía por Legionella spp. y por Aspergillus. En los países con una elevada prevalencia de tuberculosis, particularmente causada por cepas polifarmacorresistentes, la transmisión en los establecimientos de atención de salud puede ser un problema importante.
1.4.4 Bacteremia nosocomial
Estas infecciones representan una pequeña proporción de las infecciones nosocomiales (aproximadamente 5%), pero la tasa de letalidad es alta y asciende a más de 50% en el caso de algunos microorganismos. La incidencia10
10
G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá- 1997 y 2001Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a ediciónORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
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Aumenta, particularmente en el caso de ciertos microorganismos como Staphylococcus coagulasa negativa y Candida spp. Polifarmacorresistentes. La infección puede ocurrir en el sitio de entrada a la piel del dispositivo intravascular o en la vía subcutánea del catéter (infección del túnel). Los microorganismos colonizadores del catéter dentro del vaso pueden producir bacteriemia sin infección externa visible. La flora cutánea permanente o transitoria es el foco de infección. Los principales factores de riesgo son la duración de la cateterización, el grado de asepsia en el momento de la inserción y el cuidado continuo del catéter.
1.5 Otras infecciones nosocomiales
A continuación se enumeran las cuatro infecciones más frecuentes e importantes, pero hay muchos otros sitios de infección potenciales. Por ejemplo. • Las infecciones de la piel y los tejidos blandos: las lesiones abiertas (úlceras comunes o por decúbito, quemaduras) fomentan la colonización bacteriana y Puede ocasionar infección sistémica. • La gastroenteritis es la infección nosocomial más común en los niños, cuyo principal agente patógeno es un Rotavirus y el Clostridium difficile es la principal causa de gastroenteritis nosocomial en adultos en los países desarrollados. • La sinusitis y otras infecciones entéricas, las infecciones de los ojos y de la conjuntiva. • La endometritis y otras infecciones de los órganos genitales después del parto.11
11
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1.6 Endometritis
En la última década ha habido un aumento de los casos de infección puerperal (IP), aparentemente asociado con el incremento en el número de cesáreas, muchas de ellas llevadas a cabo sin justificación científica. Eschenback demostró en 1983 que la IP ocurre en 3-5% de los partos vaginales y en 40-70% de las mujeres sometidas a cesárea. La frecuencia actual varía entre 1 y 7.2% pero algunos autores describen tasas hasta del 30%. La interrelación de las bacterias que causan la infección, el medio en que ésta se desarrolla y los diferentes mecanismos de defensa del huésped que normalmente controlan la invasión bacteriana de ese medio, son la tríada fundamental para el desarrollo de las diferentes infecciones.
1.6.1 Factores asociados
Se dividen en los factores generales de riesgo de infección, los que actúan durante el parto y los operatorios.
1. Anemia
La asociación entre anemia e IP es bien conocida y refleja el estado de indigencia, desnutrición y ausencia de control prenatal. La anemia puede ser secundaria a algunas enfermedades crónicas como hemoglobinopatías. Green encontró, en 1977, aumento de la morbilidad febril en pacientes con hematocrito menor de 30 y sugirió que la anemia predispone a la isquemia uterina, con disminución de la resistencia del huésped. 2. Obesidad12 12
Omar Méndez-Noviembre-1993-Revisión de tema. Actualización sobre infección puerperal-IATREIA-Vol. 6-No. 3-Pág. 124-130
23
Los resultados de los estudios a este respecto son contradictorios pero está claro que en la mujer con obesidad la cirugía es más difícil, más larga y necesita más anestesia general; se encuentra mayor número de diabéticas y de niños macrosómicos. Cuando se decide hacer una cesárea generalmente ya han iniciado trabajo de parto el cual se considera factor de riesgo de infección. Cruse-Foord, en 1973, halló que la frecuencia de infección de la herida quirúrgica era 13.5% en las mujeres obesas y 4.7% en las no obesas; su trabajo abarcó 23.649 cirugías.
3. Adolescencia
Las adolescentes tienen mayor incidencia de enfermedades de transmisión sexual, control prenatal más pobre, anemia, desnutrición e indigencia.
4. Indigencia
Las tasas de IP en la población de bajo nivel socioeconómico varían entre 20 y 85%; las de la población con buen nivel están entre 5 y 15%.
5. Cervicovaginitis
La presencia de cervicovaginitis es otro factor de riesgo para IP; por ello, independientemente del microorganismo causal, se debe hacer tratamiento anteparto. 13
13
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24
6. Otros factores
A los mencionados se suman otros factores de riesgo; son los siguientes: desnutricion, no hacer control prenatal, tener relaciones sexuales al final del embarazo.
1.6.2 Factores de riesgo durante el parto
1. Ruptura prematura de membranas (RPM) Ocurre en el 7-12% de los partos, incrementa el riesgo relativo de IP. Dado que las membranas ofrecen una barrera parcial contra la infección el riesgo de ésta es directamente proporcional al tiempo transcurrido desde la ruptura.
2. Corioamnionitis
Su ocurrencia está relacionada con la RPM y su frecuencia aumenta en la medida en que ésta se prolonga; así, hay corioamnionitis en el 3% de los casos de RPM menor de doce horas, en el 16% si han transcurrido entre doce y veinticuatro y en el 26% si la ruptura ha estado presente por más de veinticuatro horas.
3. Monitoreo Interno
Los estudios son poco concluyentes. En nuestro medio se usa el monitoreo externo, que no aumenta la frecuencia de IP. Cuando se recurre al interno la infección se puede correlacionar con el tiempo de ruptura de las membranas, 14
con la duración del monitoreo y con la del trabajo de parto.
14
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25
4. Número de tactos vaginales
Gibbs comprobó la relación entre el número de tactos y la IP. Otros autores relacionan ésta con el tiempo que dure el trabajo de parto. En términos generales se acepta que con tres o más tactos se aumenta la frecuencia de IP; los tactos llevan las bacterias de la vagina, el recto y el cérvix al endocérvix y el segmento. Para evitarlo se ha propuesto evaluar el trabajo de parto por medio del tacto rectal cuando hay RPM, pero se trata de una práctica difícil, molesta para la paciente y poco concluyente
5. Trabajo prematuro de parto
Puede ser un factor de riesgo porque el líquido amniótico de los embarazos pretérmino es deficiente en sustancias bacteriostáticas.
6. Bacteriuria
Monif demostró en 1991 que la replicación bacteriana en la vejiga crea un reservorio endógeno virulento que, en el momento del parto, es importante como fuente de patógenos para el útero; por eso se recomienda vigilar la embarazada para detectar bacteriuria asintomática y dar el tratamiento adecuado que prevenga la pielonefritis y la IP.
7. Otros
Además de los mencionados son factores de riesgo el trauma de los tejidos uterinos y el trabajo de parto prolongado. 15
15
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26
1.5.3 Factores operatorios de riesgo
1. La cesárea
Es el principal factor asociado a la IP. La frecuencia de infección que en partos vaginales es de 2.6- 3% sube a 36-65% cuando se hace cesárea. El número elevado de infecciones en las mujeres a las que se practica esta intervención se explica por diferentes circunstancias; entre ellas las siguientes: a. La presencia de bacterias en un tejido desvitalizado por las suturas, lo que acelera su difusión al miometrio y el parametrio. b. La incisión uterina expone a la invasión bacteriana directa los vasos venosos y linfáticos del miometrio. c. Se ha demostrado contaminación bacteriana de la cavidad peritoneal en el momento de la cesárea y si se diagnostica IP las bacterias causantes son las mismas, lo que permite suponer que se encontraban en la cavidad antes de operar (amnionitis primaria). La mayoría de las infecciones postcesárea son peritonitis primarias y simultáneamente muchas pacientes desarrollan endometritis. Otras presentan infección de la herida, parametritis o salpingitis.
La cesárea no sólo predispone a la IP sino que también se relaciona con su gravedad: la infección es diez veces más grave si se hace cesárea que si se atiende el parto espontáneo. Entre las mujeres que dieron a luz por cesárea la proporción de muertes por infección fue el triple en comparación con las que tuvieron parto vaginal. La incisión clásica para la cesárea aumenta el riesgo de infección ya que no hay peritoneo para recubrirla. 16
16
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27
2. Trabajo de parto antes de operar Green y Goodlin demostraron que la endometritis es tres veces más frecuente si ha habido trabajo de parto antes de la intervención que si la cesárea ha sido electiva. Gibbs postuló que el trabajo de parto se acompaña de paso de bacterias de la vagina al útero, aunque las membranas conserven su integridad. Otros autores relacionan la IP con un trabajo de parto que dure más de seis horas.
3. Otros factores operatorios de riesgo son los siguientes: a. Mala técnica quirúrgica. b. Alumbramiento manual. c. Hemorragia intraoperatoria. d. Urgencia de la intervención. e. Laceraciones u otros traumas durante el procedimiento. f. Personal médico enfermo o poco entrenado. g. Mucha manipulación, como cuando se rechaza por vía vaginal una cabeza fetal impactada. h. Tiempo quirúrgico aumentado. i. Uso de fórceps: Jeffrey informó en 1989 que el uso del fórceps bajo y medio aumentaba 10.7 veces el riesgo de endometritis y recomendó usar antibióticos profilácticos en tales circunstancias
1.5.4 BACTERIOLOGIA
Las infecciones puerperales por lo general son de etiología mixta; el que haya habido o no RPM determina cambios en la composición de la flora la que se hace más abundante y variada a medida que transcurren las horas después de la ruptura. 17
17
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28
Entre las bacterias aerobias relacionadas con la IP se cuentan Streptococcus pyogenes (beta hemolítico grupo A), Streptococcus agalactiae (beta hemolítico grupo B), Staphylococcus aureus, enterococo, Escherichia coli, Klebsiella spp, otras Enteróbacterias, Gardnerella vaginalis (aún no se ha demostrado su poder invasor). Las bacterias anaerobias halladas en los cultivos de material de IP pueden ser bacilos Gram negativos (Bacteroides fragilis, Bacteroides bivius) que pueden producir penicilinasa. Bacilos Gram positivos (Clostridium perfringens y
otros
Clostridios).
Cocos
Gram
positivos
(Peptococcus
spp,
Peptostreptococcus spp). Cualquier enumeración de las bacterias aerobias y anaerobias presentes en el material de una IP corre el riesgo de ser sólo parcial; en realidad se trata de una flora abundante y polimicrobiana, compuesta por muy diversos géneros y especies; los consignados son sólo ejemplos de los más frecuentemente aislados. Cabe sospechar la presencia de infección anaerobia cuando se dan ciertos indicios como relación con sitios normalmente colonizados por anaerobios (recto), presencia de tejido desvitalizado, absceso abdominal, olor pútrido, tromboembolias, formación de gas, persistencia del cuadro cuando se usan antibióticos efectivos contra los aerobios. La infección por Clostridium perfringens es particularmente agresiva con fiebre alta, secreción purulenta, dolor intenso, producción de gas, hemorragia intravascular, hipotensión e insuficiencia renal aguda. A las bacterias tradicionalmente reconocidas como parte de la IP se agregan los micoplasmas genital es y la Chlamydía trachomatís; de la sangre de 416% de las mujeres con IP se han aislado Mycoplasma homínís o18 Ureaplasma urealytícum; en la mitad de ellas se ha notado incremento de los títulos de anticuerpos contra el M. homínís. La frecuencia con que se hallan 18
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los mycoplasmas está influida por el número de compañeros sexuales. La Chlamydía se puede aislar de pacientes con infección puerperal tardía.
1.7 Microorganismos
Muchos
agentes
patógenos
diferentes
pueden
causar
infecciones
nosocomiales. Los microorganismos infecciosos varían en diferentes poblaciones de pacientes, diversos establecimientos de atención de salud, distintas instalaciones y diferentes países.
Bacterias
A continuación se citan los agentes patógenos nosocomiales más comunes. Es preciso hacer una distinción entre los siguientes:
• Bacterias comensales encontradas en la flora normal de las personas sanas. Tienen una importante función protectora al prevenir la colonización por Microorganismos patógenos. Algunas bacterias comensales pueden causar infección si el huésped natural está comprometido. Por ejemplo, los estafilococos cutáneos coagulasa negativos pueden causar infección del catéter intravascular y Escherichia coli intestinal es la causa más común de infección urinaria. • Las bacterias patógenas tienen mayor virulencia y causan infecciones (esporádicas o endémicas), independientemente del estado del huésped. Por ejemplo: 19
19
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30
— Los bastoncillos Gram positivos anaerobios (por ejemplo, Clostridium) causan gangrena. — Las bacterias Gram positivas: Staphylococcus aureus (bacterias cutáneas que colonizan la piel y la nariz del personal de los hospitales y de los pacientes) causan una gran variedad de infecciones pulmonares, óseas, cardíacas y sanguíneas y a menudo son resistentes a los antibióticos; los estreptococos beta-hemolíticos también son importantes.
— Las
bacterias
Gram
negativas:
Las
bacterias
de
la
familia
Enterobacteriaceae (por ejemplo, Escherichia coli, Proteus, Klebsiella, Enterobacter, Serratia marcescens) pueden colonizar varios sitios cuando las defensas del huésped están comprometidas (inserción de un catéter o de una cánula, sonda vesical) y causar infecciones graves (del sitio de una intervención quirúrgica, los pulmones, el peritoneo, bacteriemia). Pueden ser sumamente resistentes.
— Los microorganismos Gram negativos no fermentadores como Pseudomonas spp. a menudo se
aíslan en agua y en zonas
húmedas. Pueden colonizar el aparato digestivo de los pacientes hospitalizados.
— Otras bacterias determinadas representan un riesgo singular en los
hospitales. Por ejemplo, la especie Legionella puede causar neumonía20 (esporádica o endémica) por medio de inhalación de aerosoles que contienen agua contaminada (en sistemas de acondicionamiento de aire, duchas y aerosoles terapéuticos). 20
G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá- 1997 y 2001Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a ediciónORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
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1.7.1 Reservorios y transmisión
Las bacterias causantes de las infecciones nosocomiales pueden transmitirse de varias formas:
1.7.1.1 La flora permanente o transitoria del paciente
(Infección endógena). Las bacterias presentes en la flora normal causan infección por transmisión a sitios fuera del hábitat natural (vías urinarias), daño a los tejidos (heridas) o un tratamiento inapropiado con antibióticos que permite la proliferación excesiva (C. difficile, levaduras). Por ejemplo, las bacterias Gram negativas en el aparato digestivo causan a menudo infección en el sitio de una herida después de una intervención quirúrgica abdominal o urinaria en pacientes sometidos a cateterización.
1.7.1.2 La flora de otro paciente o miembro del personal
(Infección cruzada exógena). Las bacterias se transmiten de un paciente a otro: (a) por medio de contacto directo entre pacientes (manos, gotitas de saliva o de otros humores corporales), (b) en el aire (gotitas o polvo contaminado con bacterias de un paciente), (c) por medio de personal contaminado durante la atención del paciente (manos, ropa, nariz y garganta) que se convierte en portador transitorio o permanente y que posteriormente transmite bacterias a otros pacientes mediante contacto directo durante la 21
atención, (d) por medio de objetos contaminados por el paciente (incluso el
equipo), las manos del personal, los visitantes u otros focos de infección ambientales (por ejemplo, agua, otros líquidos, alimentos). 21
G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá- 1997 y 2001Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a ediciónORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
32
1.7.1.3 La flora del ambiente de atención de salud
(Infecciones ambientales exógenas endémicas o epidémicas). Varios tipos de microorganismos sobreviven bien en el ambiente del hospital: — En agua, zonas húmedas y, a veces, en productos estériles o desinfectantes (Pseudomonas, Acinetobacter, Mycobacterium). — En artículos como ropa de cama, equipo y suministros empleados en la atención; la limpieza apropiada normalmente limita el riesgo de supervivencia de las bacterias, puesto que la mayoría de los microorganismos necesitan condiciones húmedas o calientes y nutrientes para sobrevivir.
— En los alimentos.
— En el polvo fino y los núcleos de gotitas generados al toser o hablar (las bacterias de menos de 10 µm de diámetro permanecen en el aire por varias horas y pueden inhalarse de la misma manera que el polvo fino).22
22
G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá- 1997 y 2001Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a ediciónORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
33
1.8 Comportamiento epidemiológico a nivel nacional
En Colombia las infecciones Intrahospitalarias constituyen un problema de salud pública por su frecuencia, severidad y alto costo. Actualmente el uso indiscriminado de antibióticos afecta a la comunidad y en los hospitales, observándose el aumento de costos en la atención y, más grave aún, la aparición de gérmenes multiresistentes con las complicaciones asociadas a su presencia.
1.8.1 Distribución de los casos de infección nosocomial notificados por instituciones públicas del departamento, Cundinamarca Tercer trimestre de 2007.
TABLA 2. Notificación de Infecciones Intrahospitalarias
HOSPITALES DEL CASOS DEPARTAMENTO NOTIFICADOS H FACATATIVA 40 H FUSAGASUGA 96 H GIRARDOT 36 H LA MESA 18 H SN.J.DE RIOSECO 3 H SOACHA 42 H VIOTA 1 H ZIPAQUIRA 1 Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
El 86% de los casos que fueron notificados cuentan con su correspondiente ficha de notificación, de las cuales el 6% fueron devueltas para sus correspondientes correcciones y aclaraciones El 14% de las fichas aun no han sido enviadas por los municipios para fortalecer el sistema de vigilancia de las infecciones nosocomiales 34
El 41% de las fichas faltantes (37) corresponde a eventos notificados por el hospital de la mesa. 23
FIGURA 2. 268 casos notificados hasta la semana 39 de 2007
100 90 80 70 60 CASOS
50 40 30 20
Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
23
Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
35
H ZIPAQUIRA
H VIOTA
H SOACHA
H SN.J.DE RIOSECO
H LA MESA
H GIRARDOT
H FACATATIVA
0
H FUSAGASUGA
10
1.8.2
Clasificación
de
la
infección
nosocomial
según
Cundinamarca tercer trimestre de 2007
TABLA 3. Tipo de infección nosocomial diagnosticada
DIAGNOSTICO NUMERO PORCENTAJE ABSCESO DE CUPULA 2 0.7 % ABSCESO DE PARED 6 2.2 % CELULITIS 1 0.3 % DEHICENCIA DE SUTURA 1 0.3 % ENDOMETRITIS POSTCESAREA 23 8.5 % ENDOMETRITIS POSTLEGRADO 4 1.4 % ENDOMETRITIS POSTPARTO 64 23.8 % FLEBITIS 4 1.4 % INFECCION HERIDA QUIRURGICA 42 15.6 % INFECCION DE VIAS URINARIAS 29 10.8 % MENINGITIS POST QUIRURGICA 2 0.7 % NEUMONIA NOSOSCOMIAL 50 18.6 % ONFALITIS 5 1.8 % SEPTICEMIA O BACTEREMIA 15 5.5 % SIN CLASIFICACION 20 7.4 % TOTAL 268 100% Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
36
diagnóstico
FIGURA 3. Tipo de infección nosocomial diagnosticada 70 60 50 40 30 20
SIN CLASIFICACION
ONFALITIS
MENINGITIS POST QUIR
INFEC. HERIDA QUIRUR
ENDOME.POSTPARTO
ENDOME.POSTCESAREA
CELULITIS
0
ABCESO DE CUPULA
10
TIPO IIH
Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
El mayor número de infecciones nosocomiales se presenta en mujeres con un 69%, de igual forma es importante señalar que es la edad joven productiva y económicamente activa, la que se ve más afectada con eventos de carácter nosocomial con un 56%. Es importante mencionar que los servicios con mayor número de casos notificados son los de ginecoobstetricia con un 38,4% sobre el total de infecciones reportadas
24
Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
37
24
1.8.3
Numero
de
nosocomiales
según
procedimiento
ginecoobstetricia, Cundinamarca Tercer trimestre de 2007 TABLA 4. Nosocomiales en el Servicio de Ginecoobstetricia PROCEDIMIENTO CESAREAS CESAREA + POMEROY PARTOS LEGRADOS HISTERECTOMIA POMEROY
CASOS 24 5 65 5 3 1 103
Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
FIGURA 4. Nosocomiales en el Servicio de Ginecoobstetricia 70
60
50
40
30
20
10
Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
38
POMEROY
HISTERECTOMIA
LEGRADOS
PARTOS
CESAREA + POMEROY
CESAREAS
0
servicio
de
1.9 Marco Legal
En Colombia las infecciones intrahospitalarias constituyen un problema de salud pública por su frecuencia, severidad y alto costo. Desde 1975 se dio inicio a la discusión sobre la implantación de un subsistema nacional de vigilancia epidemiológica como una decisión de política de salud. En 1982 mediante la resolución No. 614 se adoptó el módulo normativo de vigilancia.
De acuerdo con la carta política de 1991 la salud es un derecho fundamental del ser humano y como tal debe ser protegido y respetado por las autoridades y los diferentes actores del sistema general de seguridad social en salud (SGSSS) en Colombia, como está consagrado en los artículos 48, 49 y 50; es así que la Ley 09 de 1979 consideró la salud como un bien de interés público y estableció normas de vigilancia y control epidemiológico para el diagnóstico, pronóstico, prevención y control de las enfermedades transmisibles así como para la divulgación de la información epidemiológica. Posteriormente en 1984, el decreto reglamentario 1562 establece en el capítulo III: ¨...todo hospital ubicado en los diferentes niveles de atención del sistema nacional de salud conformará su respectivo comité de infecciones hospitalarias...¨ (artículo 23) y además fija la obligatoriedad de la información y la notificación epidemiológica (artículos 27 y 34); posterior al decreto en mención, el país ha avanzado en la generación de normatividad relacionada.
El desarrollo de la política de prevención, control y vigilancia de las infecciones intrahospitalarias se soporta en la normativa vigente que a continuación se relaciona, marco legal en Colombia relacionado con 25
la
vigilancia epidemiológica de las infecciones intrahospitalarias Ley 9 de
25
Constitución Política de Colombia. Art. 48 y 49 Derechos fundamentales en seguridad social bajo los principios de solidaridad, universalidad y eficacia. La Salud se prestará por niveles de atención y con participación de la comunidad.
39
1979. Decreto 1562 de junio de 1984 del Ministerio de Salud (hoy de la Protección Social), por el cual se reglamenta parcialmente los títulos VII y XI de la Ley 9
de 1979. En cuanto a vigilancia y control epidemiológico.
Resolución 2183 de 2004 del Ministerio de la Protección Social por la cual se adopta el Manual de buenas prácticas de esterilización para los prestadores del servicio de salud. En cuanto al manejo del muestreo, zonas de alto riesgo y ambientes, se tomara como base, las normas ISO 14698-1 y 14698-2 del 15-09-2003. Parte-1, esta parte de norma, establece los principios y la metodología básica de un sistema formal de control de biocontaminantes, para evaluar y controlar biocontaminantes cuando la limpieza y tecnología es aplicada con ese fin. Pate-2, esta parte de la norma presenta un marco de evaluación de datos de biocontaminación recogidos, seguido de principios y métodos dados en la primera parte de la norma.26
•
26
ISO
14698-1:2003,
Cleanrooms
and
associated
controlled
environments –
Biocontamination control – Part 1: General principles and methods. •
ISO
14698-2:2003,
Cleanrooms
and
associated
controlled
environments
–
Biocontamination control – Part 2: Evaluation and interpretation of biocontamination data.
40
2. FORMULACION DEL PROBLEMA
¿Cuáles son los microorganismos presentes en la sala de partos de un Hospital de primer nivel del Departamento de Cundinamarca y su relación con endometritis?
41
3. JUSTIFICACION
El principal objetivo de cada institución prestadora de servicios de salud es garantizar a los usuarios un buen manejo de su estado de enfermedad, que conlleve a mejorar su calidad de vida. Sin embargo, hay agentes microbiológicos intrahospitalarios que pueden interferir en este proceso y afectar, no solamente la condición física del paciente, sino también tener un alto impacto a nivel económico, social, familiar y afectivo.
Uno de los procesos para conseguir este objetivo es la vigilancia epidemiológica de las infecciones nosocomiales, con el fin de garantizar un entorno seguro y apropiado para el paciente; lo que propone una evaluación continua de todos los factores involucrados en los procesos y en el resultado de los mismos.
Los
datos
epidemiológicos
de
infecciones
intrahospitalarias
en
Cundinamarca, muestran una alta frecuencia de casos de endometritis, por esta razón se hace necesario determinar qué tipo de microorganismos están presentes en la sala de partos del Hospital; con el fin de determinar si dichos microorganismos presentan relación con endometritis.
42
4. OBJETIVOS
4.1 GENERAL:
1. Aislar y caracterizar fenotípicamente los microorganismos presentes en superficie, ambiente e instrumental quirúrgico de la sala de partos de un Hospital de primer nivel del Departamento de Cundinamarca.
4.2 ESPECIFICOS:
2. Determinar si existe relación entre los microorganismos aislados de superficie, ambiente e instrumental quirúrgico de la sala de parto y los microorganismos productores de endometritis.
3. Realizar el antibiograma correspondiente a cada uno de los microorganismos aislados de superficie, ambiente e instrumental quirúrgico de la sala de partos. 4. Modificar y validar el protocolo de toma de muestra en infecciones intrahospitalarias del Laboratorio de Salud Publica de Cundinamarca.
43
5. MATERIALES Y METODOS
5.1 DISEÑO DE LA INVESTIGACION: Es un estudio longitudinal de tipo descriptivo.
5.2 MUESTRA:
El estudio se realizó mediante un muestreo dirigido en la sala de partos de un Hospital de primer nivel del Departamento de Cundinamarca; este muestreo se realizó durante los meses comprendidos entre abril y julio de 2008, de manera aleatoria. Las muestras fueron tomadas de ambiente, superficie e instrumental quirúrgico después de cada procedimiento (parto normal, legrado), para lo cual se utilizaron las recomendaciones de la norma ISO 14698-1 de 2003.27
5.3 METODOS
La investigación involucro todos los microorganismos aislados de la sala de partos; ya que es el primer estudio de ubicuidad microbiológica que se realiza en esta área de la institución, por tanto al no tener antecedentes de comportamiento se hace necesario analizar cualquier crecimiento obtenido.
•
27
ISO
14698-1:2003,
Cleanrooms
and
associated
controlled
environments –
Biocontamination control – Part 1: General principles and methods.
ISO 14698-2:2003, Cleanrooms and associated controlled environments – Biocontamination control – Part 2: Evaluation and interpretation of biocontamination data.
44
•
Las muestras se tomaron después de cada procedimiento y antes de realizar la respectiva desinfección; procurando no incluir fluidos del paciente para evitar la identificación de microorganismos propios. Las muestras se tomaron de la siguiente manera:
o Una muestra de mesón. o Una muestra del Equipo de Anestesia. o Una muestra de la camilla. o Una muestra de la mesa de instrumental quirúrgico. (En caso de haber sido usado algún instrumental quirúrgico se evaluó como una muestra diferente).
Para cada procedimiento se analizaron igualmente las cuatro muestras.
o Al inicio y final de cada muestreo se evaluó el ambiente, colocando sobre el mesón y sobre el equipo de anestesia una caja de petri con Agar Sangre abierta durante diez minutos.
o Al personal médico no se le tomó muestra; aunque se ha determinado como reservorio y transmisor de infección, no se tuvo en cuenta debido a que este análisis solo es conveniente cuando se estudia un brote nosocomial y el personal hospitalario se encuentra implicado en el caso. Debido a que el objetivo del presente estudio no es revisar aspectos relacionados en la investigación de un brote nosocomial, si no determinar y analizar los microorganismos presentes como transitorios o reservorios en la sala de partos; analizando superficies, ambiente e instrumental quirúrgico, para de esta manera tener conocimiento de las condiciones asépticas del área.
45
•
Las muestras fueron tomadas con un escobillón estéril impregnado con caldo BHI Estéril (Caldo Infusión Cerebro Corazón-Brain Heat Infusión) directamente
sobre
la
superficie;
para
evitar
el
arrastre
de
microorganismos y estandarizar (unificar) la técnica, se utilizaron unas plantillas en cartulina de 20X20 cm estériles y se realizaron 15 pases con el escobillón en forma de zigzag por cada área; esto permitió abarcar una parte significativa de la superficie y tener mayor control al momento de pasar el escobillón. El escobillón fue introducido inmediatamente en el medio de transporte y se llevó a la nevera de muestras. Se evaluaron las condiciones de temperatura de la nevera de muestras, al inicio y al final de la jornada. •
Las muestras fueron llevadas al Laboratorio de Salud Pública para iniciar el aislamiento e identificación.
•
Se retiró
el escobillón del tubo de medio de transporte y se llevó a
incubar por 24 horas a 37°C. •
Se repicaron cada una de las muestras en los diferentes medios proporcionados para la identificación (agar MacConkey, agar Sangre de cordero al 5% y agar Chocolate suplementado). Se llevaron a incubar a 37oC durante 24 -72 horas en condiciones de aerobiosis e incubadora de CO2. Terminado el proceso se evaluó si hubo presencia o ausencia de microorganismos; en caso de haberlo, se observó el tipo de crecimiento y se realizó la caracterización macroscópica.
•
Se realizó coloración de Gram para identificación de morfología microbiana.
•
Se realizaron también pruebas complementarias como: catalasa, oxidasa, coagulasa, manitol; según la especie, necesidades y microorganismo sospechado.
•
Se llevo ha cabo la identificación final del microorganismo utilizando el equipo
automatizado
VITEK 46
y
semi-automatizado
Crystal.
El
Antibiograma para microorganismo Gram positivos se realizó mediante el Equipo VITEK y para Gram negativos se hizo de forma manual; mediante el método de KIRBY BAUER.
EQUIPOS VITEK Computador Impresora Incubadora con 5% CO2 (36ºC) Incubadora (35º-37ºC) Autoclave Horno para esterilización VORTEX Refrigerador Microscopio Cámara de seguridad biológica clase II Balanza analítica
5.4 VARIABLES DE ESTUDIO
VARIABLE DEPENDIENTE •
Presencia
de
microorganismos
causantes
de
infección
intrahospitalaria, en el área de sala de parto.
VARIABLE INDEPENDIENTE •
Sitios en donde se presentó crecimiento microbiano.
•
Características morfológicas de cada microorganismo aislado.
47
5.7 RECOLECCION DE LA INFORMACION
La información se recolecto mediante las hojas de trabajo y listas de chequeo, previstas para la sala de partos del hospital, que actúan como diario de campo en el estudio.
5.8 ANALISIS DE LA INFORMACION
Como es un estudio de tipo exploratorio las muestras se tomaron al azar por medio de un muestreo dirigido en la sala de partos. La información se analizo mediante tablas y graficas con el programa Excel 2007 y su interpretación se basa en los porcentajes de crecimiento microbiano en general y por sitios de muestreo.
48
FIGURA 5. FLUJOGRAMA
SALA DE PARTOS DEL HOSPITAL PRIMER NIVEL (CUNDINAMARCA) Veintitrés Procedimientos realizados
Después del procedimiento
Toma de muestras en caldo BHI y medio Agar Sangre Seguimiento a las 18, 24, 48 y 72 horas de incubación
Siembra en Agar MacConkey, Sangre y Chocolate. Incubar a 37 °C y CO2 Observar crecimiento y realizar coloración de Gram
PROCESAMIENTO EN VITEK Y/O CRYSTAL IDENTIFICACION DE ANTIBIOGRAMA SENSIBLE
RESISTENTE
Realizar análisis y correlacionar con microorganismos productores de endometritis
49
6. RESULTADOS Y DISCUSION TABLA 5. Microorganismos aislados en los muestreos 1 y 2 MUESTREO
1
2
FECHA
23-abr-08
28-may-08
PROCEDIMIENTO
Ambiente Mesón 1
MICROORGANISMOS Enterococcus faecalis Staphylococcus auricular
1 Enterococcus faecalis
Equipo de anestesia 2 Camilla 3 Mesa instrumental QX 4
Pseudomonas aeruginosa Staphylococcus aureus Corynebacterium propinquum
Mesón 1 Equipo de anestesia 2 2 Camilla 3 Mesa instrumental QX 4
Staphylococcus sciuri
Instrumental QX 5
Staphylococcus saprophyticus Staphylococcus warneri Pseudomonas aeruginosa
Ambiente Mesón 1
3
Equipo de anestesia 2 Enterobacter sakazakii Stenotrophomonas maltophilia
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4 Mesón 1 Equipo de anestesia 2 Camilla 3
4
Mesa instrumental QX 4 Instrumental QX 5 Pseudomonas aeruginosa
Mesón 1 Equipo de anestesia 2 Camilla 3
5
Burkholderia cepacia
Mesa instrumental QX 4 Escherichia coli
Instrumental QX 5
50
TABLA 6. Microorganismos aislados en el muestreo 3
MUESTREO
3
FECHA
09-jun-08 PROCEDIMIENTO
MICROORGANISMOS Staphylococcus auricular
Ambiente
Staphylococcus warneri Mesón 1
Flavimonas oryzihabitans
6
Equipo de anestesia 2 Camilla 3 Mesa instrumental QX 4 Mesón 1 Equipo de anestesia 2
7
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4 Staphylococcus simulans
Mesón 1 Equipo de anestesia 2
Shigella spp
8
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4 Klebsiella pneumoniae
Mesón 1 Equipo de anestesia 2 Camilla 3
9
Mesa instrumental QX 4 Instrumental QX 5 Shigella spp
Mesón 1 Equipo de anestesia 2
10
Camilla 3
Staphylococcus saprophyticus
Mesa instrumental QX 4
Shigella
Mesón 1 Equipo de anestesia 2
Burkholderia cepacia
11
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4
51
TABLA 7. Microorganismos aislados en el muestreo 4
MUESTREO
4
FECHA
18-jun-08 PROCEDIMIENTO
Ambiente
MICROORGANISMOS Staphylococcus auricular Staphylococcus saprophyticus
Mesón 1 Equipo de anestesia 2
12 Staphylococcus auricular
Camilla 3
Shigella
Mesa instrumental QX 4
Yersinia pseudotuberculosis Pantoea agglomerans
Mesón 1 Equipo de anestesia 2
13
Flavimonas oryzihabitans
Camilla 3
Pantoea agglomerans
Mesa instrumental QX 4
Pseudomonas fluorescens
Mesón 1 Equipo de anestesia 2
14
Burkholderia cepacia
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4 Pantoea agglomerans
Mesón 1 Equipo de anestesia 2
15
Enterobacter cancerogenus
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4 Mesón 1 Equipo de anestesia 2
16
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4
52
TABLA 8. Microorganismos aislados en el muestreo 5
MUESTREO
5
FECHA
08-jul-08 Staphylococcus auricular Pseudomonas aeruginosa
Ambiente Mesón 1 Equipo de anestesia 2
17
Citrobacter freundii
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4
Burkholderia cepacia
Mesón 1
Leclercia adecarboxilata
Equipo de anestesia 2
Pseudomonas stutzeri
18
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4
Burkholderia cepacia
Mesón 1
Burkholderia cepacia
Equipo de anestesia 2
Hafnia alvei
19
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4
Staphylococcus sciuri
Mesón 1
Pseudomonas stutzeri
Equipo de anestesia 2 Camilla 3
20
Pseudomonas stutzeri Staphylococcus sciuri
Mesa instrumental QX 4 Instrumental QX 5 Mesón 1 Equipo de anestesia 2
21
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4 Pseudomonas putida
Mesón 1 Equipo de anestesia 2
22
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4 Mesón 1 Equipo de anestesia 2
23
Camilla 3 Mesa instrumental QX 4
53
Se presentan en tablas todos los microorganismos aislados e identificados en los cinco muestreos realizados entre el 23 de abril y el 08 de julio de 2008; que equivalen a 23 procedimientos analizados (parto normal y legrado).
TABLA 9. Porcentaje de microorganismos aislados e identificados en Superficie, Ambiente e Instrumental quirúrgico
Ubicación Equipo de anestesia Instrumental Quirúrgico Ambiente Mesón Camilla Mesa de Instrumental QX TOTAL
N° de Muestras Positivas 11 3 10 13 7 10 54
N° total de Muestras 23 5 10 23 23 23 107
Porcentaje de positividad 48% 60,00% 100,00% 57% 30,43% 43,47% 50,46%
En esta tabla se observa el consolidado de los resultados obtenidos en los 5 muestreos; en los cuales se tomaron 107 muestras totales y se obtuvo 54 muestras positivas; lo que equivale a un crecimiento de microorganismos del 50,46%.
Las muestras tomadas de Ambiente presentaron un porcentaje de crecimiento del 100%; seguido por Instrumental Quirúrgico con 60%; Mesón con 57%, Equipo de Anestesia 48%, Mesa de Instrumental Quirúrgico 43,47% y Camilla 30,43%.
54
FIGURA 6. Porcentaje de microorganismos aislados e identificados en Superficie, Ambiente e Instrumental quirúrgico
En la tabla se observa el más alto porcentaje de crecimiento de microorganismos en ambiente; debido posiblemente al personal, al material inanimado y a la flora del paciente, lo que puede inducir a infecciones potencialmente patógenas.
Después de ambiente el instrumental Quirúrgico presento un porcentaje de crecimiento microbiano del 60%; que equivale a 3 de las 5 muestras obtenidas; pueden manejarse dos hipótesis frente a este hecho; una inadecuada manipulación del Instrumental por parte del personal médico o aislamiento de microorganismos producto de fluidos propios del paciente.
A nivel de superficies se evidencia un crecimiento de aproximadamente un 50%; debido posiblemente a que el proceso de desinfección no se está llevando a cabo de la manera más adecuada. 55
TABLA 10. Porcentaje de microorganismos aislados e identificados
Porcentaje de positividad 1,85% 5,55% 3,70% 7,40% 1,85% 1,85% 11,11% 5,55% 3,70% 7,40% 1,85% 3,70% 1,85% 1,85% 5,55% 1,85% 1,85% 1,85% 5,55% 1,85% 9,25% 1,85% 1,85% 1,85% 1,85% 1,85% 3,70% 100%
Microorganismos Identificados Staphylococcus aureus Staphylococcus sciuri Enterococcus faecalis Pseudomonas aeruginosa Corynebacterium propinquum Enterobacter sakazakii Burkholderia cepacia Staphylococcus saprophyticus Staphylococcus warneri Shigella spp Klebsiella pneumoniae spp. rhinoscleromatis Flavimonas oryzihabitans Pseudomonas fluorescens Enterobacter cancerogenus Pantoea agglomerans Micrococcus Yersinia pseudotuberculosis Stenotrophomonas maltophilia Pseudomonas stutzeri Staphylococcus simulans Staphylococcus auricularis Citrobacter freundii Leclercia adecarboxylata Pseudomonas putida Hafnia alvei Staphylococcus cohnii Escherichia coli TOTAL
Numero de Muestras Positivas 1 3 2 4 1 1 6 3 2 4 1 2 1 1 3 1 1 1 3 1 5 1 1 1 1 1 2 54
En esta tabla se incluyen todos los microorganismos aislados e identificados de las 54 muestras positivas.
En la tabla podemos observar una gran variabilidad de microorganismos presentes en la sala de parto del Hospital. Se observa el mas alto porcentaje 56
de crecimiento por Burkholderia cepacia, un Bacilo Gram negativo que se encuentra comúnmente en aguas, suelo y puede sobrevivir en prolongados periodos en ambientes húmedos, presenta fácil dispersión persona a persona; actualmente está emergiendo
como patógeno nosocomial y
contaminante de antisépticos. 28
Se evidencia un alto porcentaje de crecimiento de Staphylococcus coagulasa negativo como; Staphylococcus auricularis, S. sciuri, S. saprophyticus, S. cohnii y S. warneri; microorganismos encontrados habitualmente en piel y agentes
causantes
de
infección
nosocomial
en
pacientes
inmunocomprometidos como endometritis; se encuentra una alta proporción de Staphylococcus coagulasa negativo portadores del gen mecA que les confiere resistencia a las betalactamasas.
29
Otros de los microorganismos hallados con un destacable porcentaje de crecimiento son los microorganismos del género Pseudomonas; estos son bacilos Gram negativos, aerobios estrictos, crecen muy bien en ambientes húmedos y presentan múltiple resistencia a los antimicrobianos de uso clínico. Pseudomonas aeruginosa esta descrita como posible agente causante de endometritis.
28
MONICA GIL D. DE M.- Santiago 2001- Bacteremia de curso fatal por Burkholderia cepacia: Revisión de la literatura a propósito de un caso clínico- Rev. chil. infectol. v.18 n.1
29
Vicente Ausina Ruiz, Santiago Moreno Guillen -2005-Tratado SEIMC de enfermedades infecciosas y microbiología clínica-Editorial Medica PanamericanaEspaña-pág: 247-591
57
Los microorganismo Gram negativos se presentan en la tabla con un elevado porcentaje de crecimiento; de estos se destacan especies patógenas primarias para el hombre como: Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae spp. Rhinoscleromatis, Shigella spp y Yersinia pseudotuberculosis; y especies comensales como: Escherichia coli, Citrobacter freundii y Hafnia alvei.
FIGURA 7. Porcentaje de microorganismos aislados e identificados
58
TABLA 11. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en el Equipo de Anestesia
Microorganismo Id Staphylococcus aureus Enterococcus faecalis Burkholderia cepacia Shigella spp Citrobacter freundii Hafnia alvei Flavimonas oryzihabitans Pseudomonas stutzeri Enterobacter cancerogenus Corynebacterium propinquum TOTAL
N° de Muestras Positivas 1 1 2 1 1 1 1 1 1
N° total de Muestreas 23 23 23 23 23 23 23 23 23
Porcentaje de positividad 9,09% 9,09% 18,18% 9,09% 9,09% 9,09% 9,09% 9,09% 9,09%
1 11
23 23
9,09% 48%
En esta tabla se presentan los microorganismos aislados e identificados únicamente en el Equipo de Anestesia. En esta superficie se tomaron 23 muestras, de las cuales 11 fueron positivas lo cual equivale a un porcentaje de crecimiento de microorganismos del 48%.
Se puede observar en la tabla un crecimiento indiscriminado de microorganismos en una superficie la cual puede en algún momento llegar a generar una vía de acceso de cualquiera de los microorganismos anteriormente descritos; en caso de inmunosupresión presentada por el paciente puede facilitar a adquirir un tipo de infección nosocomial.
El porcentaje de crecimiento microbiano más alto hallado en esta superficie corresponde a Burkholderia cepacia con un 18,18%, no se encuentra descrito como agente causante de endometritis pero no se descarta la posibilidad de que pueda generar un tipo de infección nosocomial.
59
De los microorganismo descritos como principales agentes causantes de endometritis; se aisló e identifico en equipo de anestesia a: Staphylococcus aureus y Enterococcus faecalis. Microorganismos tales como Shigella spp, Citrobacter freundii, Hafnia alvei, Pseudomonas stutzeri entre otros, pueden ser responsables de algún cuadro clínico de endometritis si se les brinda la puerta de entrada y las condiciones que favorezcan su crecimiento.
FIGURA 8. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en el Equipo de Anestesia
60
TABLA 12. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Instrumental Quirúrgico
Microorganismo Id Staphylococcus sciuri Escherichia coli TOTAL
N° de Muestras Positivas 1 2 3
N° total de Muestras 5 5 5
Porcentaje de positividad 33,30% 66,60% 60%
En los 5 muestreos que se realizaron durante el estudio solo se presentaron 5 procedimientos en los cuales se hizo necesario el uso de Instrumental quirúrgico; de estos 3 muestras dieron positivas, lo que equivale a un crecimiento de microorganismos del 60%.
Escherichia coli se presento en dos muestras con un 66,60% de crecimiento sobre el total; este microorganismo es uno de los gérmenes más frecuentes aislados en casos de endometritis; su presencia en un Instrumental Quirúrgico puede deberse a la manipulación del profesional
cuando el
microorganismo se encuentra en las manos y al contacto con el material se puede adherir; a una indebida manipulación del material durante o después del proceso de esterilización, por contacto de la pieza con fluido del paciente en el que se encuentre posiblemente el microorganismo.
Staphylococcus sciuri tuvo un porcentaje de crecimiento del 33,30 %; este es un microorganismo comensal, característico de piel y mucosas, que posee la capacidad de producir endometritis; su presencia en Instrumental Quirúrgico puede deberse igualmente a su inadecuada manipulación.
61
FIGURA 9. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Instrumental Quirúrgico
TABLA 13. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados
en
Ambiente
Microorganismo Id Staphylococcus warneri Staphylococcus saprophyticus Staphylococcus auricularis Pseudomonas aeruginosa Enterococcus faecalis TOTAL
Nº Muestras Positivas 2 2 4 1 1 10
N° total de Muestras 10 10 10 10 10 10
Porcentaje de positividad 20,00% 20,00% 40,00% 10,00% 10,00% 100%
En ambiente crecieron en su gran mayoría microorganismo Gram Positivos coagulasa negativo. Staphylococcus auricularis evidencio un porcentaje de crecimiento del 40% (4 muestras positivas sobre 10).
62
Enterococcus
faecalis
puede
causar
infecciones
en
pacientes
inmunocomprometidos, especialmente en ambientes intrahospitalarios; en endometritis se registra como uno de los principales agentes causales de la misma. Uno de los factores de riesgo para adquirir la infección por Enterococcus faecalis es la instrumentación en el paciente (cirugía, heridas, sondaje, catéteres,...).
Otro microorganismo que se presento en ambiente fue Pseudomonas aeruginosa; este microorganismo sobrevive en la mayoría de los ambientes y sobre todo en las temperaturas propias del entorno clínico; lo que explica su alto porcentaje de crecimiento en muchas de las superficies y ambientes de la sala de partos del Hospital. 30 Junto a Pseudomonas aeruginosa se puede mencionar un gran número de microorganismos que se incluyen dentro de la familia Pseudomonadaceae, como el grupo de la Burkholderia y la Stenotrophomonas maltophilia
La aparición de estos gérmenes es de importancia porque son de predominio nosocomial en más del 80% y actualmente están adquiriendo la habilidad de resistencia a varios antibióticos en uso.
30
Vicente Ausina Ruiz, Santiago Moreno Guillen -2005-Tratado SEIMC de enfermedades infecciosas y microbiología clínica-Editorial Medica PanamericanaEspaña-pag: 247-591
63
FIGURA 10. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados
en
Ambiente
TABLA 14. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Mesón
N° muestras positivas 1 1 1 1 1 1 2 1 1 3 13
Microorganismo Id Shigella spp Klebsiella pneumoniae spp. rhinoscleromatis Flavimonas oryzihabitans Burkholderia cepacia Pseudomonas stutzeri Pseudomonas putida Pantoea agglomerans Leclercia adecarboxylata Staphylococcus simulans Pseudomonas aeruginosa TOTAL
64
N° total de Muestras 23 23 23 23 23 23 23 23 23 23 23
Porcentaje de positividad 7,69% 7,69% 7,69% 7,69% 7,69% 7,69% 15,38% 7,69% 7,69% 23,07% 57%
En la tabla se presentan los microorganismos aislados e identificados de las 23 muestras tomadas en mesón, de las cuales 13 muestras tuvieron crecimiento equivale a un 57%.
Pseudomonas aeruginosa y la familia Pseudomonadaceae en general presenta el mayor porcentaje de crecimiento 23,07%; debido a las características antes mencionadas propias de este microorganismo.
Pantoea agglomerans presenta un crecimiento del 15,38% de las muestras, esta es una Enteróbacteria del medio ambiente inocua para el hombre; pero en caso de inmunocompromiso del paciente este microorganismo puede llegar a ser agente causal de infección nosocomial, aunque no se ha descrito en la literatura como agente causal de endometritis.
Como se menciono anteriormente Shigella spp y Klebsiella pneumoniae spp. Rhinoscleromatis están clasificadas como especies patógenas primarios para el hombre; la presencia de estos gérmenes en mesón indica unas medidas asépticas inadecuadas.
Leclercia adecarboxylata es una bacteria descubierta y descrita por Lecler en 1962. Pertenece a la familia Enterobacteriaceae y fue conocida inicialmente como Escherichia adecarboxylata. La L. adecarboxylata es un bacilo Gram negativo que presenta colonias similares a Escherichia coli o a Pantoea agglomerans. La L. adecarboxylata es un microorganismo aislado de forma poco habitual en los laboratorios de microbiología y existen en la literatura muy pocos casos clínicos reportados, esto ha ocurrido principalmente por dos razones: la primera porque hasta hace poco tiempo se estableció que esta bacteria pertenecía a un nuevo género y se separó del de Escherichia; la segunda
65
porque en la mayoría de los laboratorios no se pueden identificar todas las bacterias que se encuentren como flora mixta. Su importancia clínica no ha sido establecida claramente pero se ha considerado, al igual que otras Enteróbacterias, como un patógeno oportunista en pacientes inmunosuprimidos. 31
FIGURA 11. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Mesón
31
Dra. Marlen Campos, Dr. Alvaro Vargas, Dr. Marco L. Herrera, Dra. Tatiana Moya y Lic. Isabel Yock.- San José ene. 2000- Aislamientos de Stenotrophomonas maltophila en el Hospital Nacional de Niños, agosto 1996 a mayo 1999- Rev. méd. Hosp. Nac. Niños (Costa Rica) v.35 n.1-2
66
TABLA 15. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Camilla
Nº Muestras Positivas 1 1 1 1 1 1 1 7
Microorganismo Id Enterobacter sakazakii Staphylococcus saprophyticus Pantoea agglomerans Pseudomonas stutzeri Staphylococcus auricularis Staphylococcus sciuri Burkholderia cepacia TOTAL
N° total de Muestras 23 23 23 23 23 23 23 23
Porcentaje de positividad 14,28% 14,28% 14,28% 14,28% 14,28% 14,28% 14,28% 30.43%
En la camilla se evidencia crecimiento de 7 microorganismos diferentes equivalente a 30,43%, el porcentaje de crecimiento de cada uno de los microorganismos es de 14,28%.
Se presentaron Staphylococcus coagulasa negativo como; Staphylococcus saprophyticus,
Staphylococcus
auricularis
y
Staphylococcus
sciuri,
Enteróbacterias como; Enterobacter sakazakii y Pantoea agglomerans; y de la familia Pseudomonadaceae; Pseudomonas stutzeri y Burkholderia cepacia.
Enterobacter sakazakii no está relacionado con endometritis; aunque es un patógeno
reconocido,
tiene
una
acción
contaminante
que
afecta
principalmente a los bebes prematuros.
Pantoea agglomerans anteriormente llamada Enterobacter agglomerans o Erwinia
herbicola
es
una
bacteria
perteneciente
a
la
familia
Enterobacteriaceae; no está asociada a cuadros de endometritis pero puede causar infecciones en pacientes inmunsuprimidos. Es una bacteria común de
67
hábitat agrícola, que puede estar siendo introducida en la sala de partos por el personal o los pacientes, por uso inadecuado de polainas.
Burkholderia
cepacia
y
Pseudomonas
stutzeri
fueron
otros
dos
microorganismos encontrados en la camilla, la virulencia de éstos agentes radica en su capacidad de colonizar varios sitios anatómicos humanos, la propiedad para invadir tejidos y producir daño tisular. Además de la tendencia característica de invadir torrente sanguíneo. 32
FIGURA 12. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Camilla
32
Vicente Ausina Ruiz, Santiago Moreno Guillen -2005-Tratado SEIMC de enfermedades infecciosas y microbiología clínica-Editorial Medica PanamericanaEspaña-pag: 247-591
68
TABLA 16. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Mesa de Instrumental Quirúrgico
Microorganismo Id Pseudomonas fluorescens Yersinia pseudotuberculosis Stenotrophomonas maltophilia Staphylococcus sciuri Burkholderia cepacia Staphylococcus cohnii Micrococcus Shigella TOTAL
Nº Muestras Positivas 1 1 1 1 2 1 1 2 10
N° total de Muestras 23 23 23 23 23 23 23 23 23
Porcentaje de positividad 10,00% 10,00% 10,00% 10,00% 20,00% 10,00% 10,00% 20,00% 43,47%
Uno de los microorganismos que mas presento porcentaje de crecimiento en la mesa de Instrumental quirúrgico fue la Shigella con un 20%, igual porcentaje para Burkholderia cepacia.
La mayoría de los microorganismos que crecieron en mesa de Instrumental Quirúrgico a diferencia de los Staphylococcus coagulasa negativos; como se menciono anteriormente no se caracterizan por presentar infección endometrial pero si son altamente patógenos en pacientes inmunsuprimidos en los cuales pueden causar cuadros de infección nosocomial.
Yersinia pseudotuberculosis es un microorganismo saprófito que forma
parte de la flora ambiental, es considerada como causante de infecciones zoonóticas y puede causar una enfermedad parecida a la tuberculosis que afecta los nódulos linfáticos, produciendo una adenitis o inflamación en animales y raramente a los humanos. 33 33
Vicente Ausina Ruiz, Santiago Moreno Guillen -2005-Tratado SEIMC de enfermedades infecciosas y microbiología clínica-Editorial Medica PanamericanaEspaña-pag: 247-591
69
Los micrococos abundan en polvo y agua, se encuentran frecuentemente en los utensilios y equipos insuficientemente lavados y desinfectados (Frazier, 1993 Microbiología de los alimentos. Ed. Acribia Nueva York). Las distintas especies del género Micrococcus se encuentran formando parte de la flora normal de la piel del hombre. Cuando se aíslan en muestras clínicas, con frecuencia se consideran contaminantes del ambiente, de la piel, o de la superficie de las mucosas, aunque excepcionalmente pueden causar infecciones como endocarditis o bacteriemia en huéspedes susceptibles; no se encuentran relacionados en casos de endometritis34 FIGURA 13. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados en Mesa de Instrumental Quirúrgico
34
Vicente Ausina Ruiz, Santiago Moreno Guillen -2005-Tratado SEIMC de enfermedades infecciosas y microbiología clínica-Editorial Medica PanamericanaEspaña-pag: 247-591
70
TABLA 17. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados clasificados por características morfológicas
COCOS GRAM (+)
BACILOS GRAM (+)
Porcentaje 35.18%
Muestras positivas 19
BACILOS GRAM (‐)
Muestras positivas 1
Porcentaje 1.85%
Porcentaje 62,96%
Muestras positivas 34
FIGURA 14. Porcentaje de Microorganismos aislados e identificados clasificados por características morfológicas
Se observa un considerable crecimiento de microorganismos Gram negativos; este porcentaje se eleva a expensas de las bacterias entéricas, que
son
altamente
patógenas
en
pacientes
con
condiciones
de
inmunocompromiso y algunas en condiciones normales; que por ende no deberían presentarse en este porcentaje; se puede hablar de condiciones inadecuadas de asepsia o incluso hábitos de higiene del personal implicado en la sala de partos.
71
En cuanto a los cocos Gram positivos; su presencia es más común debido a que son flora saprofita de piel y mucosas, pero dadas las condiciones de asepsia que favorezca su crecimiento, estos gérmenes pueden llegar a ser altamente patógenos sobretodo en cuadros de endometritis.
TABLA
18. Resistencia presentada por algunos de los microorganismos
aislados e identificados
ANTIMICROBIANO
Cloranfenicol (CHL) Trimetoprima/ Sulfametoxazol (SXT) ANTIMICROBIANO
Cloranfenicol (CHL) Trimetoprima/ Sulfametoxazol (SXT) Penicilina (PEN) ANTIMICROBIANO Cloranfenicol (CHL) Trimetoprima/ Sulfametoxazol (SXT)
CEPA Pseudomonas aeruginosa DIAMETRO S, I, R mm 6 R 6 R
CEPA CEPA Pseudomonas Pseudomonas stutzeri fluorescens y P. putida DIAMETRO S, I, R DIAMETRO S, I, R mm mm 6 R 6 R 6 R
CEPA Burkholderia cepacia
CEPA Flavimonas oryzihabitans DIAMETRO S, I, R mm 13 I 6 R
DIAMETRO mm 6
S, I, R
R
CEPA Staphylococcus DIAMETRO mm
S, I, R
14
R
CEPA Stenotrophomonas maltophilia DIAMETRO mm S, I, R 6 R NO SE REPORTO
Empleando el método de Kirby-Bauer se realizaron todos los Antibiogramas para los microorganismos Gram negativos y en algunos Gram positivos, para confirmación.
72
Los Antibióticos empleados en Enteróbacterias fueron; Trimetroprim/sulfa, Gentamicina,
Cloranfenicol
Pseudomonadaceae
se
y
Cefotaxime.
emplearon;
Para
Amikacina,
la
familia
Trimetroprim/sulfa,
Gentamicina, Cloranfenicol y Cefotaxime; y para los microorganismos Gram positivos a los que se les realizo Antibiograma manual se utilizaron los antibióticos; Amikacina, Vancomicina, Penicilina y Eritromicina.
La familia Pseudomonadaceae evidencio resistencia a Trimetroprim/sulfa y Cloranfenicol;
mientras
que
algunos
cepas
presentaron
resistencia
intermedia frente al Cefotaxime porque no es un antibiótico muy adecuado para el tratamiento de infecciones causadas por Pseudomonas. Pseudomonas es resistente, tanto de manera natural como adquirida, a un gran número de Antibióticos, como cefalosporinas de primera y segunda generación, tetraciclinas, cloranfenicol y macrólidos. Esto se debe a las características de su membrana celular que tiene propiedades excepcionales de impermeabilidad. La resistencia a los Antibióticos usualmente activos sucede en el medio hospitalario. Las cepas pueden transmitirse entre ellas el material genético que media la resistencia, incluso a partir de otras bacterias Gram negativas como las Enteróbacterias. Otro factor preocupante es la capacidad de P. aeruginosa de tornarse resistente en el curso del tratamiento antibiótico.
P. aeruginosa es intrínsecamente resistente a penicilinas de espectro restringido, cefalosporinas de primera y segunda generación, trimetoprim y sulfonamidas. Los agentes en contra de las pseudomonas incluyen penicilinas
de
espectro
extendido,
como
ticarcilina
y
piperacilina;
cefalosporinas de espectro extendido, como ceftazidima y cefepima, carbapenemes, aminoglucósidos y fl uoroquinolonas. Sin embargo, los aislamientos de P. aeruginosa que son resistentes a uno o más de estos
73
agentes se están volviendo más comunes. 35
De los microorganismos Gram positivos o Staphylococcus coagulasa negativo; es importante destacar que los microorganismos aislados e identificados presentaron resistencia a la Penicilina y sensibilidad frente a la Vancomicina. En 1944, dos años después de la introducción de la penicilina, se reportó el primer S. aureus resistente a la penicilina. Se encontró que éste produjo una enzima penicilinasa (un tipo de ß-lactamasa) que hidrolizó el anillo beta-lactámico de la penicilina. Como se mencionó antes, en la actualidad, en muchas regiones geográficas la resistencia a la penicilina debida a la producción de beta-lactamasa excede el 90%.36
Flavimonas oryzihabitans presento resistencia a Trimetroprim/sulfa y resitencia intermedia para Cloranfenicol y Cefotaxime. “Frente a Flavimonas oryzihabitans
el
grupo
de
antibióticos
activos
se
ha
reducido
progresivamente. Hace algo más de una década era sensible a la Ampicilina, el Trimetoprim-sulfametoxazol, la Piperacilina, los Aminoglucósidos,
las
Tetraciclinas, las Cefalosporinas de tercera generación y Quinolonas, y sólo resistente a las Cefalosporinas de primera y segunda generación. Unos años más tarde aparecieron resistencias a la Cefuroxima y Ampicilina y, en menor grado, a las Tetraciclinas, el Trimetoprim-sulfametoxazol y el Aztreonam. Recientemente han surgido frente a la Amoxicilina-ácido clavulánico y el 36
Marie B. Coyle-Manual de Pruebas de Susceptibilidad AntimicrobianaOrganización Panamericana de la Salud- Departments of Laboratory Medicine and Microbiology University of Washington
36
Marie B. Coyle-Manual de Pruebas de Susceptibilidad AntimicrobianaOrganización Panamericana de la Salud- Departments of Laboratory Medicine and Microbiology University of Washington
74
Cloranfenicol. Por último, se ha descrito una cepa resistente a todos los Betalactámicos y sólo sensible a los Aminoglucósidos, las Tetraciclinas y las Quinolonas.” 37
La S. maltophilia, conocida anteriormente como Pseudomonas maltophilia y Xanthomonas maltophilia , es un patógeno oportunista que es cada vez más prevalente en infecciones nosocomiales, principalmente entre pacientes inmunodeprimidos. A pesar que la S. maltophilia puede causar muchos tipos diferentes de infecciones, por lo general las vías respiratorias son la fuente de la mayoría de los aislamientos clínicos de S. maltophilia. S.
maltophilia
es
intrínsecamente
resistente
a
muchos
agentes
antimicrobianos de amplio espectro. El agente de elección para las infecciones por S. maltophilia es sulfametoxazol-trimetoprima, que puede ser prescrito en combinación con ticarcilina-ácido clavulánico o rifampicina. En ocasiones, otros agentes considerados para terapia incluyen cloranfenicol o minociclina. La resistencia al sulfametoxazol-trimetoprima ocurre en aproximadamente el 2-5% de los aislamientos de S. maltophilia . Las cepas de S. maltophilia son frecuentemente resistentes a minociclina y cloranfenicol, probablemente debido a la presencia de bombas de flujo o cambios en las proteínas de la membrana externa. 38
37
A Vilas Iglesias y J Suárez Martínez- Agosto 2004- Infección de bronquiectasias por Flavimonas oryzihabitans en paciente inmunocompetente- Volumen 40, Número 08- Arch Bronconeumol Pags: 384 – 385 38
Marie B. Coyle-Manual de Pruebas de Susceptibilidad AntimicrobianaOrganización Panamericana de la Salud- Departments of Laboratory Medicine and Microbiology University of Washington
75
El antibiograma para Stenotrophomonas maltophilia se realizo por el método Kirby-Bauer, en donde se presento una resistencia de este microorganismo al trimetroprim-sulfa, según la NCCLS la interpretación para este antibiótico debe realizarse en CMI (Concentración Mínima Inhibitoria); debido al tiempo y al presupuesto no se realizo, por esta razón no se informa la interpretación de este antibiótico para Stenotrophomonas maltophilia.
76
7. CONCLUSIONES Con el estudio se concluye que hubo un crecimiento variado de microorganismos de aproximadamente el 50% del total de las muestras tomadas; se aisló e identifico con mucha frecuencia la familia
Pseudomonadaceae;
y
el
microorganismo
con
mayor
porcentaje de crecimiento fue Burkholderia cepacia; lo que lleva a concluir
que
este
tipo
de
microorganismo
y
la
familia
Pseudomonadaceae pueden estar albergados en el área de sala de partos y no actuar como gérmenes transitorios. En los sitios muestreados del área de sala de partos, se concluye que el porcentaje de crecimiento microbiano en ambiente fue del 100%; lo cual sugiere la presencia de partículas bacterianas suspendidas en el ambiente e inadecuados procesos de desinfección. De los microorganismos aislados e identificados en el estudio; se hallo un alta frecuencia de crecimiento de Staphylococcus coagulasa negativa, es importante destacar la relación que estos presentan en los cuadros de infección endometrial. En cuanto a la actividad microbiana frente a los antibióticos; se evidencio que son los Staphylococcus coagulasa negativo y la familia Pseudomonadaceae los gérmenes que presentaron mayor resistencia a los antibióticos de uso común y los que crecieron en mayor porcentaje en prácticamente todos los sitios de muestreo. Finalmente se concluye que la desinfección del área muestreada está siendo deficiente o inadecuada, debido a que hubo crecimiento en todos los sitios y en algunos se presento crecimiento de más del 50%.
77
8. RECOMENDACIONES
En primera instancia se recomienda realizar un plan de mejoramiento en sala de partos; en el cual se tengan en cuenta entre otros, los siguientes aspectos: •
Evaluar los procesos de desinfección, incluyendo el control de desinfectantes y detergentes.
•
Evaluar y validar los protocolos de limpieza utilizados en el área.
•
Evaluar las conductas del personal médico en cuanto al manejo de elementos de bioseguridad.
•
Evaluar el proceso de limpieza realizado por el personal encargado; incluyendo la revisión de materiales usados en este proceso; como traperos, baldes, escobas, trapos, entre otros elementos de uso.
•
Evaluar las conductas seguidas desde el momento de la entrada del paciente a la sala de partos hasta la salida.
Es importante realizar un control bacteriológico del área de sala de partos por medio del cultivo; para determinar la flora presente en la sala de partos y el porcentaje de crecimiento de estos.
En los casos sospechosos de endometritis, es ideal y muy importante realizar el diagnostico por medio del cultivo y el correspondiente antibiograma en caso de confirmar la infección; y así decidir el tratamiento más adecuado para el paciente, esto con el fin de evitar la multirresistencia creada por los gérmenes y la diseminación de estos en la comunidad. Además este tipo de 78
diagnostico provee datos importantes para comparar con el microambiente de la sala de partos y replantear los procesos realizados en la misma.
79
9. REFERENCIAS
•
G. Ducel, Fundación Hygie, Ginebra, Suiza J. Fabry, Universidad Claude Bernard, Lyon, Francia L. Nicolle, Universidad de Manitoba, Winnipeg, Canadá- 1997 y 2001- Prevención de las infecciones nosocomiales GUÍA PRÁCTICA-2a edición- ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD- Lyon y Ginebra-Págs.: 1-3 y Págs.: 4-8
•
TEMA 16. INFECCIONES QUIRÚRGICAS. DIAGNÓSTICO. PROFILAXIS Y TRATAMIENTO-Pedro Pérez Barrero. Cirujano Plástico. Práctica Privada (Zaragoza) Miguel Ángel González Labasa. Hospital San Millán (Logroño) Francisco Javier Santos Heredero. Hospital del Aire (Madrid)http://perinatal.bvsalud.org/E/usuarias/temas/puerperio/complicaciones.ht m- (Consulta:24 de enero de 2008)
•
Artículos
de
cirugía
escritos
para
médicos
y
pacientes-
http://www.medicosecuador.com/librosecng/articuloss/1/la_herida_quirurgi ca.htm- (Consulta: 24 de enero de 2008) •
Omar Méndez-Noviembre-1993-Revisión de tema. Actualización sobre infección puerperal-IATREIA-Vol. 6-No. 3-Pág. 124-130
•
Oficina de Epidemiología-Gobernación de Cundinamarca
•
Constitución Política de Colombia. Art. 48 y 49 de los Derechos fundamentales.
•
Ley 9 de 1979 decreto reglamentario 1562 del 22 de junio de 1984.
80
•
ISO 14698-1:2003, Cleanrooms and associated controlled environments – Biocontamination control – Part 1: General principles and methods.
•
ISO 14698-2:2003, Cleanrooms and associated controlled environments – Biocontamination control – Part 2: Evaluation and interpretation of biocontamination data.
•
Año 2003/parte 1-Patogenos emergentes en el ambiente hospitalario e intervenciones para su control-Editorial Europa Press
•
A Vilas Iglesias y bronquiectasias
J Suárez Martínez- Agosto 2004- Infección de
por
Flavimonas
oryzihabitans
en
paciente
inmunocompetente- Volumen 40, Número 08- Arch Bronconeumol Pags: 384 – 385 •
Gómez Álvarez Carlos Andrés, Leal Castro Aura Lucía, Pérez de González, María de Jesús- ene. 2005-MECANISMOS DE RESISTENCIA EN
PSEUDOMONAS
AERUGINOSA:
ENTENDIENDO
A
UN
PELIGROSO ENEMIGO. Rev.fac.med.unal, vol.53, no.1, p.27-34. •
BERTONA, E., RADICE, M., RODRIGUEZ, C. H. et al.- oct./dic. 2005Caracterización fenotípica y genotípica de la resistencia enzimática a las cefalosporinas de tercera generación en Enterobacter spp.- Rev. Argent. Microbiol., vol.37, no.4, p.203-208
•
Dra. Marlen Campos, Dr. Alvaro Vargas, Dr. Marco L. Herrera, Dra. Tatiana Moya y Lic. Isabel Yock.- San José ene. 2000- Aislamientos de Stenotrophomonas maltophila en el Hospital Nacional de Niños, agosto 1996 a mayo 1999- Rev. méd. Hosp. Nac. Niños (Costa Rica) v.35 n.1-2
81
•
MONICA GIL D. DE M.- Santiago 2001- Bacteremia de curso fatal por Burkholderia cepacia: Revisión de la literatura a propósito de un caso clínico- Rev. chil. infectol. v.18 n.1
•
Vicente Ausina Ruiz, Santiago Moreno Guillen -2005-Tratado SEIMC de enfermedades
infecciosas
y
microbiología
Panamericana- España-pag: 247-591
82
clínica-Editorial
Medica
10. ANEXOS •
Anexo 1 CONTROL
DE
CALIDAD
DE
ESTERILIZACION
DEL
AUTOCLAVE •
Anexo 2 CONTROL DE ESTERILIDAD DE INCUBADORAS
•
Anexo 3 CONTROL DE TIEMPO DE USO DE CABINA
•
Anexo 4 CONTROL DE ESTERILIDAD DE MEDIOS DE CULTIVO
•
Anexo 5 TEMPERATURA DE EQUIPOS
•
Anexo 6 HOJA DE TRABAJO DE MUESTRAS PARA IIH EN SALA DE PARTOS
•
Anexo 7 LISTA DE CHEQUEO PARA CONTROL DE ESTERILIDAD DE MEDIOS DE CULTIVO
•
Anexo 8 TOMA Y TRANSPORTE DE MUESTRAS PARA IIH EN SALA DE PARTOS
•
Anexo 9 LISTA DE CHEQUEO DE MUESTRAS PARA IIH EN SALA DE PARTOS
•
Anexo
10
TABLAS
DE
IDENTIFICACION
MICROORGANISMOS •
Anexo 11 TABLAS DE ANTIBIOGRAMAS
83
DE
LOS
Anexo 1
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CONTROL DE CALIDAD DE ESTERILIZACIÓN DEL AUTOCLAVE
Autoclave Marca: ____________________Modelo: ____________________ Área: ______________________________ Tipo Material: ______________ FECHA D/M/A
PROCEDIMIENTO
Tº
PRESION
NIVEL AGUA
TIEMPO MIN
Realizo
OBSERVACIONES
RESPONSABLE
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CONTROL DE TIEMPO DE USO DE CABINA EQUIPO: _______________________________ AREA: _________________________________
FECHA
MEDIOS UTILIZADOS
FECHA DE LECTURA
Realizo
RESULTADO
FIRMA
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CONTROL DE CALIDAD DE ESTERILIZACIÓN DEL AUTOCLAVE EQUIPO Flujo Laminar Extractora Cromatografía Extractora Fisicoquímico
F F F
AREA
FECHA d/m /a
ACTIVIDAD / USO
TIEMPO DE USO (min)
NOMBRE DEL USUARIO
Realizo
OBSERVACIONES
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CONTROL DE ESTERILIDAD DE MEDIOS DE CULTIVO AREA: _________________ MEDIO FECHA
N° LOTE
INICIO DE FIN DE RESULTADO FIRMA INCUBACIÓN INCUBACIÓN
PREPARACION
Procedimiento: Después de esterilizado el medio se debe servir en las cajas de petri e incubar el 1% de las cajas a 37°C durante 24-48 horas. Para los caldos, incubar el 1% de los tubos y hacer repique en medio sólido. No debe haber crecimiento. Descartar las cajas o medios incubados. Realizar cada vez que se esteriliza un lote de medio de cultivo.
Realizo
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TEMPERATURA DE EQUIPOS Equipo: ___________________________ Área: ____________________________________ Marca: ____________________________ Rango de Temperatura de trabajo: ___________ Mañana Fecha
Hora
Temperatura (°C)
CONTENIDO (Medios de Cultivo, reactivos, muestras)
Tarde Hora
Temperatura (°C)
OBSERVACIONES
FIRMA
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Anexo 8
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LSPEISR
TOMA Y TRANSPORTE DE MUESTRAS PARA IIH EN SALA DE PARTOS
NOMBRE DE LA INSTITUCION: MUNICIPIO: UNIDAD: SALA DE PARTOS FECHA DE MUESTREO: ____________
IDENTIFICACIÓN DE LA MUESTRA: MUESTRA AMBIENTE
Hora: ____
AMBIENTE MX A: __________________________________________________________ ________________________________________________________________________ AMBIENTE MX B: __________________________________________________________ ________________________________________________________________________
IDENTIFICACIÓN DE LA MUESTRA: MESON # 1
Hora: ____
SUPERFICIE______________________________________________________________ ______________________________________________________________________
IDENTIFICACIÓN DE LA MUESTRA: EQUIPO ANESTESIA # 2
Hora: ____
SUPERFICIE______________________________________________________________ ________________________________________________________________________
IDENTIFICACIÓN DE LA MUESTRA: CAMILLA # 3
Hora: _____
SUPERFICIE______________________________________________________________ _______________________________________________________________________
IDENTIFICACIÓN DE LA MUESTRA: MESA INSTRUMENTAL QX # 4 Hora: ________ SUPERFICIE______________________________________________________________ ________________________________________________________________________
TRANSPORTE DE MEDIOS • Tº del cuarto frió del LSP: _______ Avenida 28 No 35-50 Barrio la Soledad. Bogotá Teléfono 3383121 Fax 2458949
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TOMA Y TRANSPORTE DE MUESTRAS PARA IIH EN SALA DE PARTOS OBSERVACIÓN Y PROCESAMIENTO DEL AREA DE MUESTREO: • • • • •
Apariencia del medio: ADECUADA____ NO ADECUADA_________ Verifica Tº de refrigeración de la nevera de transporte para caldo BHI :_______ Rotación del escobillón según POE para IIH si ___ no____ Introduce escobillón en el medio, agita, parte el sobrante, tapa SI__ NO___ Guarda muestra en maletín de transporte a Tº ambiente SI__ NO___
CONDICIONES DE TRANSPORTE DE LA MUESTRA: TEMP. FINAL DEL MALETIN AL LLEGAR AL LSPC __________________ FECHA ________________________HORA RECEPCION LSPC___________________
_________________________ _________________________ NOMBRE Y FIRMA TESTIGO
________________________________ NOMBRE DE QUIEN TOMO LA MUESTRA
Avenida 28 No 35-50 Barrio la Soledad. Bogotá Teléfono 3383121 Fax 2458949
90
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Anexo 10
IDENTIFICACION SISTEMA VITECK
CODIGO: 169 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 23 de abril de 2008/ 1:00 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P2 #2 Equipo de anestesia Coco Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol Positivo
Microorganismo identificado:
Staphylococcus aureus
CODIGO: 170 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 23 de abril de 2008/ 1:00 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P2 #5 Instrumental Quirúrgico Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Coagulasa negativa Catalasa positiva
Microorganismo identificado:
Staphylococcus sciuri
CODIGO: 171 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 23 de abril de 2008/ 11:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
A1 Ambiente Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva
Microorganismo identificado:
Enterococcus faecalis
91
CODIGO: 173 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 23 de abril de 2008/ 12:30 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P1 #2 Equipo de Anestesia Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva
Microorganismo identificado:
Enterococcus faecalis
IDENTIFICACION POR CRYSTAL
CODIGO: 250 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 23 de abril de 2008/ 1:00 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P2 #1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Oxidasa positiva Citrato positivo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas aeruginosa
CODIGO: 251 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 23 de abril de 2008/ 1:00 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P2 #2 Equipo de Anestesia Bacilos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Oxidasa positiva
Microorganismo identificado:
Corynebacterium propinquum
92
CODIGO: 206 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 28 de mayo de 2008/ 9:00 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P3 #1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo Citrato positivo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas aeruginosa
CODIGO: 207 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 28 de mayo de 2008/ 9:00 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P3#3 Camilla Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Enterobacter sakazakii
CODIGO: 208 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 28 de mayo de 2008/ 9:00 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P3#4 Mesa de Instrumental QX Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Stenotrophomonas maltophilia
93
CODIGO: 209 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 28 de mayo de 2008/ 1:00 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P5#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo Citrato positivo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas aeruginosa
CODIGO: 210 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 28 de mayo de 2008/ 1:00 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P5#3 Camilla Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo
Microorganismo identificado:
Burkholderia cepacia
CODIGO: 211 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 28 de mayo de 2008/ 1:00 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P5#5 Instrumental Quirúrgico (QX) Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol positivo
Microorganismo identificado:
Escherichia coli
94
IDENTIFICACION SISTEMA VITECK
CODIGO: 243 (213) FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 10:15 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P8#1 Mesón Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol positivo
Microorganismo identificado:
Staphylococcus simulans
CODIGO: 214 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 12:30 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P10#3 Camilla Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol positivo
Microorganismo identificado:
Staphylococcus saprophyticus
CODIGO: 215 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 7:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
Ambiente Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol positivo
Microorganismo identificado:
Staphylococcus warneri
95
CODIGO: 245 (216) FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA:
09 de junio de 2008/ 7:30 am
PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
Ambiente Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol negativo
Microorganismo identificado:
Staphylococcus saprophyticus
CODIGO: 218 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 12:30 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P10#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Shigella spp
CODIGO: 219 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 10:25 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P9#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Klebsiella
pneumoniae
rhinoscleromatis
96
spp.
CODIGO: 220 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 1:00 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P11#2 Equipo de Anestesia Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Burkholderia cepacia
CODIGO: 221 (232) FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 12:30 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P10#4 Mesa Instrumental Quirúrgico Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Shigella
CODIGO: 222 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 7:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P6#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Flavimonas oryzihabitans
97
CODIGO: 223 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 09 de junio de 2008/ 10:15 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P8#2 Equipo de Anestesia Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Shigella
CODIGO: 244 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 8:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P12#3 Camilla Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol negativo
Microorganismo identificado:
Staphylococcus auricular
CODIGO: 231 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 8:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P12#4 Mesa Instrumental QX Bacilos
Gram
Blanca Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Shigella
98
negativos-Colonia
CODIGO: 233 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 8:45 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P13#2 Equipo de Anestesia Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Flavimonas oryzihabitans
CODIGO: 234 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 8:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P13#4 Mesa Instrumental QX Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas fluorescens
CODIGO: 235 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 12:30 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P15#2 Equipo de Anestesia Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Enterobacter cancerogenus
99
CODIGO: 237 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 9:30pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P14#2 Equipo de Anestesia Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Burkholderia cepacia
CODIGO: 238 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 8:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P12#4 Mesa Instrumental QX Bacilos
Gram
negativos-Colonia
Transparente Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Yersinia pseudotuberculosis
CODIGO: 239 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 12:30pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P15#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pantoea agglomerans
100
CODIGO: 240 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 8:45am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P13#3 Camilla Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pantoea agglomerans
CODIGO: 241 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 18 de junio de 2008/ 8:45 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P13#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pantoea agglomerans
CODIGO: 258 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 8:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P17#2 Equipo de anestesia Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Citrobacter freundii
101
CODIGO: 259 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 8:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P17#4 Mesa de Instrumental QX Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo
Microorganismo identificado:
Burkholderia cepacia
CODIGO: 260 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 8:50 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P18#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol positivo
Microorganismo identificado:
Leclercia adecarboxilata
CODIGO: 261 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 8:50 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P18#2 Equipo de Anestesia Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas stutzeri
102
CODIGO: 262 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 8:50 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P18#4 Mesa Instrumental QX Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativo Indol negativo
Microorganismo identificado:
Burkholderia cepacia
CODIGO: 263 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 10:50 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P19#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Burkholderia cepacia
CODIGO: 264 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 10:50 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P19#2 Equipo de Anestesia Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol negativo
Microorganismo identificado:
Hafnia alvei
103
CODIGO: 265 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 10:50 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P19#5 Instrumental QX Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa negativa Indol positivo
Microorganismo identificado:
Escherichia coli
CODIGO: 266 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 11:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P20#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas stutzeri
CODIGO: 267 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 11:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P20#3 Camilla Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas stutzeri
104
CODIGO: 268 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 12:30 pm PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P22#1 Mesón Bacilos Gram negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas putida
CODIGO: 269 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 08:50 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P18#4 Mesa Instrumental QX Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol positivo Coagulasa negativa
Microorganismo identificado:
Staphylococcus cohnii
CODIGO: 270 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 10:00 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P19#4 Mesa Instrumental QX Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol positivo Coagulasa negativa
Microorganismo identificado:
Staphylococcus sciuri
105
CODIGO: 271 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 11:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P20#3 Camilla Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol negativo Coagulasa negativa
Microorganismo identificado:
Staphylococcus sciuri
CODIGO: 272 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 11:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
P20#4 Mesa Instrumental QX Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol negativo Coagulasa negativa
Microorganismo identificado:
Micrococcus
CODIGO: 273 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 08:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
Ambiente Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol negativo Coagulasa negativa
Microorganismo identificado:
Staphylococcus auricular
106
CODIGO: 274 FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 08:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
Ambiente Cocos Gram positivos
Pruebas Complementarias:
Catalasa positiva Manitol negativo Coagulasa negativa
Microorganismo identificado:
Staphylococcus auricular
CODIGO: FECHA/HORA TOMA DE MUESTRA: 08 de julio de 2008/ 08:30 am PROCEDENCIA DE LA MUESTRA:
Ambiente Bacilos Gram Negativos
Pruebas Complementarias:
Oxidasa positiva Indol negativo
Microorganismo identificado:
Pseudomonas aeruginosa
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Anexo 11 ANTIBIOGRAMA SISTEMA VITECK CODIGO: 169 anestesia Drogas AMC AM CZ CIP CC E GM GM 500 LNZ FD OX PENG ST 2000 TET SXT VA BETA
PROCEDENCIA DE LA MUESTRA: P2 #2 Equipo de MICROORGANISMO: Staphylococcus aureus
CMI
