UNIWERSYTET SZCZECIŃSKI ZESZYTY NAUKOWE NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

SZCZECIN

Rada Wydawnicza Urszula Chęcińska, Inga Iwasiów, Danuta Kopycińska, Izabela Kowalska-Paszt Piotr Niedzielski, Ewa Szuszkiewicz, Dariusz Wysocki Edward Włodarczyk – przewodniczący Rady Wydawniczej Aleksander Panasiuk – przewodniczący Senackiej Komisji ds. Wydawnictw Edyta Łongiewska-Wijas – redaktor naczelna Wydawnictwa Naukowego Rada Redakcyjna Marian Ciaciura, Józef Domagała, Jan Głogowski (Instytut Rozrodu Zwierząt i Badań Żywności PAN w Olsztynie), Ewa Kępczyńska, Zbigniew Mirek (Instytut Botaniki PAN w Krakowie), Stanisława Rogalska, Maciej Rogalski, Wojciech Święcicki (Instytut Genetyki PAN w Poznaniu), Maria Zając (Instytut Botaniki UJ) Recenzenci prof. dr hab. Lucjan Agapow dr hab. Wanda Bacieczko, prof. ZUT dr hab. Julian Chmiel, prof. UAM prof. dr hab. Czesław Hołdyński prof. dr hab. Piotr Masojć dr hab. Maria Olech prof. dr hab. Antoni Przybył prof. dr hab. Marianna Turkiewicz prof. dr hab. Jan Udała Redaktor naukowy prof. dr hab. Józef Domagała Redaktor Wydawnictwa Hanna Naparty Korektor Renata Bacik Skład komputerowy Ewa Radzikowska-Król © Copyright by Uniwersytet Szczeciński, Szczecin 2010

ISSN 1640-6818 ISSN 1230-3976 WYDAWNICTWO NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO Wydanie I. Ark. wyd. 9,5. Ark. druk. 13,5. Format B5. Nakład 40 egz.

SPIS TREŚCI

Robert Czerniawski – Stan ilościowy Nematoda i larw Chironomidae wynoszonych ze zbiorników przepływowych przez rzekę Płonię w roku 2002 ............................................................................................

5

Robert Czerniawski, Józef Domagała, Małgorzata Pilecka-Rapacz – Wstępne wyniki badań nad wpływem żywienia wylęgu troci wędrownej (Salmo trutta m. trutta L., 1758) żywym zooplanktonem i larwami ochotki (Chironomidae) na jego przeżywalność i wzrost w ciekach ..... 17 Przemysław Czerniejewski – Zależność pomiędzy szerokością karapaksu a masą i kondycją populacji krabika amerykańskiego, Rhithropanopeus harrisii tridentatus (Maitland, 1874) w estuarium Odry ........................

31

Przemysław Czerniejewski, Agnieszka Rybczyk – Wybrane cechy biologiczne i morfometryczne spływającego węgorza europejskiego (Anguilla anguilla L.) ze zlewni rzeki Myśli ...................................................... 39 Anna Kalitkiewicz, Ewa Kępczyńska – Aktywacja szlaku fenoli u pomidora (Lycopersicon esculentum Mill.) z wykorzystaniem Pseudomonas putida UW4 ............................................................................................ 47 Karolina Konopska – Wstępne wyniki badań flory roślin naczyniowych części mezoregionu Równina Nowogardzka w północno-zachodniej Polsce ...................................................................................................... 57 Małgorzata Pająk, Ewa Kępczyńska – Wpływ kwasu β-aminomasłowego na wzrost grzybni oraz aktywność endoglukanaz u Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici ......................................................................................

71

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela – Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego (NW Polska): Dzikowo i okolice ..................................

79

Bartosz Startek, Agnieszka Popiela – Materiały do flory naczyniowej Puszczy Goleniowskiej (NW Polska) ..................................................... 103 Anna Szefner-Mirzołemska – Ocena wybranych parametrów hematologicznych bydła rasy holsztyńsko-fryzyjskiej ....................................... 119 Paweł Sznigir, Jan Kępczyński – Reakcja na regulatory wzrostu nasion Amaranthus retroflexus L. inkubowanych w glebie przez okres zimowy 129 Marta Umiastowska – Flora i roślinność jezior zachodniej części Pojezierza Drawskiego ........................................................................................ 139 Anetta Wieczorek – Porosty rezerwatów Szczecińskiego Parku Krajobrazowego .................................................................................................... 155 Anetta Wieczorek, Arleta Durka – Ocena stanu środowiska przyrodniczego lewobrzeżnej części miasta szczecina na podstawie reakcji porostu testowego Xanthoria parietina (L.) Th. Fr. ............................................ 167 Anna Wierzbicka, Józef Kur – Identyfikacja i izolacja genu kodującego zaadaptowaną do zimna β-galaktozydazę Paracoccus sp. ..................... 177 Magdalena Zemlik, Agnieszka Popiela – Notatki florystyczne z Mostkowa i okolic (Pojezierze Myśliborskie, NW Polska) ................................ 185

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

ROBERT CZERNIAWSKI Uniwersytet Szczeciński

STAN ILOŚCIOWY NEMATODA I LARW CHIRONOMIDAE WYNOSZONYCH ZE ZBIORNIKÓW PRZEPŁYWOWYCH PRZEZ RZEKĘ PŁONIĘ W ROKU 2002 Quantity of Nematoda and Chironomidae larvae removed by the Płonia river from lakes in 2002

Słowa kluczowe: syrton, odpływy jezior, bezkręgowce wodne, Nematoda, larwy Chironomidae Key words: syrton, outflows, water invertebrates, Nematoda, chironomids larvae

1. Wstęp Odpływy zbiorników wodnych, zarówno sztucznych jak i naturalnych, wynoszą znaczne ilości syrtonu, w którym spotyka się najczęściej fitoplankton, planktonowe formy skorupiaków i wrotków, ale także przypadkowo oderwane z prądem rzeki typowo litoralowe czy denne bezkręgowce (Szlauer 1977, 1985; Ejsmont-Karabin, Węgleńska 1996; Czerniawski 2008a, b). Wyżej wymienieni autorzy skupiali się w swoich pracach głównie na euplanktonie – przebywającym całe życie w toni wody i na tych zooplanktonowych skorupiakach niższych czy wrotkach – przypadkowo znajdujących się w pelagialu, traktując z mniejszą uwagą wynoszone ze zbiorników larwy ochotki i nicienie. Chociaż z powyższych i innych prac wynika, że organizmy te w niektórych miesiącach osiągają stosunkowo znaczny udział w ogólnych wartościach parametrów ilościowych syrtonu, a szczególnie w jego biomasie i ilości masy wynoszonej w ciągu jednostki czasu (Czerniawski 2004; Wolska, Czerniawski 2006).

6

Robert Czerniawski

Za cel pracy przyjęto określenie stanu ilościowego wynoszonych ze zbiorników Nematoda i larw Chironomidae, wpływu zbiorników przepływowych na ilość tych organizmów w rzece oraz zmian w ich liczebności w rzece w miarę oddalania się od jeziora. 2. Teren badań Badania prowadzono na rzece Płoni (NW Poland). Rzeka Płonia wypływa z Jeziora Barlineckiego i przepływa przez kilka jezior północno-zachodniego regionu Polski: Płoń, Miedwie i Żelewko, po czym uchodzi do Odry, przepływając przez jezioro Dąbie. Rzeka płynie w większości przez łąki i grunty orne. Szyper i Gołdyn (1990) podają, że wody Płoni, na odcinku pomiędzy jeziorem Płoń a Miedwie, w 1986 roku pod względem czystości należały do drugiej klasy. Badania na rzece Płoni prowadzono na czterech stanowiskach (rys. 1). Stanowisko pierwsze (st. 1) znajdowało się koło miejscowości Lubiatowo w odległości ok. 100 m od wypływu rzeki z jeziora Płoń – 790,7 ha, przy moście drogowym, gdzie koryto rzeki ulega znacznemu zwężeniu. Z eutroficznego jeziora Płoń (Filipiak, Raczyński 2000) rzeka Płonia wypływa sztucznie przekopanym kanałem o miękkim dnie, które sporadycznie porośnięte jest roślinnością zanurzoną. Stanowisko drugie (st. 2) obejmowało również miejsce zwężenia rzeki, przy moście drogowym, niedaleko od miejscowości Żelewo, w odległości 300 m od wypływu rzeki z mezotroficznego jeziora Miedwie – 3500 ha (Filipiak, Raczyński 2000). Powyżej tego stanowiska zbudowana jest tama piętrząca wodę. Stanowisko trzecie (st. 3) usytuowano przy moście drogowym w miejscowości Jezierzyce, poniżej zbiornika reolimnicznego, gęsto porośniętego roślinnością zanurzoną i wynurzoną. Zbiornik ten ma powierzchnię około 3 ha i średnią głębokość około 1 m. Stanowisko czwarte (st. 4) znajdowało się w Szczecinie-Dąbiu, również w okolicy mostu drogowego, przy torach kolejowych, położone było w odległości około 6 km od stanowiska trzeciego. Punkt ten stanowił rodzaj stanowiska kontrolnego, obrazującego skład ilościowy Nematoda i larw Chironomidae w końcowym odcinku Płoni, tuż przed jej ujściem do jeziora Dąbie. Plan rzeki Płoni wraz ze stanowiskami poboru prób przedstawia rysunek 1.

Stan ilościowy Nematoda...

7

3. Materiał i metody Badania prowadzono w roku 2002, pobierając próby co miesiąc, z przedstawionych powyżej stanowisk na rzece Płoni (z wyjątkiem lutego). Z każdego stanowiska pobierano próbę ilościową, przecedzając 100 dm3 wody przez siatkę z gazy młyńskiej o wielkości oczka 50 μm. Przeliczono osobniki należące do Nematoda i larw Chioronomidae. W każdej z prób mierzono długość co najmniej 30 osobników każdej grupy. Dane z tych pomiarów posłużyły do obliczenia biomasy tych zwierząt. Przy przeliczaniu długości zwierząt na ich ciężar posłużono się tabelami Bieriezinej (1940). Wyliczone wartości biomasy zooplanktonu oraz przepływu posłużyły do obliczenia tzw. wilgotnej masy zooplanktonu wynoszonego przez rzekę, w kg/dobę. Wykonywano pomiary temperatury, prędkości prądu oraz przepływu rzeki Płoni. Prędkość prądu mierzono za pomocą elektromagnetycznego czujnika prędkości przepływu wody. Natężenie przepływu obliczono metodą rachunkową na podstawie wyników pomiarów głębokości, szerokości i prędkości cieku. Uzyskane wyniki liczebności, biomasy i masy wynoszonej z jezior opracowano statystycznie w programie Excel i Statistica. Istotność różnic badano za pomocą testu Scheffego (p < 0,01) i analizy wariancji (W) (dla wielu prób) (Stanisz 1998). Dodatkowo dla zobrazowania różnic w wybranych cechach pomiędzy poszczególnymi grupami organizmów użyto hierarchicznej metody aglomeracyjnej (analiza aglomeracyjna), której miarą jest odległość euklidesowa obliczana według wzoru: (x, y) = [Σ1 (xi – yi)2]1/2, gdzie: x, y – obiekty, których odległość jest obliczana. Wartość tego parametru wskazuje na odległość geometryczną (niepodobieństwo) w przestrzeni wielowymiarowej. 4. Wyniki Odmienny charakter jezior, zbiornika reolimnicznego, z których wynoszone były Nematoda i larwy Chironomidae, miał wpływ na stan ilościowy tych zwierząt na poszczególnych stanowiskach w rzece. Wartości średniej rocznej liczebności i biomasy analizowanych organizmów okazały się najwyższe na stanowisku nr 1 – wypływie Płoni z jeziora Lubiatowo, odpowiednio: 4,7 osob. · dm–3 (tab. 1) i 0,2408 mg · dm–3 (tabela 2). Zanotowano tutaj także najwyższe odchylenie standardowe, co świadczy o stosunkowo dużej rozbieżności wyników w całym roku. Na tym stanowisku, zarówno pod względem liczebności jak i biomasy, przeważały Nematoda, osiągając

8

Robert Czerniawski

najwyższe wartości pierwszego parametru w maju – 25,2 osob. · dm–3 i drugiego w styczniu – 0,6000 mg · dm–3. Chociaż w maju biomasa okazała się równie wysoka (0,5040 mg · dm–3), to jednak biomasa styczniowa zanotowana została przy znacznie niższej liczebności – 1,8 osob. · dm–3, co świadczy o większych rozmiarach osobników. Inne stanowiska charakteryzowały się niższymi liczebnościami nicieni; co prawda na stanowisku nr 3 stwierdzono 14,0 osob. · dm–3, ale była to wartość znacznie niższa od majowej na stanowisku nr 1. Analizując wszystkie stanowiska razem, Nematoda notowane były we wszystkich miesiącach w roku. Larwy Chironomidae spotykano w miesiącach od marca na stanowisku nr 4 (0,6 osob. · dm–3) do września na stanowisku nr 1 (5,0 osob. · dm–3, kiedy osiągnęły najwyższą liczebność i biomasę – 0,5000 mg. · dm–3) i nr 4 (0,6 sob. · dm–3). Najniższą średnią roczną liczebności i biomasy Nematoda i larw Chironomidae charakteryzowało się stanowisko nr 4, odpowiednio: 1,6 osob. · dm–3 i 0,0869 mg · dm–3. Najwyższą średnią roczną przepływu masy analizowanych zwierząt bezkręgowych cechowało się stanowisko nr 3 (Jezierzyce) – 278,10 kg · doba–1 (tabela 3), położone za niewielkim zbiornikiem reolimnicznym. W maju stwierdzono na tym stanowisku najwyższą masę wynoszonych zwierząt – 2189,72 kg · doba–1, z czego 72% stanowiły Nematoda. Godna uwagi jest również wartość tego parametru w styczniu na stanowisku nr 1, gdzie nicienie uzyskały 1555,52 kg · doba–1. Wartości przepływu wynoszonych organizmów były skorelowane z wartościami przepływów wody na poszczególnych stanowiskach (tabela 3 i 4). Analiza statystyczna (p < 0,01) wykazała brak różnic istotnych statystycznie pomiędzy wszystkimi rozpatrywanymi parametrami ilościowymi. Stwierdzono natomiast istotną statystycznie korelację w liczebności Nematoda i larw Chironomidae (p < 0,05) pomiędzy stanowiskiem nr 3 (Jezierzyce) i stanowiskiem nr 4 (Dąbie). W biomasie i przepływie masy organizmów nie odnotowano istotnej statystycznie korelacji pomiędzy badanymi stanowiskami. Analiza aglomeracyjna wykazała, że najbardziej podobne do siebie były stanowiska: pod względem liczebności st. 3 i 4, a pod względem biomasy oraz przepływu masy zwierząt st. 2 i 4 (rys. 2, 3, 4). W każdym przypadku stwierdzano istotną statystycznie dodatnią korelację pomiędzy wszystkimi ilościowymi parametrami wynoszonych zwierząt a wartościami prędkości przepływu wody (m/s) i przepływu wody (m3/s).

Stan ilościowy Nematoda...

9

5. Dyskusja W kształtowaniu stosunków jakościowych i ilościowych zooplanktonu w wypływach istotną rolę odegrały zapewne sezonowe zmiany składu i ilości tych zwierząt w zbiornikach, z których wypływały. Podobnie uważają badacze zajmujący się stworzeniem wynoszonym z jezior (Kaźmierczuk, Szlauer 1984; Eismont-Karabin, Węgleńska 1996; Czerniawski 2008a). Największe ilości Nematoda i larw Chironomidae zostały stwierdzone na stanowiskach najbardziej bogatych troficznie. Jezioro Lubiatowo jest zbiornikiem eutroficznym (Szyper, Gołdyn 1990), a do reolimnicznego zbiornika w miejscowości Jezierzyce przez lata zrzucane były nieoczyszczone ścieki (informacja ustna mieszkańców Jezierzyc), co z pewnością wpłynęło na pogorszenie warunków środowiskowych zbiornika. Przełożyło się to prawdopodobnie na zwiększenie liczebności Nematoda i larw Chironomidae uważanych za wskaźnik zanieczyszczenia i wysokiego zeutrofizowania wód (Soszka i in. 2001). Mezotroficzne jezioro Miedwie (Filipiak, Raczyński 2000) cechowało się o ponad połowę niższą liczebnością zwierząt niż położone wyżej stanowisko nr 1. Można zatem wnioskować, że wynoszone z niego wody nie są w pełni preferowane przez badaną grupę bezkręgowców. Najwyższe wartości liczebności i biomasy odnotowano przeważnie w miesiącach wiosennych i letnich, co jest typowe dla zwierząt bezkręgowych, które osiągają szczyt swojej liczebności zazwyczaj w miesiącach ciepłych (Szlauer 1977; Wolska, Czerniawski 2006, 2008a). Natomiast wyniki przepływu masy zwierząt były skorelowane istotnie z jednostką objętości wody wypływającej z jeziora. Stąd stosunkowo niewielkie wartości przepływu zwierząt w miesiącach letnich, pomimo ich dominacji ilościowej, kiedy poziom wody ulega spadkowi. Jak wspomniano w rozdziale „Wyniki badań”, nie stwierdzono istotnych statystycznie różnic analizowanych parametrów pomiędzy wszystkimi rozpatrywanymi stanowiskami. Wykazano natomiast istotne statystycznie korelacje w liczebności pomiędzy stanowiskami nr 3 i 4. Leżą one najbliżej siebie spośród wszystkich stanowisk, nie są oddzielone żadnym zbiornikiem, który mógłby wpłynąć na zmiany środowiskowe pomiędzy nimi i w takim stanie hydrologicznym należy się dopatrywać podobieństwa. Zbliżone rezultaty wykazała analiza aglomeracyjna. Czerniawski (2008a) również odnotował wysokie podobieństwo w składzie syrtonu pomiędzy blisko siebie położonymi na rzece stanowiskami. Podobieństwo pod względem masy stanowisk 2 i 4 może wynikać ze zbliżonej na tych stanowiskach przejrzystości wody i tym samym zmieniającej się podobnie w ciągu roku wartości tego

10

Robert Czerniawski

parametru. Syrton jest chętnie wyjadany przez ryby (Szlauer 1977; Czerniawski 2004, 2008a), co może być powodem ograniczania liczebności dużych osobników bezkręgowców w wodzie o znacznej przejrzystości i tym samym gwałtownego spadku biomasy zwierząt. Stwierdzono także, co było istotne statystycznie, dodatnią korelację pomiędzy wartościami wszystkich parametrów a prędkością prądu wody i przepływu wody. Może to być związane z szybciej przemieszczającym się z prądem wody syrtonem, co czyni go mniej dostępnym dla zerujących ryb. Na podstawie wyników pracy można uznać, że na stan ilościowy nicieni i larw ochotki istotny wpływ miał stan środowiskowy zbiorników, z których zwierzęta te były wynoszone. Największe ilości analizowanych bezkręgowców notowano w odpływach zbiorników o wyższym stopniu trofii, a najmniejsze w najbardziej oddalonym punkcie, na co prawdopodobnie oddziaływały żerujące ryby.

11

Stan ilościowy Nematoda...

Rys. 1. Lokalizacja stanowisk poboru prób na rzece Płoni Fig. 1. Map of the study sites along the Płonia River

Pojedy nc z e wiąz anie OdlegáoĞ ü euk lides owa

16 15

OdlegáoĞ ü wiąz aĔ

14 13 12 11 10 9 8 7

Dąbie

J ez ierzy c e

ĩelewo

Lubiatowo

Rys. 2. Analiza aglomeracyjna liczebności Nematoda i larw Chironomidae Fig. 2. Agglomeration analysis of Nematoda and Chironomidae larvae abundance

12

Robert Czerniawski Pojedyncze wiązanie OdlegáoĞü euklidesowa 1,05

1,00

OdlegáoĞü wiązaĔ

0,95

0,90

0,85

0,80

0,75 Jezierzyce

Dąbie

ĩelewo

Lubiatowo

Rys. 3. Analiza aglomeracyjna biomasy Nematoda i larw Chironomidae Fig. 3. Agglomeration analysis of Nematoda and Chironomidawe larvae biomass

Pojedyncze wiązanie OdlegáoĞü euklidesowa 2000 1800 1600

OdlegáoĞü wiązaĔ

1400 1200 1000 800 600 400 200 0 Jezierzyce

Dąbie

ĩelewo

Lubiatowo

Rys. 4. Analiza aglomeracyjna przepływu masy Nematoda i larw Chironomidae Fig. 4. Agglomeration analysis of Nematoda and Chironomidae larvae flow of mass

13

Stan ilościowy Nematoda...

Tabela 1. Liczebność Nematoda (N) i larw Chironomidae (Ch) w rzece Płoni w roku 2002 [osob. · dm–3]. SD – odchylenie standardowe, X – średnia Table 1. Abundance of Nematoda and Chironomidae larvae in the Płonia River in 2002

N

St. Ch 1 razem

I

III

1,8

0,3

1,8

0,3

N

St. Ch 2 razem St. Ch 3 razem St. Ch 4 razem

V

VI

25,2

2,1

VII

VIII

IX

X

0,6

0

0,6

0,9

3,6

5

0,6

25,2

2,7

0,9

7,2

5

7,8

0

0

7,4

4,7

0,6

2,1

6,75

0

1,8

2,1

0

1,5

5,1

2,2

1,8

0,3

1,3

0,4

5,4

2,7

2,2

4,1

1,9

0,9

0,3

3,6

XI

X

7,5

3,7

1,7

1,0

0,6

6,3

6,75

0

1,8

2,1

0

14

1,2

0,6

0,9

1,2

0,45

0,3

3

0,5

0,3

5,1

14,5

1,2

0,6

0,9

1,2

0,45

4,3

2,2

3

5,4

0,6

1,5

0,5

0,45

0,75

0,6

1,6

1,2

0,9

0,9

0,6

0,5

0,4

3

6,6

0,6

2,4

1,4

1,05

0,75

0,6

1,9

1,6

0,6 0,6

1,2

1,5

SD

2,1

0,85 0,85

XI

7,8

4,2

N

N

IV

Tabela 2. Biomasa Nematoda (N) i larw Chironomidae (Ch) w rzece Płoni w roku 2002 [mg · dm–3]. SD – odchylenie standardowe, X – średnia Table 2. Biomass of Nematoda and Chironomidae larvae in the Płonia River in 2002 I N

St. Ch 1 razem

III

0,60

V

VI

0,50

0,17

0,06 0,60

N

St. Ch 2 razem

VII

VIII

IX

0,29

X

XI

0,06

0,09

0,32

0,50

0,09

0,06

0,50

0,23

0,61

0,50

0,04

0,19

0,47

0,16

0,17

0,12

0,16

0,17

0,12

0,05

0,08

0,04

0,61

0,47 0,08

0,05

0,11

1,26

0,03

0,30

0,05

0,03

0,41

1,31

0,08

0,04

0,05

0,08

0,03

0,21

0,04

0,04

0,09

0,03

0,02

0,05

0,08

0,09

0,05

0,17

0,12

0,08

0,07 0,05 0,07

0,05

0,11 0,21

0,15

0,04

0,04

XI

0,05

0,42

N St. Ch 3 razem N St. Ch 4 razem

IV 0,00

X 0,15

0,17

0,09

0,26

0,24

0,41

0,17

0,14

0,03

0,13

0,04

0,44

0,22

0,20

0,37

0,15

0,03

0,05

SD 0,22

0,03 0,03

0,09

0,03

0,39

0,18

0,06

0,05

0,04

0,04

0,07

0,09

14

Robert Czerniawski

Tabela 3. Przepływ masy Nematoda (N) i larw Chironomidae (Ch) w rzece Płoni w roku 2002 [kg · doba–1]. SD – odchylenie standardowe, X – średnia Table 3. Flow of mass of Nematoda and Chironomidae larvae in the Płonia River in 2002

St. 1

N

I

III

1555,5

0,8

1555,5

0,8

Ch razem

St. 4

VI 8,8 3,2

21,1

94,1

98,1

14,6

116,7

12,0

21,1

177,7

98,1 128,4 0,0

456,2 193,2

28,6

93,8

162,9

16,7

38,0

0,0

9,9 148,7

61,2

10,9

62,6

19,9

16,7

38,0

0,0

9,9 159,6

99,6

65,3

39,2

62,2

8,2

Ch

Ch

36,2 36,2

razem N

53,5

Ch razem

VII

VIII

IX

83,6

X

XI

59,4

SD

X

461,6 172,2

0,0

37,8

21,0 45,3

28,6

302,1

162,9

161,7

1567,6

49,6

461,9

622,1

623,6

2189,7

49,6

50,5

39,2

62,2

8,2

0,0

659,1 278,1

198,3

28,9

16,0

12,8

4,3

5,0

8,1

5,1

57,9

30,2

11,6

12,8

12,0

0,0

28,1

16,2

24,4

17,1

17,0

8,1

60,0

46,4

59,4 53,5

XI

128,4

208,4

razem N

St. 3

V 116,7

14,6

N St. 2

IV

111,4

463,9 176,3 220,8 101,8

82,5 198,3

50,5

16,0

5,1

Tabela 4. Temperatura [°C], prędkość prądu [m/s] oraz przepływ wody [m3/s] na badanych stanowiskach Table 4. Rates of temperature, velocity, discharge at the study sites

Styczeń Marzec Kwiecień

St. 1. Lubiatowo [°C] m/s m3/s 4,7 1,00 3,00 5,2 0,77 2,51 13,0 1,00 2,81

St. 2. Żelewo [°C] m/s m3/s 3,6 0,27 2,0 3,5 0,62 14,13 10,5 0,35 7,98

St. 3. Jezierzyce [°C] m/s m3/s 4,8 0,71 7,27 5,0 0,75 13,95 10,7 0,90 17,82

St. 4. Dąbie [°C] m/s m3/s 5,0 0,62 5,64 5,0 0,89 14,32 10,7 0,71 10,93

Maj

19,5

1,10

2,68

19,5

0,29

5,74

18,0

0,80

14,40

18,0

0,68

8,84

Czerwiec

19,0

0,27

0,60

19,5

0,19

3,99

18,5

0,57

6,84

19,0

0,49

4,41

Lipiec

22,3

0,71

2,70

20,7

0,10

1,12

22,3

1,42

13,91

20,3

0,33

1,65

Sierpień

21,8

1,28

3,36

17,3

0,10

1,19

18,2

0,90

10,00

20,1

0,33

1,65 2,57

Miesiąc

Wrzesień

12,4

1,21

2,27

12,8

0,22

2,62

13,2

0,90

8,56

13,2

0,65

Październik

5,5

1,21

2,72

10,0

0,17

0,40

7,0

0,28

3,52

7,0

0,52

2,08

Listopad Grudzień

3,5 1,8

1,20 1,00

2,70 1,87

4,7 2,0

0,17 0,37

0,95 4,21

4,1 2,0

1,42 1,40

12,92 10,38

4,1 2,0

0,38 0,66

1,67 1,98

Stan ilościowy Nematoda...

15

BIBLIOGRAFIA Bierezina N.A., 1940: Wiesowaja charaktieristika Chironomus plumosus. Tr Moskowskogo Techn. Inst. Rybnoj Promyslennosti i Choziajstwa. Wyp. 3, s. 61–64. Czerniawski R., 2004: Zooplankton exported from Lake Adamowo. Zool. Pol., 49/1 – 4, s. 129–147. Czerniawski R., 2008a: The effect of flow-through reservoirs on zooplankton of the Płonia river. Pol. J. Nat. Sc., 23(3), s. 583–597. Czerniawski R., 2008b: Zooplankton exported from retention reservoirs at the postproduction waste water treatment plant. EJPAU. Vol. 11, Issue 4, series Fisheries. www.ejpau.pl. Ejsmont-Karabin J., Węgleńska T. 1996: Przemiany struktury zooplanktonu w strefach przejściowych rzeka – jezioro – rzeka (System rzeki Krutyni, Pojezierze Mazurskie). Zesz. Nauk. Kom. „Człowiek i Środowisko”, 13, s. 263–289. Filipiak J., Raczyński M. 2000: Jeziora zachodniopomorskie. (Zarys faktografii). Akademia Rolnicza w Szczecinie, Szczecin. Kaźmierczuk J., Szlauer B., 1984: Zooplankton w urządzeniach zakładu uzdatniania wody z Jeziora Miedwie. Zesz. Nauk. AR w Szczecinie Seria Ryb. i Techn. Żywn. XIV, 108, s. 45–56. Soszka H., Kudelska D., Kownacki A., Fleituch T., 2001: Projekt: Metodyka badania makrobezkregowców bentosowych na potrzeby biologicznej oceny jakości rzek w Polsce. IOŚ, Warszawa. Stanisz A., 1998: Przystępny kurs statystyki. StatSoft Polska, Kraków. Szlauer B., 1977: The zooplankton removal from lakes by the River Płonia. Acta Ichthy. Pisc., vol. VI, Fasc. 2, s. 39–53. Szlauer B., 1985: Hydrobiologiczna charakterystyka zbiornika ściekowego Zakładów Chemicznych „Police”. AR, Szczecin. Szyper H., Gołdyn R., 1990: Studium ochrony jeziora Miedwie jako źródła wody do picia dla Szczecina. Instytut Gospodarki Przestrzennej i Komunalnej, Oddział w Poznaniu. Poznań. Wolska M., Czerniawski R., 2006: Zooseston removed from lakes by river Drawa and a forest stream as a food supply for juvenile fish. Acta Sc. Pol. Pisc., 5(1), s. 115–128.

16

Robert Czerniawski

QUANTITY OF NEMATODA AND CHIRONOMIDAE LARVAE REMOVED BY THE PŁONIA RIVER FROM LAKES IN 2002 Summary The abundance, biomass and flow of mass of Nematoda and chronomids larvae were studied. Examinations were performed in outflows of the river Płonia from lakes Płoń, Miedwie and small floodplain. Additionally, samples were collected in site before mouth of Płonia river into Dąbie lake. The highest amounts of chironomids larvae and nematodes were observed at outflow from lake Płoń. Between all sites no significant differences in abundance, biomass and flow of mass of Nematoda and chronomids larvae were stated. Translated by Robert Czerniawski

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

ROBERT CZERNIAWSKI JÓZEF DOMAGAŁA MAŁGORZATA PILECKA-RAPACZ Uniwersytet Szczeciński

WSTĘPNE WYNIKI BADAŃ NAD WPŁYWEM ŻYWIENIA WYLĘGU TROCI WĘDROWNEJ (SALMO TRUTTA M. TRUTTA L., 1758) ŻYWYM ZOOPLANKTONEM I LARWAMI OCHOTKI (CHIRONOMIDAE) NA JEGO PRZEŻYWALNOŚĆ I WZROST W CIEKACH The effect of feeding sea trout (Salmo trutta m. trutta L., 1758) hatch with alive zooplankton and chironomids (Chironomidae) larvae on its survival and growth in watercourses – preliminary results

Słowa kluczowe: troć wędrowna, podchów wylęgu ryb, narybek, zarybienia, małe cieki Key words: sea trout, fish rearing, fry, stocking, small streams

1. Wstęp W ostatnich latach populacja ryb łososiowatych w Polsce, mierzona wielkością odłowów, ze względu na prowadzenie intensywnych zarybień wzrosła (Bartel 2001), jednakże efekty tych zarybień są ograniczane wieloma czynnikami. Przede wszystkim są limitowane przez ograniczoną liczbę wypuszczanych smoltów, a także przez niską przeżywalność wylęgu czy narybku, utrudnienia w migracji ryb i nagłe zmiany w środowisku. Od lat próbuje się zwiększyć przeżywalność materiału zarybieniowego ryb łososiowatych, przez wcześniejszy podchów, najczęściej na paszy, przed wsiedleniem do cieku lub podchów w małych

18

Robert Czerniawski, Józef Domagała, Małgorzata Pilecka-Rapacz

ciekach, bez obecności drapieżników (Trzebiatowski, Domagała 1992; Domagała, Bartel 1997, 1999). Efekty są widoczne, ale nie są jednak do końca zadowalające. Autorzy niniejszej pracy wpadli na pomysł, aby wylęg troci wędrownej podchować na żywym zooplanktonie, pomimo zupełnego jego braku w naturalnym środowisku młodych ryb łososiowatych. Wydaje się jednak, że podchów wylęgu w kontrolowanych warunkach na żywym pokarmie naturalnym mógłby pozwolić na wyższe przeżycie w ciekach ryb łososiowatych. Ryby, obcując z żywym, poruszającym się i uciekającym pokarmem, nabierają typowych dla drapieżników zachowań i, co również jest ważne, wcześniej zaczynają pobierać pokarm. Fakt ten jest istotny ze względu na naukę pobierania przez ryby łososiowate pokarmu. Goryczko (1979, 2001) podaje, że brak paszy podczas podchowu wylęgu pstrąga powoduje zahamowanie nauki pobierania pokarmu (żerowania) i gdyby nawet zapewniono później jego obfitość, padnie z wycieńczenia, po uprzednim wykorzystaniu wszelkich rezerw. Wydaje się, że żywy zooplankton, pomimo jego braku w małych i zimnych ciekach, może rozwiązać w okresie podchowu u ryb łososiowatych instynkt łowiecki, który bezpośrednio wpłynie na przeżywalność w ciekach. Z danych piśmiennictwa wynika, iż uzasadnione może się okazać podchowywanie na żywym zooplanktonie wylęgu ryb, a w szczególności ryb drapieżnych (Szlauer, Winnicki 1980; Czerniawski, Czerniejewski 2007; Grudniewska i in. 2007). Zooplankton jest wartościowym źródłem białka, aminokwasów, tłuszczów i enzymów (Munilla-Moran i in. 1990), a poziom białka w niektórych wioślarkach wynosi nawet od 54 do 65% (Kibria i in. 1999). Yurkowski i Tabachek (1979) stwierdzili, że poziom aminokwasów w Daphnia pulex i Diaptomus sp. jest równy lub wyższy od tego, który jest wymagany do wzrostu narybku. Chociaż nie ulega wątpliwości, że nowoczesne, sztuczne pasze są zdecydowanie lepsze pod względem energetycznym od żywego, naturalnego pokarmu (Poczyczyński 1996a; Kamler 2007). Sztuczne pokarmy zawierają związki potrzebne do wzrostu w stosunkowo krótkim czasie (Brett 1971; Poczyczyński 1996b), co jest zrozumiałe z uwagi na ekonomiczny wynik chowu. Jednak taki rodzaj pożywienia może się okazać gorszy w procesie przyuczania ryb do pobierania żywego pokarmu i w rezultacie przeżycia w warunkach naturalnych. Ponadto według Łuczyńskiego (1992) przeżywalność, rozwój i kondycja ryb żywionych naturalnym pokarmem są zdecydowanie lepsze, niż karmionych paszami sztucznymi. Szlauer i Winnicki (1980) sądzą, że zarybiając cieki narybkiem podchowanym na zooplanktonie można osiągnąć lepsze wyniki niż w przypadku zarybiania wylęgiem niepodchowanym lub podchowanym na paszy. Wiąże się to z przyzwyczajeniem

Wstępne wyniki badań...

19

narybku do odżywiania się pokarmem naturalnym. Jak widać, żywy zooplankton może być ważnym elementem diety w odżywianiu się podchowywanego wylęgu ryb łososiowatych czy też narybku hodowanego w celach zarybieniowych. Głównym celem pracy było sprawdzenie wyników przeżywalności, parametrów wzrostu i kondycji ryb w ciekach, podchowanych wcześniej na żywym zooplanktonie i żywych larwach ochotki. Założono bowiem, że wylęg troci karmiony wyłącznie żywym pokarmem osiągnie po zarybieniu wysoką przeżywalność i będzie się charakteryzował dobrym tempem wzrostu. 2. Metody badań Materiał do zarybień stanowił narybek troci wędrownej podchowany w zamkniętym obiegu recyrkulacyjnym w Katedrze Zoologii Ogólnej Uniwersytetu Szczecińskiego. Ryby, jako wylęg, zostały pozyskane z wylęgarni PZW w Goleniowie. Zdecydowano się na zarybienia cieków rybami o różnej masie i karmionych różnym pokarmem. W związku z tym pierwsza grupa zarybieniowa karmiona była tylko żywym zooplanktonem, w 99% biomasy Cyclops vicinus Uljanin, pozyskiwanym z pobliskiego wysoko zeutrofizowanego stawu. Podchów tej grupy trwał od 16.04.2007 r. (22 dni od wyklucia), przy średniej masie 0,127 g, do 6.06.2007 r., kiedy ryby osiągnęły masę 0,5482 g. Drugiej grupie ryb podawano od 16 kwietnia, podobnie jak pierwszej, zooplankton, a od 7 czerwca do 21 lipca 2007 r. wyłącznie żywą ochotkę pochodzącą ze sztucznych hodowli. Druga grupa ryb w dniu zarybienia miała masę 1,4531 g. Cieki wybrane do zarybień (Pniewa, Sitna i Pokrętna) charakteryzowały się według badań bonitacyjnych i obserwacji własnych dobrymi warunkami do życia ryb łososiowatych (Trzebiatowski i in. 1986, 1987; Raczyński i in. 2005). Ryby odławiano z cieków jesienią 2007 r. elektrycznym urządzeniem przystosowanym do połowu ryb niemieckiej firmy Hans Grassl GmbH. Odłowione ryby liczono, mierzono i ważono. Do określenia kondycji ryb wykorzystano współczynnik Fultona (1904): K = 100000 · W/L3, gdzie: W – całkowita masa jednostkowa (g), czyli masa poszczególnych ryb; L – długość ogonowa (l. caud.) (mm).

20

Robert Czerniawski, Józef Domagała, Małgorzata Pilecka-Rapacz

Aby określić dobowy przyrost średniej masy jednostkowej wylęgu (SGR – Specyfic Growth Rate), zastosowano wzór: SGR = (lnWf – lnWi · 100)/t, gdzie: lnWf – logarytm naturalny masy początkowej, lnWi – logarytm naturalny masy końcowej, t – liczba dni pomiędzy lnWf i lnWi. Istotność różnic badano za pomocą analizy wariancji (ANOVA), jako test post-hoc zastosowano test Tuckeya dla prób o różnej liczebności. 3. Wyniki Wyniki przeżywalności i wzrostu odłowionych ryb przedstawia tabela 1. Wyniki wzrostu i przeżycia ryb od wsiedlenia do odłowów jesiennych okazały się satysfakcjonujące. W Sitnej przeżywalność wyniosła 58,6%, natomiast w Pniewie 52%. W Pokrętnej uzyskano 12% przeżycia, jednak należy zaznaczyć, że odłowy w Pokrętnej przeprowadzono na odcinku jedynie 300 m. Równie dobre wyniki zanotowano w Pniewie – 52%. Największą długością i masą charakteryzowały się ryby z Pniewy, które karmiono wcześniej zooplanktonem i ochotką. Ryby karmione tylko zooplanktonem uzyskały podobne wyniki wzrostu, choć różniące się statystycznie masą. Analiza statystyczna ANOVA wykazała istotne różnice w długości ryb (df = 2, F = 67,51, P = 3,3295–26). Test post-hoc wskazał tutaj na istotną różnicę pomiędzy rybami z Pniewy i Pokrętnej (P < 0,0001). W przypadku masy odłowionych ryb analiza statystyczna również wykazała istotne różnice (df = 2, F = 256,89, P = 1,5421–35). Jednak masa ryb różniła się istotnie pomiędzy wszystkimi rzekami: Sitna vs. Pokrętna (P = 0,00006), Sitna vs. Pniewa (P = 0,00002) i Pokrętna vs. Pniewa (P = 0,00002). Najbardziej skorelowane ze sobą wyniki długości i masy stwierdzono u ryb złowionych w Sitnej (r = 0,9929), następnie w Pokrętnej (r = 0,9881) i Pniewie (r = 0,9791) (rys. 1, 2, 3). O silnej zależności i małej rozbieżności wyników długości i masy ryb z Sitnej świadczy również niewielka wartość odchylenia standardowego tych dwóch analizowanych parametrów. W Sitnej wartość wskaźnika kondycji była najwyższa – 1,47, w dalszej kolejności w Pniewie – 1,27 i najniższa w Pokrętnej – 1,12. Analiza statystyczna także wykazała istotne różnice w wartościach wskaźnika

Wstępne wyniki badań...

21

kondycji (df = 2, F = 551,98, P = 2,1261–47). Podobnie jak w przypadku masy ryb, test post-hoc wskazał na różnice w kondycji pomiędzy rybami ze wszystkich rzek: Sitna vs. Pokrętna (P = 0,0085), Sitna vs. Pniewa (P = 0,00002) i Pokrętna vs. Pniewa (P = 0,00002). Reasumując można powiedzieć, że ryby z każdej rzeki charakteryzowały się bardzo dobrymi rezultatami wzrostu, kondycji i przeżycia pomimo zanotowanych różnic statystycznych. 4. Dyskusja W porównaniu z danymi literaturowymi można uznać, że jakość pokarmu podczas podchowu może mieć wpływ na wzrost i przeżycie ryb w późniejszym czasie, w warunkach naturalnych. Ryby w stadium wylęgu i narybku mające kontakt z żywym, poruszającym się pokarmem uzyskały zadowalające wyniki przeżywalności i wzrostu w ciekach. Minimalnie niższe przeżycie ryb w Pniewie (ryb podchowanych na zooplanktonie i ochotce) niż w Sitnej mogło być spowodowane niekorzystnymi warunkami fizycznymi cieku. Powstałej różnicy można upatrywać w trudnościach związanych z odłowem ryb w Pniewie. Rzeka ta w dolnym biegu kierowana jest na stawy hodowlane, przez co następuje piętrzenie wody w miejscach potencjalnych kryjówek wcześniej wsiedlonego narybku troci. W związku z powyższym w cieku istnieją znaczne wahania poziomu i przepływu wody, a jak podają Tschaplinski i Hartman (1983), wysoki stan wód może być przyczyną nawet wysokiej śmiertelności narybku ryb łososiowatych. Dodatkowo ciek ten jest co roku eksploatowany w celach podchowowych, poprzez jego zarybianie setkami sztuk ryb łososiowatych. Natomiast rzeka Sitna została użyta w celach zarybieniowych po raz pierwszy. Na całkiem niewielką ilość odłowionych ryb z cieku Pokrętna wpłynął wysoki stan wód, zasadniczo utrudniający odłów, co w matematycznej konsekwencji przełożyło się na niski procent przeżywalności. Z tego względu odłów ryb w tym cieku odbywał się tylko na 300-metrowym odcinku, a według naszych obserwacji i wyników bonitacyjnych ciek ten ma odpowiedni charakter dla ryb łososiowatych przynajmniej na 3-kilometrowym odcinku (Trzebiatowski i in. 1986). Zatem 12% przeżycie ryb w 300-metrowym odcinku tego cieku należy uznać za bardzo dobre. Ryby z cieku Pniewa znacznie różniły się długością i masą od pozostałych ryb, chociaż ryby w Sitnej i Pokrętnej również uzyskały odpowiednie w tym wieku wartości badanych parametrów. Różnice mogły być spowodowane dostępnością pokarmową cieku i bogatszą fauną makrobezkręgową, stanowiącą po-

22

Robert Czerniawski, Józef Domagała, Małgorzata Pilecka-Rapacz

karm ryb. Poza tym ryby z Pniewy podchowywane były także na żywych larwach ochotki, która w naturalnych warunkach jest składnikiem fauny bezkręgowej cieków. Być może ryby przyzwyczajone do tego typu pokarmu jeszcze w warunkach sztucznych lepiej radziły sobie z jego odnajdywaniem w warunkach naturalnych. Jako trzeci powód tych różnic można wskazać dłuższy okres podchowu ryb, co sugeruje, że dłuższy podchów, a tym samym osiągniecie większych rozmiarów, wpływa na lepsze rezultaty po zarybieniu. Z danych piśmiennictwa wynika, iż wsiedlenie do cieków podchowanego na suchej paszy materiału zarybieniowego pozwala na zwiększenie przeżywalności troci w pierwszym roku życia maksymalnie nawet do 45% (Chełkowski 1990; Trzebiatowski, Domagała 1991, 1992), choć zazwyczaj przypadków wartości te są znacznie niższe. Natomiast przeżycie troci od wsiedlenia wylęgu podchowanego do okresu smoltyzacji może się zawierać w zakresie tylko 9–11% (Chełkowski 1993; Domagała 1998). Niską, 9% przeżywalność zanotowali również Cunjak i Therrien (1998) u zimowego narybku dzikich form łososia atlantyckiego. Zdecydowanie gorsze wyniki uzyskiwane są przez zarybienie wylęgiem niepodchowanym. Śmiertelność jednorocznej troci wyrosłej z wsiedlonego do niewielkich cieków wylęgu żerującego może wynosić aż 99% (Chełkowski, Chełkowska 1981), na co może wpływać nieumiejętność pobierania pokarmu lub mała ruchliwość i stosunkowo duży ciężar, niepozwalający na opieranie się prądowi wody w cieku i na szukanie kryjówek (Trzebiatowski, Domagała 1991). Przeżywalność oraz wzrost mogą być także limitowane obecnością ryb drapieżnych (Kennedy, Strange 1986). W niektórych przypadkach drapieżniki mogą być powodem ponad 90% śmiertelności nawet podchowanego narybku (Kelly-Quin, Bracken 1989). Zaznaczyć należy, że podczas odłowów ryb odzyskiwano także drapieżniki. W niniejszej pracy wyniki przeżywalności i wzrostu ryb, mających w okresie podchowu kontakt z żywym pokarmem, generalnie okazały się bardzo dobre. Niektórzy autorzy badając zależności pomiędzy rybami chowanymi w sztucznych, całkowicie naturalnych czy półnaturalnych warunkach sugerują, że jak najbardziej zbliżone do naturalnego obchodzenie się z rybami oddziałuje dodatnio na ich zachowanie behawioralne w ciekach (Mckeown, Bates 2003). Żywy, poruszający się pokarm zapewne miał wpływ na rozwój u ryb instynktu łowieckiego, decydującego często o przeżyciu danego osobnika w ciekach, i względnie najlepsze przygotowanie do życia w warunkach naturalnych.

Wstępne wyniki badań...

23

Pomimo przeciwności, jakie wiążą się głównie ze zdobyciem żywego, słodkowodnego zooplanktonu w okresie zimowym, warto jest stosować taki rodzaj pokarmu we wstępnym podchowie ryb łososiowatych. Chociaż podstawowym składnikiem diety młodych ryb łososiowatych w warunkach naturalnych są bezkręgowce bentosowe (Amundsen, Gabler 2008), to niektórzy autorzy podają, że również zooplankton jest pokarmem chętnie pobieranym przez te ryby, które w porównaniu z rybami karmionymi paszą uzyskują optymalną do zarybień długość i masę (Czerniawski, Czerniejewski 2007). Szlauer (1976) karmiąc narybek troci zooplanktonem stwierdziła, że ryby intensywnie żerowały przez cały okres trwania doświadczenia, zjadały zimnolubne Cyclops vicinus i Cyclops kolensis. Haugen i Rygg (1996) podają, iż dorosłe i juwenilne formy troci jeziorowej oraz łososia atlantyckiego zamieszkujące pelagial zimnych jezior odżywiały się dużymi wioślarkami. Podobnie twierdzą Winfield i in. (2002). Langeland i Nost (1995) uznają nawet ryby łososiowate żyjące powszechnie w jeziorach skandynawskich za względnie planktonożerne. Ponadto Nilssen i Waervagen (2002) podają, że w wielu jeziorach skandynawskich, które zarybia się wylęgiem troci, ważna jest dostępność pokarmowa w postaci zooplanktonu lub innych bezkręgowców. Wyniki badań niniejszej pracy pozwalają wstępnie wnioskować, iż rodzaj pokarmu podawany wylęgowi ryb podczas podchowu ma prawdopodobnie wpływ na jego dalsze przeżycie i wzrost w warunkach naturalnych. Przypuszczenie takie może zatem stanowić asumpt do dalszych, rozwiniętych doświadczeń porównawczych z użyciem ryb podchowywanych na żywym oraz sztucznym pokarmie, wsiedlonych razem do jednego cieku.

24

Robert Czerniawski, Józef Domagała, Małgorzata Pilecka-Rapacz Trocie z PokrĊtnej Weight [g] = -28,26 + 3,9831 * Length [mm] correlation: r = 0,98806, p< 0,05 20 10

Masa [g]

0 30 28 26 24 22 20 18 16 14 12 10 8 6 4

8

9

10

11

12

13

DáugoĞü [mm]

14 0

10

20

95% przedziaá ufnoĞci

Rys. 1. Wykres zależności pomiędzy długością kaudalną a masą ryb odłowionych z cieku Pokrętna Fig. 1. The relationship between fork length and weight of fish from stream Pokrętna

Trocie z Pniewy Weight [g] = -50,31 + 6,0379 * Length [mm] correlation: r = 0,97906, p < 0,05 20 10 0 70 60

Masa [g]

50 40 30 20 10 0 -10 6

8

10

12

14

DáugoĞü [mm]

16

18

20 0

10

20

95% przedziaá ufnoĞci

Rys. 2. Wykres zależności pomiędzy długością kaudalną a masą ryb odłowionych z cieku Pniewa Fig. 2. The relationship between fork length and weight of fish from stream Pniewa

25

Wstępne wyniki badań... Trocie z Sitnej Weight [g] = 0,24791 + 0,92296 * Length [mm] correlation: r = 0,99287, p < 0,05 8 4 0 14 13

Masa [g]

12 11 10 9 8 7

7

8

9

10

11

12

13

14

15 0

4

8

95% przedziaá ufnoĞci

DáugoĞü [mm]

Rys. 3. Wykres zależności pomiędzy długością kaudalną a masą ryb odłowionych z cieku Sitna Fig. 3. The relationship between fork length and weight of fish from stream Sitna

Tabela 1. Wyniki uzyskane przed i po odłowieniu ryb z cieków. WP – wariant podchowu wylęgu, pochodzenie narybku: Z – na pokarmie żywym, zooplanktonie, Z/Ch – na zooplanktonie i od 21.06. na ochotce (Chironomidae larva); N – liczba ryb, W – średnia masa ryb, S – przeżywalność ryb, L – długość ryb, F – współczynnik kondycji – Fultona odłowionych ryb Table 1. Results achieved in stocking day and after fish capture from the wild. WP – reared group; A – zooplankton-fed group only; Z/Ch – zooplanktonfed group, however from 21 July chironomid-fed group; N – amount of fish; W – mean weight; S – survival rate; F – condition factor Wsiedlanie narybku Ciek

W

Date

N [ind.]

W [g]

Odłów ryb Date

S [%]

N [ind.]

L [mm]

W [g]

F

Sitna

Z

6.06.07

500

0,5482

4.10.07

58,6

293

10,48

16,9

1,47

Pokrętna

Z

6.06.07

500

0,5482

22.10.07

12,0

59

11,1

16,1

1,12

Z/Ch

21.07.07

150

1,4531

9.10.07

52,0

78

13,39

30,5

1,27

Pniewa

26

Robert Czerniawski, Józef Domagała, Małgorzata Pilecka-Rapacz

BIBLIOGRAFIA Amundsen P.A., Gabler H.M., 2008: Food consumption and growth of Atlantic salmon parr in subarctic rivers: empirical support for food limitation and competition. J. Fish Biol., 73, s. 250–261. Bartel R., 2001: Return of salmon back to Polish waters. Ecohydrology and Hydrobiology, 1, 3, s. 337–392. Brett J.R., 1971: Satiation time, appetite and maximum food intake of sockeye salmon (Oncorhynchus nerka). J. Fish. Res. Bd. Can., 28, s. 409–415. Chełkowski Z., 1990: Biological characteristics of one – year – old sea trout Salmo trutta L. grown fry released into the stream Osówka. Acta Ichtyologica et Piscatoria, XX(1), s. 45–58. Chełkowski Z., 1993: Spływanie smoltów troci wędrownej wyrosłej z narybku w potoku Osówka. Zesz. Nauk. AR Szczecin. Ryb. Morsk., 20, s. 156. Chełkowski Z., Chełkowska D., 1981: Stopień przeżycia młodzieży troci (Salmo trutta L.) od wsiedlenia wylęgu do smoltyzacji w zlewni Mołstowej. Streszczenia doniesień sesji naukowej. „Główne kierunki badań Wydziału Rybactwa Morskiego i Technologii Żywności w latach 1970–1980”. Szczecin, maj 1981, s. 105–107. Cunjak R.A., Therrien J., 1998: Inter – stage survival of wild juvenile Atlantic salmon, Salmo salar L. Fisheries Managament and Ecology, 5(3), s. 209–229. Czerniawski R., Czerniawski P., 2007: Rearing sea trout (Salmo trutta L., 1758) fry for stocking fed on zooplankton caught in the outlets of natural and artificial bodies of water. Acta Sci. Pol. Pisc., 6, s. 15–30. Domagała J., 1998: Zwiększenie przeżycia troci (Salmo trutta) w słodkowodnym okresie życia metodą biomanipulacji. Materiały I Konferencji „Stan środowiska przyrodniczego Pomorza w badaniach WNP z 16.12.1996. Szczecin. Domagała J., Bartel R., 1997: Przeżycie i wzrost podchowanego i żerującego wylęgu łososia wypuszczanego do małych cieków. Kom. Ryb., 1, s. 34–38. Domagała J., Bartel R., 1999: Summer fry – smolt survival of Salmon (Salmo salar) stocked into River Gowienica. 87-th Stattor Meeting ICES, Stockholm, Sweden ICES, CM 1999/ W: 02: 1–4, Heath of Walfare Cultivated Aquatic Animals. Fulton T.W., 1904: The rate of growth of fishes. Fisheries Bard of Scotland Annual Report, 22, s. 141–241. Goryczko K., 1979: Kwiecień w gospodarstwie pstrągowym. Gosp. Ryb. 3, s. 16–19. Goryczko K., 2001: Pstrągi. Chów i hodowla. Poradnik hodowcy. IRŚ, Olsztyn.

Wstępne wyniki badań...

27

Grudniewska J., Dobosz S., Goryczko K., 2007: Podchów larw lipienia europejskiego (Thymallus thymallus L.) przeprowadzony w Zakładzie Hodowli Ryb Łososiowatych w Rutkach. Rocz. Nauk. PZW, 20, s. 127–136. Haugen T.O., Rygg T.A., 1996: Food and habitat segregation in sympatric grayling and brown trout. J. Fish Biol., 49, s. 301–318. Kamler E., 2007: Czy jakość młodocianych osobników ryb karpiowatych w warunkach kontrolowanych zależy od pokarmu?. Przegląd najnowszych prac Zakładu Rybactwa Stawowego. Kom. Ryb., 6, s. 9–12. Kelly-Quinn M., Bracken J.J., 1989: Survival of stocked hatchery – reared brown trout, Salmo trutta L., fry in relation to the carrying capacity of a trout nursery stream. Aqua. Res., 20(2), s. 211–226. Kennedy G.J.A., Strange C.D., 1986: The effects of intra – and inter – specific competition on the survival and growth of stocked juvenile Atlantic salmon, Salmo salar L., and resident trout, Salmo trutta L., in an upland stream. J. Fish Biol., 28(4), s. 479–489. Kibria G., Nugegoda D., Fairclough R., Lam P., Bradley A., 1999: Utilization of wastewater-grown zooplankton: Nutritional quality of zooplankton and performance of silver perch Bidyanus bidyanus (Mitchell 1838) (Teraponidae) fed on wastewatergrown zooplankton. Aqua. Nutr., 5(4), 1, s. 221–227. Langeland A., Nost T., 1995: Gill raker structure and selective predation on zooplankton by particulate feeding fish. J. Fish Biol., 47, s. 719–732. Łuczyński M.J., 1992: Podchów wylęgu szczupaka żywionego paszą sztuczną. Komunikaty Rybackie, 3, s. 9–10. Mckeown B.A., Bates D.J., 2003: Growth in stream – stocked juvenile hatchery – reared coastal cutthroat trout (Oncorhynchus clarki clarki) and the implications for wild populations. Congres Salmonid Smoltification. International Workshop No6, Westport, Irlande (03.09.2001), 222(1–4), s. 215–228. Munilla-Moran R., Stark J.R., Barbout A., 1990: The role of exogenous enzymes in digestion in cultured turbot larvae (Scophthalamus maximus L.). Aquaculture, 88, s. 337–350. Nilssen J.P., Waervagen S.B., 2002: Intensive fish predation: an obstacle to biological recovery following liming of acidified lakes?. J. Aqua. Eco. Stress Rec., 9, s. 73–84. Poczyczyński P., 1996a: Żywienie larw ryb – podstawy energetyczne II. Procesy trawienne larw ryb. Kom. Ryb., 3, s. 7–8. Poczyczyński P., 1996b: Żywienie larw ryb – podstawy teoretyczne I. Pasze sztuczne w żywieniu larwy. Kom. Ryb., 4, s. 19–20.

28

Robert Czerniawski, Józef Domagała, Małgorzata Pilecka-Rapacz

Raczyński M., Czerniejewski P., Czerniawski R., 2005: Możliwości wykorzystania cieków zlewni jeziora Adamowo do podchowu ryb łososiowatych przeznaczonych do zarybień wód Drawieńskiego Parku Narodowego. Kom. Ryb., 6, s. 15–21. Szlauer B., 1976: Próba karmienia narybku troci i pstrąga tęczowego zimowym zooplanktonem jeziornym. Gosp. Ryb., 9, s. 21. Szlauer L., Winnicki A., 1980: Propozycja wykorzystania zimowego zooplanktonu do podchowu narybku troci. Gosp. Ryb., 12, s. 9–10. Tschaplinski P.J., Hartman G.F., 1983: Winter distribution of juvenile coho salmon (Oncorhynchus kisutsch) before and after logging in Carnation Creek, British Columbia, and some implications for overwinter survival. Can. J. Fish. Aqua. Sc., 40(4), s. 452–481. Trzebiatowski R., Chełkowski Z., Filipiak J., Chełkowska B., Domagała J., Lubieniecka I., Jarczak A., Klasa B., 1986: Inwentaryzacja dorzecza Drawy. Opracowanie wykonane na podstawie umowy nr 677/86 z dnia 1986.03.01. zawartej pomiędzy Urzędem Wojewódzkim – Wydziałem Ochrony Środowiska Gospodarki Wodnej i Geologii w Gorzowie a Akademią Rolniczą w Szczecinie. I etap badań. Wydawnictwo Akademii Rolniczej w Szczecinie, Szczecin. Trzebiatowski R., Chełkowski Z., Filipiak J., Chełkowska B., Ciupiński M., Lubieniecka I., Klasa B., 1987: Bonitacja zlewni Dolnej Drawy. Opracowanie wykonane na podstawie umowy nr 677/86 z dnia 1986.03.01. zawartej pomiędzy Urzędem Wojewódzkim – Wydziałem Ochrony Środowiska Gospodarki Wodnej i Geologii w Gorzowie a Akademią Rolniczą w Szczecinie. II etap badań. Wydawnictwo Akademii Rolniczej w Szczecinie, Szczecin. Trzebiatowski R., Domagała J., 1991: Zarybianie małych cieków wylęgiem podchowanym troci (Salmo trutta L.) – sposobem na zwiększenie efektywności zarybiania. Materiały sesji naukowej „XL Lat Wydziału Rybactwa Morskiego i Technologii Żywności. Szczecin, 20–22 września 1991. AR, Szczecin, s. 67–68. Trzebiatowski R., Domagała J., 1992: Możliwości zwiększenia efektywności zarybiania cieków wylęgiem troci (Salmo trutta L.). Zesz. Nauk. AR Wroc., 37 (218), s. 41–44. Winfield I.J., Bean C.W., Hewitt D.P., 2002: The relationship between spatial distribution and diet of Arctic charr, Salvelinus alpinus, in Loch Ness, U.K. Environ. Biol. Fish., 64 (1–3), s. 63–73. Yurkowski M., Tabachek J.L.,1979: Proximate and amino acid composition of some natural fish foods. W: Proceedings of the World Symposium on Finfish Nutrition and Fish Feed Technology, Hamburg 20–23 June 1978 (Halver, J.E. & Tiews, K., eds.), Vol. II. Heenemann, Hamburg, s. 435–448.

Wstępne wyniki badań...

29

THE EFFECT OF FEEDING SEA TROUT (SALMO TRUTTA M. TRUTTA L., 1758) HATCH WITH ALIVE ZOOPLANKTON AND CHIRONOMIDS (CHIRONOMIDAE) LARVAE ON ITS SURVIVAL AND GROWTH IN WATERCOURSES – PRELIMINARY RESULTS Summary The survivability and growth of trout released to watercourses after the initial period of growth in artificial conditions and fed on living zooplankton and Chironomidae larvae were studied. The expectation was that after release to watercourses the fish would achieve satisfactory survivability and growth parameters. As expected, the parameters were very good; survivability reached over 50%, the body lengths and masses were appropriate for the fish age. The highest body length and mass were noted in the fish that had earlier contact with living larvae of Chironomidae. The results support the supposition that the type of food given in the initial period of growth influences the survivability and development of fish released into the watercourses. Translated by Robert Czerniawski

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

PRZEMYSŁAW CZERNIEJEWSKI Zachodniopomorski Uniwersytet Technologiczny

ZALEŻNOŚĆ POMIĘDZY SZEROKOŚCIĄ KARAPAKSU A MASĄ I KONDYCJĄ POPULACJI KRABIKA AMERYKAŃSKIEGO, RHITHROPANOPEUS HARRISII TRIDENTATUS (MAITLAND, 1874) W ESTUARIUM ODRY Width-weight relationship and condition in mud crab, Rhithropanopeus harrisii tridentatus (Maitland, 1874) population in the Odra estuary

Słowa kluczowe: kondycja, zależność pomiędzy szerokością karapaksu a masą jednostkową, krabik amerykański, estuarium Odry Key words: condition, the carapace width-weight relationship, mud crab, the Odra estuary

1. Wstęp Polskie wody zasiedla wiele gatunków zwierząt, które wskutek naturalnej migracji lub działalności człowieka przedostały się niepostrzeżenie i zasiedliły biocenozy lądowe oraz wodne. Najwięcej allochtonicznych gatunków zwierząt występuje w wodach estuariowych. Przykładowo, jak podaje Jażdżewski i in. (2005), wśród 56 gatunków skorupiaków wyższych (Malacostraca) blisko 20% stanowią gatunki obce (11 gatunków). W estuarium Odry występuje 20 allochtonicznych gatunków skorupiaków, a wśród nich również notuje się sporadycznie pojedyncze osobniki krabika amerykańskiego (Rhithropanapeus harrisi) (Gruszka 1999). Pierwsze dane na temat wybranych cech populacyjnych i biologicznych oraz składu diety przedstawili Czerniejewski i Rybczyk (2008), jednakże dotych-

32

Przemysław Czerniejewski

czas nie określono kondycji tego skorupiaka, która jest jedną z ważniejszych charakterystyk populacyjnych skorupiaków (Romaire i in. 1977; Olmi, Bishop 1983; Atar, Sucer 2002). Celem niniejszej pracy było oszacowanie parametrów zależności pomiędzy szerokością karapaksu i masą jednostkową krabika amerykańskiego oraz ocena wartości współczynników kondycji Fultona i Le Crena. 2. Materiał i metody badań W pierwszej dekadzie września 2007 roku przy użyciu żaków ustawionych w południowej części Zalewu Szczecińskiego (rejon Trzebieży i Stepnicy) oraz w jeziorze Dąbie pozyskano 77 żywych krabików amerykańskich. Odłowione osobniki zważono (W) za pomocą elektronicznej wagi typu Axis 2000B z dokładnością ±0,01 g, określono ich płeć na podstawie struktur odwłoka oraz dokonano pomiaru szerokości karapaksu (Cw). Kraby mierzono elektroniczną suwmiarką (Helios) z dokładnością pomiaru ±0,01 mm. Zależność pomiędzy szerokością karapaksu a masą obliczono za pomocą funkcji (Romaire i in. 1977): W = aCwb, gdzie: W – masa całkowita (g) Cw – szerokość karapaksu (mm) a, b – parametry charakterystyczne dla danego gatunku określone na podstawie danych empirycznych. Ponadto obliczono kondycję krabików, stosując równanie Fultona oraz Le Crena według ogólnie przyjętych wzorów (Atar, Secer 2002; Ewa-oboho, Abby-kalio 2006). Uzyskane wyniki pomiarów opracowano statystycznie, obliczając: średnią, odchylenie standardowe oraz poddano analizie regresji, określając współczynnik korelacji i determinacji, jak również przeprowadzono porównawczą analizę statystyczną za pomocą testu U Manna-Witneya (Sokal, Rohlf 1998) w programie Statistica Pl.

33

Zależność pomiędzy szerokością karapaksu...

3. Wyniki Krabiki amerykańskie z estuarium Odry charakteryzowały się zakresem masy jednostkowej od 0,40 do 5,10 g, przy średniej 2,36 g. Największą rozpiętość tego parametru i średnią stwierdzono u samców (tabela 1). Szerokość karapaksu badanych krabików mieściła się w zakresie od 7,69 do 22,86 mm dla całej populacji ze średnią 17,30 mm. Największą średnią szerokość zanotowano u samców – 17,63 mm w zakresie od 7,69 do 22,86 mm, natomiast samice charakteryzowały się mniejszym zakresem tego parametru oraz mniejszą średnią (tabela 1). Tabela 1. Średnia masa i szerokość karapaksu krabików amerykańskich Table 1. Mean weight and carapace width in mud crab Masa jednostkowa (g)

Płeć Samice Samce Razem *

Szerokość karapaksu (mm)

zakres

średnia ±SD

zakres

średnia ±SD

0,46–3,78

1,76* ±0,71

11,23–22,77

16,34 ±2,60

7,69–22,86 7,69–22,86

17,63 ±4,06 17,30 ±3,77

0,40–5,10 0,40–5,10

*

2,69 ±1,22 2,36 ±1,09

Różnice między samicami i samcami istotne statystycznie.

60

50

Samice Samce

[%]

40

30

20 10

0 6.00-8.00

8.01-10.00

10.01-12.00

12.01-14.00 14.01-16.00

16.01-18.00 18.01-20.00

Klasy szerokoĞci karapaksu (mm)

Rys. 1. Struktura szerokości karapaksu krabików amerykańskich z estuarium Odry Fig. 1. Carpace width distribution of the mund crag in the Odra estuary

34

Przemysław Czerniejewski

Struktura szerokości karapaksu i płci krabików amerykańskich zawiera 7 klas, przy czym aż 54,55% osobników tego gatunku stwierdzono w klasie 18,01–20,00 mm (rys. 1). Najwięcej samic – 14 sztuk zanotowano w klasie 16,01–18,00 mm, natomiast samce były najliczniejsze w klasie od 18,01 do 20 mm (41 sztuk). Analiza regresji szerokości karapaksu i masy jednostkowej (CW-W) przedstawia się równaniem W = 0,0032CW2,282 (R = 0,918), natomiast po podziale na płeć krzywe opisujące tę zależność przedstawiono na rysunku 2. Współczynniki regresji dla samic i samców są istotne statystycznie (przy p < 0,01) i wynoszą odpowiednio R = 0,92 i R = 0,97. Różnice w parametrach funkcji tych zależności wskazują na wolniejszy wzrost masy samic w porównaniu z samcami. 6

Masa jednostkowa (g)

Samice

5

Samce 2,1705

y = 0,0046x 2 R = 0,8526 samce

4 3

2,8777

y = 0,0005x 2 R = 0,9339 samice

2 1 0 0

5

10

15

20

25

szerokoĞc szerokoĞü karapaksu (mm)

Rys. 2. Zależność pomiędzy szerokością karapaksu a masą jednostkową krabika amerykańskiego z estuarium Odry Fig. 2. Carapace width – individual weight relationship in mud crab from the Odra estuary

W tabeli 2 podano wartości współczynników kondycji. Analiza statystyczna wyników wykazała statystycznie istotnie lepszą kondycję samców w porównaniu z samicami, mierzoną zarówno współczynnikiem Fultona jak i Le Crena. Należy przy tym zaznaczyć, iż wartości tego pierwszego współczynnika w poszczególnych klasach szerokości karapaksu nie różnią się istotnie statystycznie (przy p < 0,05), podczas gdy wartości współczynnika Le Crena wykazują wyraźną zmienność i nieznacznie rosną wraz ze wzrostem szerokości karapaksu (rys. 3).

35

Zależność pomiędzy szerokością karapaksu... Tabela 2. Kondycja populacji krabików amerykańskich Table 2. Condition of mud crabs population KF

Płeć Samica Samiec Razem *

KL

zakres

średnia ±SD

zakres

średnia ±SD

3,20–5,79 3,45–5,24 3,20–5,79

3,76 ±0,59 4,27* ±0,40 4,11 ±0,52

18,44–32,87 28,88–41,49 18,44–41,49

27,44* ±3,92 35,22* ±3,11 32,84 ±4,92

*

Różnica między samicami i samcami istotne statystycznie

Wspóáczynniki kondycji

45

Fulton Fultona

40

Le Crena

35

y = 0,151x + 28,247

30 25 20 15 10

y = -0,0186x + 4,3806

5 0 0

5

10

15

20

25

SzerokoĞü karapaksu (mm)

Rys. 3. Zmiany wartości współczynników kondycji krabika amerykańskiego w klasach szerokości karapaksu Fig. 3. Changes of condition coefficients of mud crab in carapace width classes

4. Dyskusja W Zatoce Gdańskiej i estuarium Wisły zakres szerokości karapaksu poławianych krabików wynosił 2,9–26,1 mm dla samic oraz 1,9–19 mm dla samców (Turoboyski 1973; Rychter 1999), przy czym dominowały osobniki w klasach szerokości karapaksu 9,1–18,0 mm (Normant i in. 2004). Mimo iż osobniki z estuarium Odry charakteryzowały się nieco mniejszym zakresem tego parametru, to największy liczebny udział miały krabiki w klasach szerokości karapaksu od 16,01 do 20,00 mm. Prawdopodobnie wynikało to z faktu, iż badane krabiki były łowione przez zawodowych rybaków żakami o stosunkowo dużym boku oczka (7 mm), przez które przechodziły małe osobniki. Według badań Normant i inl. (2004) oraz Roche i Torchina (2007) są to osobniki dojrzałe, gotowe do

36

Przemysław Czerniejewski

rozrodu. Mimo to wśród pozyskanych krabików nie stwierdzono samic noszących jaja. Prawdopodobnie wiązało się to z faktem, iż ten gatunek skorupiaka przystępuje do rozrodu w okresie od czerwca do sierpnia (Turoboyski 1973), a największą ilość samic noszących jaja obserwuje się w czerwcu (Rychter 1999; Normant i in. 2004). Z szerokością karapaksu skorelowana jest również masa jednostkowa krabika amerykańskiego (Turoboyski 1973; Normant i in. 2004). Zależność pomiędzy szerokością karapaksu a masą jednostkową u skorupiaków jest bardzo często używana. Parametry tej zależności są wskaźnikami kondycji tych zwierząt (Ewaoboho, Abby-kalio 2006), ale też umożliwiają określenie masy jednostkowej krabów, mając do dyspozycji szerokość karapaksu osobnika (Atar, Secer 2002). Safran (1992) uważa, że wartość wykładnika potęgi b, jest ważniejszym wskaźnikiem kondycji w porównaniu z cechującym się większą zmiennością parametrem liniowym k. U krabów wartość wykładnika potęgi n waha się w granicach od 2,4 do 3,24 (u Callinectes sapidus, Atar i Secer 2002), około 2,7 wynosi u Heterographsus erythraeus i H. elongatus, a nawet 4,311 u Brachynotus lucasi (Ewa-oboho, Abby-kalio 2006). U krabika amerykańskiego w estuarium Odry zależność tę przedstawia równanie potęgowe y = 0,0032x2,282 dla całej próby, dla samców y = 0,0046x2,1705 i dla samic y = 0,0005x2,8777. W porównaniu z danymi Normant i in. (2004) krabiki amerykańskie z estuarium Odry charakteryzują się mniejszą masą jednostkową przy tej samej szerokości karapaksu. Wartość parametru n dla samic tego gatunku występujących w Martwej Wiśle wynosi 2,79, natomiast dla samców 3,02 (Normant i in. 2004). Należy przy tym podkreślić, iż wyższe usytuowanie krzywej tej zależności świadczy o lepszej kondycji samców w porównaniu z samicami. Jest to zjawisko często obserwowane u skorupiaków. Przykładowo samce kraba Callinectes sapidus charakteryzują się o blisko 10% wyższą wartością współczynnika Fultona w porównaniu z samicami (Atar, Secer 2002). Większa masa samców, przy podobnej szerokości karapaksu w porównaniu z samicami, a co za tym idzie również lepsza kondycja osobników tej pierwszej płci, prawdopodobnie spowodowana jest zróżnicowaniem wielkości i masy szczypiec u obu płci. Przykładowo u samców krabika amerykańskiego masa kleszczy dochodzi do 64,0% masy ciała, podczas gdy u samic tylko do 28,0% (Turoboyski 1973). Zakres masy jednostkowej poławianych w Martwej Wiśle krabików amerykańskich wynosi 0,045–4,299 g (Normant i in. 2004) i nie różni się istotnie od pochodzących z Zalewu Wiślanego (Turoboyski 1973). Stwierdzony zakres tego

Zależność pomiędzy szerokością karapaksu...

37

parametru dla populacji z estuarium Odry jest mniejszy od wyżej cytowanego, co prawdopodobnie wynika z faktu, iż materiał badawczy został pozyskany za pomocą standardowych żaków zalewowych, którymi rybacy poławiają ryby. Pojawienie się większej ilości tych skorupiaków w estuarium Odry w roku 2007 wskazuje na zwiększanie się zasięgu występowania tych zwierząt, a biorąc pod uwagę skład diety tych skorupiaków (Czerniejewski, Rybczyk 2008), w kolejnych latach należy przeprowadzić badania liczebności i biomasy krabików amerykańskich w celu określenia wpływu tego gatunku na środowisko wodne. BIBLIOGRAFIA Atar H.H., Secer S., 2002: Width/length –weight relationships of the Blue crab (Callinectes sabidus Tathburn 1896) population living in Beymelek lagoon lake. Turk. J. Vet. Anim. Sci., 27, s. 443–447. Czerniejewski P., Rybczyk A., 2008: Body weight, morphometry, and diet of the Mud crab, Rhithropanopeus harrisii tridentatus (Maitland, 1874) in the Odra estuary, Poland. Crustaceana, 81 (11), s. 1289–1299. Ewa-oboho I., Abby-kalio N.J., 2006: Theoretical basis of allometric relationships in juvenile Brachyura: data from West African Mangrove Swam crab population. West Africa Journ. Appl. Ecol., 10, s. 35–46. Gruszka P., 1999: The river Odra estuary as a gateway for alien species imigration to the Baltic Sea Basin. Acta Hycrochem. et. Hydrobiol., 27, s. 374–382. Jażdżewski, K., Konopacka A., Grabowski M., 2005: Native and alien malacostracan crustacea along the Polish Baltic Sea coast in the twientieth century. Oceanological and Hydrobiological Studies, 34, Supl. l, s. 176–193. Normant M., Miernik J., Szaniawska A., 2005: Remarks on the morphology and the life cycle of Rhithropanopeus harrisii sbsp. tridentatus (Maitland) from the Dead Vistula river. Oceanological and Hydrobiological Studies, 33 (4), s. 93–102. Olmi E.J., Bishop J.M., 1983: Total Width-Weight Relationships of the Blue Crab Callinectes sapidus Rathbun from the Ashley River, South Carolina. J. Shellfish Res., 3, s. 99. Roche D.G., Torchin M.E., 2007: Established population of the North American Harris mud crab, Rhithropanopeus harrisii (Gould 1841) (Crustacea: Brachyura: Xanthidae) in the Panama Canal. Aquatic Invasions, 2 (3), s. 155–161. Romaire R.P., John S.F., James W.A.J., 1977: Length-Weight Relationships of Two Commercially Important Crayfishes of the Genus Procambarus. Freshwater Crayfish, 3, s. 463–470.

38

Przemysław Czerniejewski

Rychter A., 1999: Energy value and metabolism of the mud crab Rhithropanopeus harrisii tridentatus (Crustacea, Decapoda) in relation to ecological condition. PhD Thesis, Uniwersytet Gdański, Gdynia, s. 1–108. Safran P., 1992: Theoretical analysis of the weight-length relationship in fish juveniles. Mar. Biol., 112, s. 545–551. Sokal R.R., Rohlf F.J., 1998: Biometry: the principles and practice of statistics in biological research. Third Edition. W.H. Freeman and Company, New York. Turoboyski K., 1973: Biology and ecology of the crab Rhithropanopeus harrisii sbsp. tridentatus. Mar. Biol., 23, s. 303–313.

WIDTH-WEIGHT RELATIONSHIP AND CONDITION IN MUD CRAB, RHITHROPANOPEUS HARRISII TRIDENTATUS (MAITLAND, 1874) POPULATION IN THE ODRA ESTUARY Summary In this study, the width-weight relationships by sex, combined with the condition factors, of the Mud crab, Rhithropanopeus harrisii tridentatus (Maitland, 1874) population living in the Odra estuary (Poland) were examined. A total of 77 samples ranging from 7,69 to 22,86 mm in width and weighing between 0,40 and 5,10 g were collected and analyzed. The relationship between carapace width and weight was W = 0,0032CW2,282 with R = 0,918 (Females: W = 0,0005CW2,8777, Males: W = 0,0046CW2,1705). Fulton and Le Cren condition factors were 4,11 and 32,84, respectively for all crabs, 3,76 and 27,44 for females, 4,27 and 35,22 for males. Translated by Przemysław Czerniejewski

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

PRZEMYSŁAW CZERNIEJEWSKI AGNIESZKA RYBCZYK Zachodniopomorski Uniwersytet Technologiczny

WYBRANE CECHY BIOLOGICZNE I MORFOMETRYCZNE SPŁYWAJĄCEGO WĘGORZA EUROPEJSKIEGO (ANGUILLA ANGUILLA L.) ZE ZLEWNI RZEKI MYŚLI Selected Biological and Morphometric Characters of Eel (Anguilla anguilla L.) from The Myśla River Basin

Słowa kluczowe: węgorz, rzeka Myśla, cechy biologiczne i morfometryczne Key words: eel, Myśla river, biologcal and morphometric characteristics

1. Wstęp Węgorz europejski jest jednym z najcenniejszych gatunków ryb poławianych w polskich wodach śródlądowych oraz w Morzu Bałtyckim. Spowodowane jest to jego dużą wartością użytkową i handlową, na którą składają się wysokie walory smakowe i odżywcze, duża wytrzymałość na bodźce mechaniczne (związane z pozyskaniem i przetrzymywaniem tych ryb), a także nieograniczony popyt na runku krajowym i międzynarodowym (Anonymus 1998). W ostatnich latach w Polsce zauważalny jest duży spadek udziału węgorza w odłowach, co przekłada się na obniżenie podaży na rynku. Wynika to przede wszystkim z nieprawidłowej gospodarki tym gatunkiem oraz z zanieczyszczenia środowiska (Zommer 2007; Czerniejewski, Wawrzyniak 2008). Najważniejszym jednak powodem jest zmiana sytuacji ekonomicznej w Polsce i ograniczenie zarybiania węgorzem, związane z bardzo niekorzystnym stosunkiem ceny użytkowej montée (węgorz szklisty)

40

Przemysław Czerniejewski, Agnieszka Rybczyk

do uzyskania z niego przychodów (Wrona 2004). W racjonalnej gospodarce rybackiej tym gatunkiem niezmiernie ważna jest znajomość cech biologicznych i populacyjnych, co skłoniło autorów niniejszej pracy do przeprowadzenia badań, mających na celu określenie niektórych ważniejszych cech biologicznych węgorza poławianego w zlewni rzeki Myśli. 2. Materiał i metody Materiał do badań stanowiło 80 sztuk węgorza europejskiego, łowionego za pomocą żaków w Jeziorze Myśliborskim oraz przestawami węgorzowymi w rzece Myśla, łączącej jeziora: Łubie i Myśliborskie. Połowy prowadzono nocą w okresie od 4 kwietnia do 11 maja 2007 roku. Pozyskane węgorze usypiano w roztworze Propiscin, a następnie dokonywano pomiarów 10 parametrów morfometrycznych oraz pomiaru masy wagą elektroniczną typu Axis, z dokładnością do 0,1 g. Poszczególne cechy mierzalne, określone przy użyciu suwmiarki elektronicznej sprzężonej z komputerem ukazuje rysunek 1 (według Bahnsawy 1989).

X1 X2 X3 X4 X5 X6 X7 X8 X9 X10

Rys. 1. Cechy morfometryczne węgorza Fig. 1. Morphometric characters of ell

– dáugoĞü caákowita – dáugoĞü ciaáa – dáugoĞü gáowy – dystans miĊdzy oczami – szerokoĞü gáowy – dáugoĞü czaszki – pozioma szerokoĞü oka – pionowa szerokoĞü oka – odlegáoĞü przedanalna – odlegáoĞü przedgrzbietowa

41

Wybrane cechy biologiczne...

Otrzymane pomiary opracowano statystycznie za pomocą programu Excel, określając średnią arytmetyczną (X), odchylenie standardowe (S) oraz współczynnik zmienności (V). Ponadto, na podstawie współczynników: Fultona – K (Ritterbusch-Nauwerck 1995) i Le Crena – KL (Szypuła 2002) oraz parametrów zależności pomiędzy długością całkowitą a masą jednostkową (L-W), oceniono kondycję ryb. 3. Wyniki 3.1. Cechy biologiczne

LiczebnoĞü (szt.)

Analizując strukturę długościową badanych węgorzy zaobserwowano znaczny rozstęp w zakresie długości (39,5–91,2 cm). Średnia długość całkowita wyniosła 59,32 cm. Ryby podzielono na 11 klas długości (zakres co 5 cm) (rys. 2). Największą liczbę osobników stwierdzono w klasie długości od 55,1 do 60,00 cm (25 sztuk). Natomiast najmniejszą liczebność miały ryby w klasach: od 35,1 do 40 cm i od 90,1 do 95,00 cm – po 1 sztuk, oraz w klasie od 85,1 do 90 cm – 2 sztuki. 30

25

20

15

10

5

0 35-40

40,1-45 45,1-50

50,1-55 55,1-60 60,1-65 65,1-70 70,1-75 75,1-80

80,1-85 85,1-90 90,1-95 Klasy dáugoĞci (cm)

Rys. 2. Rozkład długości całkowitej węgorza Fig. 2. Total length distribution of eel

42

Przemysław Czerniejewski, Agnieszka Rybczyk

Kondycję ryb oceniano na podstawie współczynników Fultona (K) i Le Crena (KL). Średnia wartość współczynnika Fultona dla próby wyniosła 1,87 – w przedziale wartości od 1,20 do 2,85, natomiast współczynnika Le Crena 0,50 (zakres wartości od 0,32 do 0,77). Opierając się na zmierzonych długościach i masach wykreślono zależność pomiędzy długością a masą. Otrzymana funkcja potęgowa przyjęła następujące parametry: y = 0,0000005x 3,3263; R = 0,9443. 3.2. Cechy morfometryczne

W tabeli 1 przedstawiono wartości względne badanych cech morfometrycznych węgorza. Z uwagi na różnorodność długości oraz masy pozyskanych ryb cechy morfometryczne charakteryzowały się dużym zróżnicowaniem. Świadczą o tym wysokie wartości współczynnika zmienności (V). Spośród 9 analizowanych cech, 4 (x4, x5, x7 i x8) uzyskały wartość współczynnika zmienności > 10%, natomiast tylko w przypadku 3 cech liniowych wartość omawianego współczynnika była niższa od 5%. Odchylenie standardowe dla wszystkich cech mieściło się w granicach od 0,00 do 1,43. Tabela 1. Wartości względne cech morfometrycznych węgorza z Jeziora Myśliborskiego, wyrażone w proc. długości całkowitej. Table 1. Relative (in % total length) morphometric characters of eel from Myśliborskie Lake Cechy

Max.

Min.

Średnia

Odchylenie standardowe (S)

Współczynnik zmienności (V)

X1 X2 X3 X4 X5 X6

100 99,30 15,07 2,99 6,40 13,69

100 92,73 11,01 1,32 3,10 9,48

100 98,24 12,93 2,21 4,67 11,81

0,00 1,08 0,95 0,38 0,75 0,90

0,00 1,10 7,34 16,99 16,12 7,62

X7

1,83

0,64

1,23

0,23

19,03

X8 X9 X10

1,79 48,30 34,53

0,64 37,80 27,09

1,22 43,28 31,17

0,26 1,62 1,43

21,29 3,74 4,60

43

Wybrane cechy biologiczne...

4. Dyskusja Każdego roku, w okresie od listopada do czerwca, z ciepłym Prądem Zatokowym do północnych wybrzeży Afryki oraz południowych i zachodnich wybrzeży Europy przypływa od 20 do 50 tys. ton narybku szklistego węgorza europejskiego Anguilla anguilla. Tak duże różnice w ilości wędrującego narybku powodowane są naturalną zmiennością w rekrutacji populacji, a także pogarszającymi się warunkami środowiska, w którym bytuje. W wyniku naturalnej fluktuacji w rekrutacji gatunku w ostatnich latach odnotowano wyraźny sezonowy spadek ilości migrującego narybku z 50 tys. ton do 15–20 tys. ton rocznie (Robak 2005). Konsekwencją tego jest znaczny wzrost ceny materiału zarybieniowego i zmniejszenie wielkości zarybień wód śródlądowych tym gatunkiem (Zommer 2007), a także odłowów węgorza (Czerniejewski, Wawrzyniak 2008). Większość poławianych osobników tego gatunku w wodach śródlądowych stanowią samice (Bahnsawy 1989; Vollestad, Jonson 1988), mniejsze samce prawdopodobnie zatrzymują się w zatokach morskich (Piątek 1970, Szczerbowski 1993). Średnia długość wysrebrzonych, gotowych do wędrówki na tarliska samic węgorzy wynosi 56,9 cm w jeziorze Esrum (Rasmussen 1952), 64,5 cm w polskich wodach (Piątek 1970), ale może dochodzić do niemal 80,0 cm w zatoce Dog (Bouillon, Haedrich 1985) (tabela 2). Tabela 2. Średnie długości poławianych węgorzy europejskich w różnych wodach Table 2. Mean length of eel from waters Nazwa zbiornika

Średnia długość (cm)

Autor

Jezioro Windermere Jezioro Esrum

60,8 56,9

Frost 1945 Rasmussen 1952

Północne laguny Adriatyku

59,6

Rossi i Colombo 1979

Polskie wody

64,5

Piątek 1970

Zatoka Dog

77,8

Bouillon i Haedrich 1985

Zatoka Holyrood

72,2

Bouillon i Haedrich 1985

Jezioro Jeziorak, 1985

64,3

Bahnsawy 1989

Jezioro Jeziorak, 1986

70,0

Bahnsawy 1989

Zlewnia rzeki Myśli

59,32

Badania własne

44

Przemysław Czerniejewski, Agnieszka Rybczyk

Również w niektórych polskich wodach średnia długość poławianych osobników może dochodzić do ponad 80,0 cm, a zakres długości najczęściej pozyskiwanych węgorzy wynosi 40,0–90,0 cm (Bahnsawy 1989). Pozyskiwanie mniejszych niż 40 cm osobników nie jest praktykowane w racjonalnej gospodarce rybackiej, ponieważ wymiar ochronny dla tego gatunku wynosi 40 cm. Fakt ten pośrednio tłumaczy rozkład i zakres długości ryb pobranych do badań ze zlewni rzeki Myśli, przy czym należy podkreślić, iż średnia długość całkowita jest nieco mniejsza od danych podawanych przez Piątka (1970) i Bahnsawy (1989) dla wód Polski. Z długością ryb skorelowana jest ich masa, co określa się funkcją y = kLn. U węgorza parametr n przyjmuje wartość od 3,0975 do 3,3706 (Bahnsawy 1989), a w zlewni rzeki Myśli wynosi 3,3263. Wśród wartości względnych 10 cech wymierzalnych u węgorza za najbardziej stały parametr liniowy uważa się długość ciała, która wyrażona w procentach długości całkowitej wynosi średnio 98,4 (Pallacio 2008), a u ryb ze zlewni rzeki Myśli 98,24 (zakres 92,73–99,30%). Natomiast największą zmiennością charakteryzowały się cechy opisujące głowę węgorza: pionowa szerokość oka – X8 (V = 21,29%), pozioma szerokość oka – X7 (19,03%), dystans między oczami – X4 (16,99%), szerokość głowy – X5 (16,12%). Wartości te mieszczą się w przedziale podawanym dla tego gatunku (Bogdan 1980, 1982; Bahnsawy 1989; Pallacio 2008). Pozostałe cechy mierzalne według prac Bogdana (1980, 1982), wyrażone w procentach długości całkowitej, kształtują się następująco: X6 dla samców wynosi 11,7–12,6%, dla samic 11,5–12,7%; X9 dla samców wynosi 40,3–43,3%, dla samic 36,9–45,7%; X10 dla samców wynosi 28,6–31,2%, dla samic 24,6–34,7%. W przypadku pomiarów tych parametrów dokonanych na węgorzach ze zlewni rzeki Myśli otrzymano średnie wartości mieszczące się w wyżej wymienionych zakresach, jednakże wyższe w porównaniu z danymi podawanymi przez Pallacio (2008). Niniejsze badania są częścią wstępną prowadzonych obecnie analiz mających na celu określenie oprócz cech biologicznych i populacyjnych również wielkości zasobów węgorza występującego w jeziorach zlewni rzeki Myśli, a także opracowania planu gospodarowania tym gatunkiem na terenie województwa zachodniopomorskiego.

Wybrane cechy biologiczne...

45

BIBLIOGRAFIA Anonymus, 1998: Przełowienie gatunku? Przegl. Ryb., 2, s. 64–65. Bahnsawy M.H., 1989: Variability of the growth of eel (Anguilla anguilla) in relation to the feeding behaviour, gonad development and morphology in Lake Jeziorak, Mazurian Lake District. Praca doktorska. IRS, Olsztyn. Bogdan E., 1980: Zmienność biometryczna węgorza (Anguilla anguilla) w jeziorach polskich. Praca magisterska. AR, Olsztyn. Bogdan E., 1982: Biometria, wzrost i kondycja węgorza (Anguilla anguilla) ze zróżnicowanych ekologicznie zbiorników wodnych. Praca doktorska. IRS, Olsztyn. Bouillon D.R., Haedrich R.L., 1985: Growth of silver eels (Anguilla anguilla) in two areas of Newfunland. J. Northwest Atl. Fish. Sci., G, s. 95–100. Czerniejewski P., Wawrzyniak W., 2008: Dynamika zmian wieloletnich połowów węgorza, Anguilla anguilla w dolnym biegu Odry w latach 1952–2001. Ekol. Pol., Ser. Monografie, s. 150–156. Frost W.E., 1945: The age and growth of eels (Anguilla anguilla) from the Windermere catchment area. J. Anim. Ecol., 14, s. 26–36. Pallacio A., Morphometrics of Anguilla anguilla. http://www.fishbase.org/physiology/ MorphMetSummaryV2.php?picname=Anang_u5.jpg&genusname=Anguilla& speciesname=anguilla&id=35. Piątek M., 1970: Wiek, wzrost i zmiany stosunków wagowych oraz składu chemicznego węgorza w czasie życia w wodach Polski. Acta Ichthyol. Pisc., 1, s. 73–96. Rasmussen G., 1952: Food, growth and production of Anguilla anguila L. in small Danish stream. Rap. Reun. Cons. Int. Explor. Mer., 174, s. 32–40. Ritterbusch-Nauwerck B., 1995: Condition or corpulence, fitness or fatness: a discusion of terms. Arch. Hydrobiol. Spec. Issues Advanc. Limnol., 46, s. 109–112. Robak S., 2005: Węgorz – dlaczego narybek podchowany? I. Uwarunkowania biologiczne. Kom. Ryb., 3, s. 24–27. Rossi R., Colombo G., 1979: Some observations on age, sex, and growth of silver eels (Anguilla anguilla) in North Adriatic Lagoons. Rap. Reun. Cons. Int. Explor. Mer., 174, s. 64–69. Szczerbowski J.A., 1993: Rybactwo śródlądowe. IRS, Olsztyn. Szypuła J., 2002: The length-weight relationship and condition of pike and perch in Lake Miedwie. Acta Ichthyol. Piscat., 32 (1), s. 93–106.

46

Przemysław Czerniejewski, Agnieszka Rybczyk

Vollestad L.A., Jonson B., 1988, A 13-year study of population dynamics d growth of the European eel, Anguilla anguilla in a Norwegian river: evidence for a model for predicting yield. J. Anim. Ecol., 57, s. 983–997. Wrona J., 2004: Co dalej z węgorzem? Przegl. Ryb., 1, s. 42–45. Zommer J., 2007: Założenia restrukturyzacji zasobów węgorza w polskich jeziorach, rzekach i zalewach przymorskich jako propozycja planu zrównoważonej gospodarki tymi zasobami. W: Rybackie perspektywy pobrzeża południowego Bałtyku, t. II. Rybactwo śródlądowe Pomorza Zachodniego w świetle nowych przepisów polityki wspólnotowej. Szczecin, s. 95–102.

SELECTED BIOLOGICAL AND MORPHOMETRIC CHARACTERS OF EEL (ANGUILLA ANGUILLA L.) FROM THE MYŚLA RIVER BASIN Summary In 2007 selected biological and morphometric characters of eel from the Myśla river basin were analysed. Variability of total length, condition and 10 morphometric parametrs were caried out on 80 eels. Mean total length was 59,32 cm (range 39,5–91,2 cm). The higher number of eels was observed in range from 55,1 to 60,0 cm. Mean Fulton’s condition was 1,87, and Le C’s factor was 0,50. Out of a total of 10 linear parameters, showed high coefficients of variation in head’s measurement. Translated by Przemysław Czerniejewski

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

ANNA KALITKIEWICZ EWA KĘPCZYŃSKA Uniwersytet Szczeciński

AKTYWACJA SZLAKU FENOLI U POMIDORA (LYCOPERSICON ESCULENTUM MILL.) Z WYKORZYSTANIEM PSEUDOMONAS PUTIDA UW4 Activation of phenol pathway in tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) using Pseudomonas putida UW4

Słowa kluczowe: stymulacja wzrostu roślin, ryzobakterie, odporność systemiczna, indukcja fenylopropanoidów, ekspresja genów Key words: plant growth promoting, rhizobacteria, systemic resistance, phenylpropanoid, induction gene exspression

1. Wstęp PGPR są wolno żyjącymi bakteriami bytującymi na powierzchni korzeni roślinnych lub w strefie przykorzeniowej, korzystającymi z uwalnianych przez roślinę składników odżywczych. Bakterie te stymulują wzrost w dwojaki sposób – bezpośredni i pośredni (tabela 1) (Glick 1995; Hontzeas i in. 2006; Li i in. 2000; Kalitkiewicz, Kępczyńska 2008).

48

Anna Kalitkiewicz, Ewa Kępczyńska

Tabela 1. Stymulacja wzrostu roślin przez PGPR Table 1. Plant’s growth stimulation by PGPR DZIAŁANIE BEZPOŚREDNIE

DZIAŁANIE POŚREDNIE

• Produkcja fitohormonów: giberelin, auksyn, cytokinin • Obniżanie poziomu etylenu w roślinach przez bakteryjną deaminazę ACC • Zwiększenie pobierania związków mineralnych: ułatwianie pobierania azotu, rozpuszczanie związków fosforu, cynku, wiązanie żelaza przez siderofory

• Biologiczne zwalczanie patogenów: konkurencja o miejsce na korzeniu, ograniczenie dostępności żelaza dla patogenów przez wiązanie w siderofory, synteza metabolitów przeciwgrzybowych, produkcja antybiotyków, produkcja enzymów lizujących ściany komórkowe grzybów • Indukowanie odporności systemicznej (ISR)

Bardzo interesujące jest wykorzystanie PGPR do indukcji systemicznej odporności roślin (ISR) na patogeny. Aktualnie dobrze udokumentowano indukcję tej odporności u co najmniej 15 gatunków roślin (Van Loon, Bakker 2006). Polega ona między innymi na uruchamianiu w roślinach szlaku biosyntezy związków fenolowych, które często zaliczane są do wtórnych metabolitów. Różnią się one strukturą, ale wszystkie posiadają pierścień aromatyczny. Spośród nich fenylopropanoidy (flawonoidy, izoflawonoidy, stilbeny, monolignole i lignany) charakteryzują się szczególną aktywnością przeciwko mikroorganizmom chorobotwórczym (Dixon 2001). Kluczowym enzymem w szlaku biosyntezy fenylopropanoidów jest amoniakoliaza fenyloalaninowa (E.C.4.3.1.5., PAL) (rys. 1). flawonoidy

PAL

CHS

C4H

ligniny

kwas cynamonowy

L-fenyloalanina

p-kumarat

kwas chlorogenowy

? BA2H kwas salicylowy

kwas benzoesowy

Rys. 1. Szlak biosyntezy fenylopropanoidów. PAL – amoniakoliaza fenyloalaniny, C4H – 4-hydroksylaza kwasu cynamonowego, CHS – synteza chalkonu, BA2H – 2-hydroksylaza kwasu benzoesowego Fig. 1. Biosynthesis of phenylpropanoids pathway. PAL – phenylalanine ammonia-lyase, C4H – cinnamate 4-hydroxylase, CHS – chalcone synthase, BA2H – benzoil acid 2-hydroxylase

Aktywacja szlaku fenoli...

49

Celem pracy było sprawdzenie, czy niepatogeniczne dla roślin bakterie Pseudomonas putida UW4 wykazują zdolność do aktywacji biosyntezy związków fenolowych u pomidora oraz czy mają wpływ na ekspresję genu PAL w siewkach wyrosłych z nasion inokulowanych zawiesiną tych bakterii. 2. Materiały i metody 2.1. Mikroorganizmy i materiał roślinny

Do badań użyto szczepu Pseudomonas putida UW4 otrzymanego z Departamentu Biologii (Waterloo, Kanada), pierwotnie wyizolowanego z ryzosfery trzciny (Glick i in. 1995). Bakterie hodowano na pożywce TBS (Tryptic Soy Broth) w inkubatorze z wytrząsaniem w stałej temperaturze wynoszącej 28ºC do osiągnięcia OD600 0,6 nm (Spektrofotometr UV-VIS, Shimadzu). Następnie bakterie odwirowywano (8000 x g/ 4ºC/ 10 min) i zawieszano w pożywce DF (Dworkin i Foster) z dodatkiem 3 mM ACC, który stanowił jedyne źródło azotu. Po 24 h bakterie ponownie odwirowano i zawieszono w 5 ml 10 mM MgSO4. Materiał roślinny stanowiły nasiona oraz 14-dniowe siewki pomidora (Lycopersicon esculentum Mill.) odmiany BETA (Polan Sp. z o.o., Kraków). Jest to polowa odmiana pomidora, którą cechuje mała wrażliwość na niekorzystne warunki atmosferyczne i stosunkowo niska odporność na patogeny. 2.2. Inokulacja bakteriami

Do inokulacji nasion oraz mieszanki „glebowej” (sterylny perlit, wermikulit i piasek w proporcjach 1 : 1 : 1) przygotowano zawiesinę komórek bakteryjnych w 10 mM MgSO4 o OD600 wynoszącym 1,2 nm ± 0,05 nm. Przygotowano dwie kontrole: kontrolę wodną (nasiona moczone przez godzinę w wodzie) i kontrolę z 10 mM MgSO4 (nasiona moczone przez godzinę w 10 mM MgSO4). Bakterie zastosowano w dwojaki sposób: nasiona moczono przez godzinę w zawiesinie bakterii oraz mieszano z „glebą” w proporcjach 12 ml zawiesiny na 100 g mieszanki glebowej. Dodatkowo do sprawdzania aktywności genów przygotowano partię nasion, które umieszczono na szalkach z bibułą nasączoną 1 ml H2O. Szalki przechowywano w ciemności przez 4 doby, po tym czasie do szalek dodawano po 1 ml H2O lub 10 mM MgSO4 lub zawiesiny bakterii i pozostawiono na świetle. Po 24 h izolowano RNA z hipokotyli i całych siewek.

50

Anna Kalitkiewicz, Ewa Kępczyńska

2.3. Analiza zawartości związków fenolowych mtodą HPLC

Analizę zawartości związków fenolowych przeprowadzono metodą wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC) na kolumnie Phenomenex GE-MINI C18 przy długości fali 280 nm. Wcześniej przygotowano standardy związków fenolowych w 100% metanolu i analizowano za pomocą oprogramowania ChemStation LC Rev. (Agilent Technologies). 100 mg tkanki roślinnej homogenizowano z 500 μl 100% metanolu i mieszano w wytrząsarce przy 100 rpm przez 2 godziny. 400 μl ekstraktu pobrano do probówki i mieszano z 400 μl 4N HCl. Ekstrakt inkubowano w bloku grzejnym w temperaturze 50°C przez 45 min. Następnie dodano 400 μl 100% metanolu i ekstrakt odwirowano (10 000 x g/10 min). Supernatant przeniesiono do nowej probówki i ponownie zwirowano, a następnie przefiltrowano przez filtry 0,22 μl, umieszczono w 1 ml probówkach do HPLC i oznaczono na zawartość kwasów fenolowych i flawonoidów. 2.4. Analiza ekspresji genu amoniakoliazy fenyloalaniny (PAL)

IZOLACJA RNA TRIZOL+KIT INVITROGEN Ok. 100 mg tkanki

0,5 ug RNA

cDNA RT (Roche)

TOM 51gen referencyjny

WydajnoĞü ok. 0,2-0,4 ug/ul

ANALIZA PCR TRAWIENIE DNAzą:

PAL

- Ambion po izolacji

Rys. 2. Metody molekularne zastosowane do analizy ekspresji genu PAL Fig. 2. Molecular methods of PAL gene expresion analysis

Do izolacji RNA użyto hipokotyli z 7-dniowych siewek hodowanych w doniczkach oraz hipokotyli i całych siewek z nasion hodowanych na szalkach. Izolację przeprowadzono metodą trizolową (TRIzol® Reagent, Invitrogent)

51

Aktywacja szlaku fenoli...

modyfikowaną, połączoną z kolumienkami wiążącymi RNA (Invitrogen). Do izolacji odważono po ok. 100 mg hipokotyli i całych siewek i zhomogenizowano w ciekłym azocie. Następnie na 100 mg tkanki utartej na proszek dodano 1 ml trizolu i dalej prowadzono zgodnie z protokołem. Tak wyizolowane RNA poddano trawieniu DNazą (Ambion) w celu pozbycia się resztek DNA. Jakość i ilość RNA sprawdzono spektrofotometrycznie przy λ = 260 nm i 280 nm oraz dokonując rozdziału w 1,2% żelu agarozowym. W celu otrzymania cDNA przeprowadzono odwrotną transkrypcję (RT), wykorzystując startery oligo-dT i odwrotną transkryptazę (Roche). Reakcję prowadzono w termocyklerze (Biometra) w 55ºC przez 30 min. Dezaktywacji odwrotnej transkryptazy dokonano poprzez inkubację w 85ºC przez 5 min. Uzyskane cDNA zostało użyte do dalszych analiz. Do analizy ekspresji amoniakoliazy fenyloalaniny (PAL) użyto specyficznych starterów – tabela 2 (Sheoran i in. 2006). Konieczne było zastosowanie cDNA genu referencyjnego TOM 51. Jest to gen, który koduje aktynę, a poziom jego ekspresji jest na stałym poziomie. Tabela 2. Startery użyte do amplifikacji cDNA genów PAL i TOM51 Table 2. Primers used for amplification of cDNA of PAL and TOM51 genes Nazwa genu

Startery

Wielkość produktu

PAL (amoniakoliaza fenyloalaniny)

F 5’- ATTGTGAAACTTGGGGGTGA R 5’- TGCCATAGCAGAACCAACTG

654

TOM 51 (gen kodujący aktynę)

F 5’- CTCGCCACACTGGTGTTATG R 5’- TCAGCAGTGGTGGTGAACAT

502

Sporządzono mieszaninę reakcyjną w objętości 25 μl, zawierającą: cDNA, 1 x bufor reakcyjny, 0,1 mM każdego z dNTP-ów (dATP, dTTP, dCTP, dGTP), 0,2 mM każdego ze starterów, 1 jednostkę Taq DNA polimerazy (Promega). Amplifikację fragmentów cDNA przeprowadzono w termocyklerze (Biometra) w następujących warunkach: 1) denaturacja wstępna w 95ºC przez 5 min, 2) denaturacja właściwa w 95ºC przez 30 s, 30 przyłączanie starterów w 54ºC, 4) wydłużanie łańcucha w 72ºC przez 1 min, 5) wydłużanie końcowe w 72ºC przez 5 min. Etapy od 2 do 4 przeprowadzono w 20 cyklach. Analiza względnej zmiany poziomu ekspresji genu PAL wykonana została po rozdziale elektroforetycznym w 1,5% żelu agarozowym w odniesieniu do poziomu ekspresji genu referencyjnego TOM 51.

52

Anna Kalitkiewicz, Ewa Kępczyńska

3. Wyniki badań 3.1. Zawartość związków fenolowych

Poziom związków fenolowych w siedmiodniowych siewkach kontrolnych wyrosłych z nasion inkubowanch przez 1 godzinę w wodzie lub 10 mM MgS04 był na tym samym poziomie i wynosił średnio około 170 ng/g świeżej masy (rys. 3). Siewki zawierały podobną ilość kwasu kawowego, kwasu salicylowego, naryngeniny i kampferolu. 600

kampferol naryngenina

ng/g ĞwieĪej masy

500

kwercetyna 400

kwas salicylowy rutyna

300

kwas kawowy 200

100

0

H2O

MgSO4

UW-N

UW-G

Rys. 3. Zawartość związków fenolowych w 7-dniowych siewkach pomidora. H2O – kontrola, nasiona traktowane wodą, MgSO4 – kontrola, nasiona traktowane 10 mM MgSO4, UW-N – nasiona traktowane zawiesiną bakterii, UW-G – gleba inokulowana zawiesiną bakterii Fig. 3. Content of phenolic compounds in 7-days old tomato seedling. H2O – control, seed treated with water, MgSO4 – control, seed treated with 10 mM MgSO4, UW-N – seed treated with bacteria suspension, UW-G – soil inoculated bacteria suspension

Inokulacja nasion zawiesiną bakterii bezpośrednio poprzez ich godzinne moczenie lub pośrednio poprzez ich kontakt z zainokulowaną glebą spowodowała wzrost zawartości związków fenolowych w wyrosłych z tych nasion siewkach odpowiednio o około 3 (530 ng/g świeżej masy) i 2 razy (300 ng/g świeżej masy). Największy wzrost poziomu w porównaniu z siewkami kontrolnymi zaobserwowano dla kwasu salicylowego (około 3 razy). W siewkach nasion inkubowanych

53

Aktywacja szlaku fenoli...

w zawiesine bakteryjnej wzrósł znacznie (2 razy) poziom kwasu kawowego. Pojawiły się też związki fenolowe niewystępujące w kontrolach – rutyna i kwertycyna. Zawartość kwertycyny w siewkach pochodzących z nasion moczonych była około 4 razy większa niż w siewkach z nasion wysianych do inokulowanego podłoża. 3.2. Ekspresja genu amoniakoliazy fenyloalaniny (PAL)

Analiza poziomu ekspresji genu PAL nie wykazała istotnych różnic pomiędzy siewkami pochodzącymi z nasion moczonych w wodzie lub MgSO4 a tymi z nasion traktowanych bakteriami (rys. 4). Słabo zauważalne różnice w hipokotylach siewek 1-dniowych kontrolnych i tych wyrosłych z nasion traktowanych bakteriami mogą sugerować indukcję ekspresji genu PAL we wczesnych etapach rozwoju siewek.

B.

A. W

M

N

W

M

N

W

M

N

G

PAL TOM 51 25 S rRNA

hypokotyl

siewka

hypokotyl

Rys. 4. Analiza ekspresji genu PAL. A – siewki hodowane na szalkach i analizowane 24 h po inokulacji, B – siewki hodowane w doniczkach i analizowane 7 dni po inokulacji, W – kontrola wodna, M – kontrola z MgSO4, N – inokulacja nasion, G – inokulacja gleby Fig. 4. PAL gene expression analysis. A – seedings raised on scales and analised 24h after inoculation, B – seedings raised in pots and analised 7 days after inoculation, W – water control, M – control with MgSO4, N – seed inoculation, G – soil inoculation

4. Wnioski Na podstawie przeprowadzonych analiz można stwierdzić, że bakterie Pseudomonas putida UW4 należące do grupy PGPR aktywują szlak fenylopropanoidów i przyczyniają się do wzrostu zawartości wybranych związków fenolowych w siewkach pomidora dwukrotnie w przypadku traktowania zawie-

54

Anna Kalitkiewicz, Ewa Kępczyńska

siną bakteryjną gleby oraz trzykrotnie w przypadku inokulacji nasion. Bakterie te przyczyniają się do indukcji biosyntezy kwasu salicylowego, co może wskazywać na aktywację procesów wywołujących odporność systemiczną, a w szczególności nabytą odporność systemiczną (SAR). Znikoma indukcja ekspresji genu PAL pod wpływem działania bakterii w hypokotylach siewek po 24 h od inokulacji oraz brak indukcji ekspresji w siewkach 7-dniowych wskazuje na niewystępowanie lub niewielką regulację szlaku fenylopropanoidów na poziomie mRNA (ekspresja genu), a raczej na regulację poprzez zmiany aktywności enzymu amoniakoliazy fenyloalaniny oraz na poziomie kolejnych enzymów tego szlaku, np. syntazy chalkonu. W dalszych badaniach konieczne jest przeprowadzenie analiz zmian aktywności enzymu amoniakoliazy fenyloalaniny (PAL) oraz syntazy chalkonu (CHS), a także analiza poziomu ekspresji genu PAL, w szczególności zaś CHS z wykorzystaniem techniki PCR w czasie rzeczywistym (Real-Time PCR), która jest znacznie dokładniejsza od tradycyjnej metody PCR. BIBLIOGRAFIA Dixon R.A., 2001: Natural products and disease resistance. Nature, 411, s. 843–847. Glick B.R., 1995: The enhancement of plant growth by freeliving bacteria. Canadian Journal Microbiology, 41, s. 109–117. Glick B.R., Karaturovýc D., Newell P., 1995: A novel procedure for rapid isolation of plant growth-promoting rhizobacteria. Canadian Journal Microbiology, 41, s. 533–536. Hontzeas N., Hontzeas C.E., Glick B.R., 2006: Reaction mechanisms of the bacterial enzyme 1-aminocyclopropane-1-carboxylate deaminase. Biotechnology Advances, 24, s. 420–426. Kalitkiewicz A., Kępczyńska E., 2008: Wykorzystanie ryzobakterii do stymulacji wzrostu roślin. Biotechnologia, 81, s. 102–114. Li J., Ovakim D.H., Charles T.C., Glick B.R., 2000: An ACC deaminase minus mutant of Enterobacter cloacae UW4 no longer promotes root elongation. Current Microbiology, 41, s. 101–105. Sheoran I.S., Dumonceaux T., Datla R., Sawhney V.K., 2006: Anthocyanin accumulation in the hypocotyl of an ABA-over producing male-sterile tomato (Lycopersicon esculentum) mutant. Physiologia Plantarum, 127, s. 681–689. Van Loon L.C., Bakker P.A.H.M., 2006: Root-associated bacteria including systemic resistance. W: S.S. Gnanamanickam (red.): Plant-associated bacteria. Springer, The Netherlands, s. 269–316.

55

Aktywacja szlaku fenoli... ACTIVATION OF PHENOL PATHWAY IN TOMATO (LYCOPERSICON ESCULENTUM MILL.) USING PSEUDOMONAS PUTIDA UW4 Summary

Free-living bacteria (PGPR) because of plant growth stimulation possibility and activation of anti-pathogens systemic resistance pathways, are being considered as an alternative for artificial fertilizer and pesticides. This review presents the first results of phenols pathways activation by PGPR, and possibility of plants systemic resistance induction. Translated by Ewa Kępczyńska

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

KAROLINA KONOPSKA Uniwersytet Szczeciński

WSTĘPNE WYNIKI BADAŃ FLORY ROŚLIN NACZYNIOWYCH CZĘŚCI MEZOREGIONU RÓWNINA NOWOGARDZKA W PÓŁNOCNO-ZACHODNIEJ POLSCE Vascular plant flora of the Równina Nowogardzka region (NW Poland) – Preliminary results

Słowa kluczowe: rośliny naczyniowe, flora, Równina Nowogardzka Key words: phytogeography, Western Pomerania, protected vascular plants species

1. Wstęp Florę stanowi ogół gatunków roślin na określonym obszarze, w wyznaczonym biotopie czy też w formacji roślinnej. Wraz z roślinnością określającą ogół zbiorowisk roślinnych danego terenu tworzy szatę roślinną będącą składnikiem geosystemu o zmiennym charakterze w czasie i przestrzeni, uzależnioną od wszystkich składników środowiska przyrodniczego oraz wpływu działalności człowieka (Kornaś, Medwecka-Kornaś 2002). Stan poznania flory północno-zachodniej Polski jest niejednorodny i wybiórczo odnosi się do poszczególnych określonych obszarów – głównie rezerwatów przyrody, parków krajobrazowych i parków narodowych. Mezoregion Równina Nowogardzka, będący częścią Pobrzeża Szczecińskiego (Kondracki 2000), jest obszarem, którego zasoby florystyczne opisane są wyrywkowo. Równina Nowogardzka ma charakter typowo rolniczy. Znajduje się tu rezerwat przyrody nieożywionej „Ozy Kiczarowskie” w gminie Stara Dąbrowa, dwa planowane rezer-

58

Karolina Konopska

waty przyrody w gminie Osina: „Krzywicki Mszar” i „Wrzosiec” oraz kolejny – „Obniżenia Rożnowskie” w gminie Maszewo (Borówka 2003; Waloryzacja przyrodnicza... 1998, 2001). W dostępnej literaturze znajdują się opracowania dotyczące zróżnicowania mokradeł Pomorza Zachodniego (Kochanowska, Rygielski 1996), budowy i roślinności torfowisk Pomorza Szczecińskiego (Jasnowski 1962) oraz opracowania roślin rzadkich i chronionych w szacie roślinnej stawów wiejskich na Pomorzu Szczecińskim (Bacieczko 1984), które pośrednio odnoszą się również do opisywanego mezoregionu. Z tego obszaru pochodzą też opracowania i doniesienia florystyczne Ćwiklińskiego (1969, 1974, 1981) i Ciaciury (2005). Badane były niektóre śródpolne zbiorniki wodne (Bosiacka, Pieńkowski 2004). Znane są też opracowania dla niektórych miast tego terenu: Maszewa (Bacieczko, Małycha 2004), Stargardu Szczecińskiego (Banaś i in. 2000). Głównym celem badań przewidzianych na czas kilku sezonów wegetacyjnych jest analiza stosunków fitogeograficznych Równiny Nowogardzkiej poprzez poznanie różnorodności gatunkowej, ze szczególnym uwzględnieniem rozmieszczenia flory naczyniowej gatunków rzadkich i zagrożonych. Niniejsze opracowanie przedstawia wyniki badań prowadzonych w 2008 roku w zachodniej części omawianego mezoregionu. 2. Teren badań Równina Nowogardzka obejmuje głównie obszary wysoczyzn morenowych wznoszących się do wysokości 50–80 m n.p.m. Północną granicę tego regionu stanowi krawędź Pradoliny Pomorskiej, a południowo-zachodnią krawędź doliny Iny. Najmniej wyraźna jest granica wschodnia, oddzielająca Równinę Nowogardzką od Wysoczyzny Łobeskiej i Pojezierza Ińskiego. Obszar wysoczyznowy jest tutaj zajęty głównie przez pole drumlinów nazywane nowogardzkim polem drumlinowym. Na jego powierzchni naliczono ponad 3 tys. regularnie rozmieszczonych drumlinów, zorientowanych ku północy. Na opisywanym obszarze występują też liczne rynny glacjalne i ozy. Rynny glacjalne są wąskie i prostolinijne, osiągają znaczne długości, np. Rynna Maszewska do 25 km. W ich obrębie pojawiają się jeziora rynnowe, z których największe są Jezioro Lechickie i Jezioro Grabowskie. Spotykane tutaj ozy powstały nie tylko wskutek akumulacyjnej działalności wód roztopowych płynących w tunelach i szczelinach pod lądolodem, ale też w wyniku wciskania się do tych szczelin plastycznej gliny zwałowej, dlatego cechują się skomplikowaną budową i zaburzonym układem

Wstępne wyniki badań flory...

59

warstw (Borówka 2003). Teren równiny przecięty jest przez kilka niewielkich rzek (Krąpiel, Gowienica, Sąpólna), jedyną większą rzeką jest Rega. Znajdują się tutaj także kompleksy leśne, przede wszystkim lasy mieszane. Na polach uprawnych dominują gleby bielicowe i płowe. Równina Nowogardzka zbudowana jest przede wszystkim z piasków i żwirów lodowcowych oraz miejscami płatów glin zwałowych występujących wydłużonymi pasmami w okolicy Jenikowa, Mokrego, Nastazina, Maszewa i Maciejewa (Waloryzacja przyrodnicza... 2001). Pod względem pochodzenia rzeźby terenów, procesów rzeźbotwórczych oraz ich struktury i genezy obszar ten należy zaliczyć do form subarealnych, plejstoceńskich, lodowcowych moreny dennej (Kondracki 2000). Dzisiejszy krajobraz uformował się przede wszystkim w okresie ostatnich 16–15 tys. lat, podczas stopniowego wytapiania się lądolodu, a zarazem przesuwania się jego krawędzi ku północy (Borówka 2003). Właśnie z tego okresu zachowały się do dzisiaj liczne nieprzekształcone moreny, żwirowiska i jeziora polodowcowe. Powierzchnia morfologiczna wysoczyzny polodowcowej uległa jedynie niewielkim zmianom związanym z erozyjną działalnością płynących tutaj małych cieków powierzchniowych (Leśniak 2002). Równina Nowogardzka należąca do Regionu Zachodniopomorskiego charakteryzuje się łagodnym klimatem z dość znaczną liczbą dni słonecznych oraz dni bez opadów. Względnie rzadziej pojawiają się również dni przymrozkowe oraz mroźne (Borówka 2003). Specyficzną cechą regionu jest stosunkowo częstsze występowanie dni z pogodą przymrozkową umiarkowanie zimną z niewielkim zachmurzeniem i bez opadu, oraz rzadkie dni z pogodą przymrozkową umiarkowanie zimną z dużym zachmurzeniem nieba i opadem. Notuje się najmniej dni z pogodą przymrozkową umiarkowanie zimną z opadem (10 dni w ciągu roku) oraz mało dni z pogodą umiarkowanie mroźną z opadem (7 dni w ciągu roku) (Woś 1999). Obszar Pomorza Zachodniego odznacza się najdłuższym okresem wegetacyjnym, co sprzyja rozwojowi roślinności. Oprócz regionalnego zróżnicowania warunków klimatycznych obserwuje się także bardzo dużą zmienność mikroklimatyczną, uwarunkowaną przede wszystkim rzeźbą terenu oraz pokryciem obszaru przez szatę roślinną. Cała Równina Nowogardzka jest słabo zalesiona, cechuje się typowym krajobrazem rolniczym (Borówka red. 2003). W sezonie 2008 badaniami terenowymi objęto zachodnią część mezoregionu o powierzchni 100 km2. Obszar ten administracyjnie mieści się w gminie Maszewo.

60

Karolina Konopska

Rys. 1. Równina Nowogardzka na tle mapy mezoregionów fizycznogeograficznych Polski według Kondrackiego (2000). Czarnym kwadratem oznaczono badany obszar Fig. 1. Równina Nowogardzka on background of physico-geographical regions map of Poland according to Kondracki (2000). Studied area was marked black square

3. Metody badań Badania flory naczyniowej opierają się na wszelkich dostępnych danych florystycznych zebranych od początków XIX wieku oraz na obserwacjach terenowych i wykonanych zdjęciach florystycznych. W pracach terenowych korzysta się z dostępnych map (drogowych, turystycznych, leśnych) i zdjęć satelitarnych. W miejscach obserwacji sporządzane są notatki terenowe, a współrzędne geograficzne stanowisk roślin chronionych i rzadkich odczytuje się z GPS. W trakcie badań uwzględniano siedliska słabo przekształcone przez człowieka, takie

Wstępne wyniki badań flory...

61

jak las, łąki i pastwiska, oraz siedliska synantropijne: pola uprawne, nieużytki, przydroża, przychacia, przypłocia, wysypiska śmieci, torowiska i żwirowiska. Do badań zastosowano metodę kartogramu o regularnej sieci kwadratowych pól (o bokach 2,5 km) – ATPOL (Zając, Zając 2001). Zebrane dotychczas okazy roślin oznaczono za pomocą kluczy: Klucz do oznaczania roślin naczyniowych Polski niżowej (Rutkowski 2007), Rośliny polskie, cz. I i II (Szafer i in. 1986) oraz atlasu Exkursionsflora von Deutschland, t. 3 (Rothmaler 2000), a następnie sporządzono zielnik. Nazewnictwo gatunków oparto na opracowaniu Mirka i in. (2002). Florę wstępnie scharakteryzowano pod względem struktury systematycznej (Rutkowski 2007), przynależności do form życiowych Raunkiaera (Zarzycki i in. 2002) i grup geograficzno-historycznych (Kornaś 1968; Chmiel 1993). Status gatunków chronionych wskazano na podstawie Rozporządzenia Ministra Środowiska (DzU z 2004 r., nr 168, poz. 1764). Wykaz rozpoznanych gatunków, w porządku alfabetycznym, zawiera tabela 2. Gatunki chronione zostały wykazane w tabeli 1, a ich rozmieszczenie przedstawia rysunek 2. 4. Wstępne wyniki badań W sezonie wegetacyjnym 2008 roku na zbadanym obszarze zachodniej części Równiny Nowogardzkiej stwierdzono występowanie 474 gatunków roślin naczyniowych, reprezentujących 82 rodziny. Liczebność Dicotyledones wynosiła 380 gatunków, co stanowi 80,16% flory. Najliczniej reprezentowane były rodziny: Asteraceae (64 gatunki), Poaceae (42 gatunki), Fabaceae (31 gatunków), Rosaceae (25 gatunków). Z analizy form życiowych wynika, że najliczniejszą grupą są hemikryptofity – 44,9% i terofity – 21,3%. Zanotowano łącznie 103 gatunki obcego pochodzenia (antropofitów), co stanowi około 22% całej flory. Stwierdzono obecność 19 gatunków objętych ochroną gatunkową: Vinca minor, Hedera helix, Menyanthes trifoliata, Nuphar lutea, Nymphaea alba, Frangula alnus, Aquilegia vulgaris, Galium odoratum, Ribes nigrum, Ornithogalum umbellatum, Convallaria majalis, Polypodium vulgare, Helichrysum arenarium, Hepatica nobilis, Epipactis helleborine, Centaurium erythraea, Carex arenaria, Ononis spinosa, Viburnum opulus. 5 gatunków objętych jest ochroną ścisłą, pozostałe 14 gatunków ochroną częściową (DzU z 2004 r., nr 168, poz. 1764).

62

Karolina Konopska

Tabela 1. Lista gatunków roślin chronionych stwierdzonych na zbadanym obszarze w 2008 roku Table 1. List of protected plants species that were recorded on research area in vegetative season 2008 Nr 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19

Nazwa gatunkowa Aquilegia vulgaris Carex arenaria Centaurium erythraea Convallaria majalis Epipactis helleborine Frangula alnus Galium odoratum Hedera helix Helichrysum arenarium Hepatica nobilis Menyanthes trifoliata Nuphar lutea Nymphaea alba Ononis spinosa Ornithogalum umbellatum Polypodium vulgare Ribes nigrum Viburnum opulus Vinca minor

Rodzina Ranunculaceae Cyperaceae Gentianaceae Liliaceae Orchidaceae Rhamnaceae Rubiaceae Araliaceae Asteraceae Ranunculaceae Menyanthaceae Nymphaeaceae Nymphaeaceae Fabaceae Liliaceae Polypodiaceae Grossulariaceae Caprifoliaceae Apocynaceae

Ochrona całkowita

Ochrona częściowa

+ + + + + + + + + + + + + + + + + + +

Do taksonów chronionych często spotykanych w szacie roślinnej tego obszaru należą: Hedera helix, Galium odoratum i Helichrysum arenarium. Poniżej zamieszczono pełną listę florystyczną gatunków roślin naczyniowych stwierdzonych na badanym obszarze w 2008 roku.

Wstępne wyniki badań flory...

63

Rys. 2. Stanowiska roślin chronionych na badanym terenie według numeracji zastosowanej w tabeli 1 Fig. 2. Location of protected species in the study area according to numbering applied in table 1

64

Karolina Konopska

Tabela 2. Lista gatunków roślin naczyniowych stwierdzonych na zbadanym obszarze w 2008 roku Table 2. List of vascular plants species that were recorded on research area in vegetative season 2008 Lp. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Nazwa gatunkowa Acer campesrte Acer negundo Acer platanoides Acer pseudoplatanus Achillea millefolium Acinos arvensis Acorus calamus Adoxa moschatellina Aegopodium podagraria Aesculus hippocastanum Aesculus x carnea Aethusa cynapium Agrimonia eupatoria Agropyron repens Agrostemma githago Agrostis capillaris Agrostis gigantea

11 12 13 14 15 16 17 18 Agrostis stolonifera 19 Ajuga reptans 20 Alisma plantago-aquatica 21 Alliaria petiolata 22 Allium oleraceum 23 Allium vineale 24 Alnus glutinosa 25 Alnus incana 26 Alopeturus geniculatus 27 Alopeturus pratensis 28 Amaranthus retroflexus 29 Anagalis arvensis 30 Anchusa arvensis 31 Anchusa officinalis

32 Anemone nemorosa 33 Anemone ranunculoides 34 Angelica sylvestris 35 Anthemis arvensis 36 Anthemis cotula 37 Anthemis tinctoria 38 Anthoxanthum odoratum 39 Anthriscus sylvestris 40 Apera spica-venti 41 Aphanes arvensis 42 Aquilegia vulgaris 43 Arabidopsis thaliana 44 Arctium lappa 45 Arctium minus 46 Arctium tomentosum 47 Arenaria serpyllifolia 48 Armeria maritima 49 Armoracia rusticana 50 Arrhenatherum elatius 51 Artemisia absinthium 52 Artemisia campestris 53 Artemisia vulgaris 54 Asparagus officinalis 55 Astragalus glycyphyllos 56 Athyrium filix-femina 57 Atriplex patula 58 Atriplex prostrata 59 Ballota nigra 60 Batrachium circinatum 61 Bellis perennis 62 Berberis vulgaris 63 Berteroa incana 64 Berula erecta

65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 75 76 77 78 79 80 81 82 83 84 85 86 87 88 89 90 91 92 93 94 95

Betula pendula Betula pubescens Bromus arvensis Bromus erectus Bromus hordeaceus Bromus sterilis Bromus tectorum Calamagrostis canescens Calamagrostis epigejos Calla palustris Calluna vulgaris Caltha palustris Calystegia sepium Camelina microcarpa Campanula patula Campanula persicifolia Campanula rapunculoides Campanula rotundifolia Campanula trachelium Capsella bursa-pastoris Cardamine amara Cardamine pratensis Cardaminopsis arenosa Carduus acanthoides Carduus crispus Carex arenaria Carex gracilis Carex hirta Carex lasiocarpa Carex nigra Carex pseudocyperus

65

Wstępne wyniki badań flory... 96 97 98 99 100 101 102 103 104 105 106 107 108 109 110 111 112 113 114 115 116 117 118 119 120 121 122 123 124 125 126 127 128 129 130 131 132

Carex remota Carex vulpina Carpinus betulus Centaurea cyanus Centaurea jacea Centaurea scabiosa Centaurea stoebe Centaurium erythraea Cerastium arvense Cerastium caespitosum Chaerophyllum temulum Chamaenerion angustifolium Chamomilla recutita Chamomilla suaveolens Chelidonium majus Chenopodium album Chrysosplenium alternifolium Cichorium intybus Cicuta virosa Circaea lutetiana Cirsium arvense Cirsium palustre Cirsium vulgare Comarum palustre Convallaria majalis Convolvulus arvensis Conyza canadensis Cornus sanguinea Coronilla varia Corylus avellana Corynephorus canescens Crataegus monogyna Crepis biennis Crepis paludosa Crepis setosa Crepis tectorum Cuscuta europaea

133 Dactylis glomerata 134 Daucus carota 135 Deschampsia caespitosa 136 Deschampsia flexuosa 137 Descurainia sophia 138 Dianthus deltoides 139 Digitalis purpurea 140 Dryopteris filix-mas 141 Echinochloa crus-galli 142 Echinops sphaerocephalus 143 Echium vulgare 144 Eleocharis palustris 145 Epilobium hirsutum 146 Epilobium montanum 147 Epilobium parviflorum 148 Epipactis helleborine 149 Equisetum arvense 150 Equisetum fluviatile 151 Equisetum hyemale 152 Equisetum palustre 153 Equisetum pratense 154 Erigeron acris 155 Erigeron annuus 156 Eriophorum angustifolium 157 Erodium cicutarium 158 Erophila verna 159 Euonymus europaeus 160 Euphorbia cyparissias 161 Euphorbia helioscopia 162 Euphorbia peplus 163 Fagus sylvatica 164 Fallopia convolvulus 165 Festuca ovina 166 Festuca pratensis 167 Ficaria verna 168 Filago arvensis 169 Filago minima

170 171 172 173 174 175 176 177 178 179 180 181 182 183 184 185 186 187 188 189 190 191 192 193 194 195 196 197 198 199 200 201 202 203 204 205 206

Filipendula ulmaria Fragaria vesca Frangula alnus Fraxinus excelsior Fumaria officinalis Gagea lutea Galeobdolon luteum Galeopsis bifida Galeopsis speciosa Galeopsis tetrahit Galinsoga ciliata Galinsoga parviflora Galium aparine Galium mollugo Galium odoratum Galium palustre Galium uliginosum Galium verum Genista tinctoria Geranium molle Geranium palustre Geranium pratense Geranium pusillum Geranium robertianum Geum rivale Geum urbanum Glechoma hederacea Glyceria fluitans Glyceria maxima Gnaphalium uliginosum Gymnocarpium dryopteris Hedera helix Helichrysum arenarium Hepatica nobilis Heracleum sphondylium Hieracium lachenalii Hieracium laevigatum

66 207 208 209 210 211 212 213 214 215 216 217 218 219 220 221 222 223 224 225 226 227 228 229 230 231 232 233 234 235 236 237 238 239 240 241 242 243 244 245

Karolina Konopska Hieracium murorum Hieracium pilosella Holcus lanatus Holcus mollis Hottonia palustris Humulus lupulus Hydrocharis morsus-ranae Hypericum perforatum Hypericum tetrapterum Hypochoeris glabra Hypochoeris radicata Impatiens noli-tangere Impatiens parviflora Iris pseudacorus Jasione montana Juncus bufonius Juncus conglomeratus Juncus effusus Juncus inflexus Knautia arvensis Lactuca serriola Lamium album Lamium amplexicaule Lamium maculatum Lamium purpureum Lapsana communis Larix decidua Lathyrus palustris Lathyrus pratensis Lathyrus sativus Lathyrus sylvestris Lemna minor Lemna trisulca Leontodon autumnalis Lepidium ruderale Leucanthemum vulgare Ligustrum vulgare Linaria vulgaris Lithospermum arvense

246 247 248 249 250 251 252 253 254 255 256 257 258 259 260 261 262 263 264 265 266 267 268 269 270 271 272 273 274 275 276 277 278 279 280 281 282 283 284

Lolium multiflorum Lolium perenne Lotus corniculatus Lupinus polyphyllus Luzula multiflora Luzula pilosa Lychnis flos-cuculi Lycopus europaeus Lysimachia nemorum Lysimachia nummularia Lysimachia vulgaris Lythrum salicaria Maianthemum bifolium Malus domestica Malus sylvestris Malva alcea Malva neglecta Malva pusilla Malva sylvestris Matricaria maritima Medicago falcata Medicago lupulina Medicago sativa Melampyrum pratense Melandrium album Melica nutans Melilotus alba Melilotus officinalis Mentha aquatica Mentha arvensis Menyanthes trifoliata Milium effusum Moehringia trinervia Molinia coerulea Mycelis muralis Myosotis arvensis Myosotis palustris Myosotis stricta Myosotis sylvatica

285 286 287 288 289 290 291 292 293 294 295 296 297 298 299 300 301 302 303 304 305 306 307 308 309 310 311 312 313 314 315 316 317 318 319 320 321

Myosoton aquaticum Nardus stricta Nuphar lutea Nymphaea alba Oenanthe aquatica Oenothera biennis Oenothera rubricaulis Ononis spinosa Ornithogalum umbellatum Oxalis acetosella Oxalis stricta Padus avium Papaver argemone Papaver dubium Papaver rhoeas Petasites hybridus Peucedanum oreoselinum Peucedanum palustre Phacelia tanacetifolia Phalaris arundinacea Philadelphus coronarius Phleum pratense Phragmites australis Picea abies Pimpinella saxifraga Pinus sylvestris Plantago lanceolata Plantago major Plantago media Poa annua Poa nemoralis Poa palustris Poa pratensis Poa trivialis Polygonatum multiflorum Polygonum amphibium Polygonum aviculare

67

Wstępne wyniki badań flory... 322 Polygonum bistorta 323 Polygonum hydropiper 324 Polygonum lapathifolium 325 Polygonum persicaria 326 Polypodium vulgare 327 Populus alba 328 Populus nigra 329 Populus tremula 330 Potamogeton natans 331 Potentilla anserina 332 Potentilla arenaria 333 Potentilla argentea 334 Potentilla erecta 335 Potentilla reptans 336 Prunella vulgaris 337 Prunus cerasus 338 Prunus domestica 339 Prunus spinosa 340 Pteridium aquilinum 341 Pyrus communis 342 Quercus petraea 343 Quercus robur 344 Quercus rubra 345 Ranunculus acris 346 Ranunculus arvensis 347 Ranunculus bulbosus 348 Ranunculus lanuginosus 349 Ranunculus repens 350 Ranunculus sceleratus 351 Raphanus raphanistrum 352 Reseda lutea 353 Reseda luteola 354 Rhamnus catharticus 355 Ribes nigrum 356 Ribes spicatum 357 Ribes uva-crispa 358 Robinia pseudoacacia

359 360 361 362 363 364 365 366 367 368 369 370 371 372 373 374 375 376 377 378 379 380 381 382 383 384 385 386 387 388 389 390 391 392 393 394 395 396

Rorippa amphibia Rorippa palustris Rosa canina Rosa rugosa Rubus caesius Rubus idaeus Rubus plicatus Rumex acetosa Rumex acetosella Rumex crispus Rumex hydrolapathum Rumex obtusifolius Salix alba Salix caprea Salix cinerea Salix fragilis Salix viminalis Sambucus nigra Sambucus racemosa Saponaria officinalis Sarothamnus scoparius Schoenoplectus lacustris Scirpus sylvaticus Scleranthus annuus Scutellaria galericulata Sedum acre Sedum maximum Senecio congestus Senecio jacobaea Senecio vernalis Senecio viscosus Senecio vulgaris Setaria viridis Silene vulgaris Sinapis arvensis Sisymbrium loeseli Sisymbrium officinale Sium latifolium

397 398 399 400 401 402 403 404 405 406 407 408 409 410 411 412 413 414 415 416 417 418 419 420 421 422 423 424 425 426 427 428 429 430 431 432 433 434 435

Solanum dulcamara Solidago canadensis Solidago gigantea Solidago virgaurea Sonchus arvensis Sonchus oleraceus Sorbus aucuparia Sparganium erectum Spergula arvensis Spergularia rubra Spirodela polyrhiza Stachys palustris Stachys sylvatica Stellaria graminea Stellaria holostea Stellaria media Stellaria nemorum Stellaria palustris Symphoricarpos albus Symphytum officinale Symphytum tuberosum Syringa vulgaris Tanacetum vulgare Taraxacum officinale Teesdalea nudicaulis Thelypteris palustris Thlaspi arvense Thymus serpyllum Tilia cordata Tilia platyphyllos Torilis japonica Tragopogon pratensis Trientalis europaea Trifolium arvense Trifolium campestre Trifolium dubium Trifolium hybridum Trifolium medium Trifolium pratense

68 436 437 438 439 440 441 442 443 444 445 446 447 448 449

Karolina Konopska Trifolium repens Tunica prolifera Tussilago farfara Typha angustifolia Typha latifolia Ulmus glabra Ulmus laevis Urtica dioica Urtica urens Vaccinium myrtillus Valeriana officinalis Verbascum nigrum Verbascum phlomoides Veronica arvensis

450 451 452 453 454 455 456 457 458 459 460 461 462

Veronica beccabunga Veronica chamaedrys Veronica hederifolia Veronica longifolia Veronica officinalis Veronica persica Veronica pollita Veronica serpyllifolia Viburnum opulus Vicia angustifolia Vicia cracca Vicia dumetorum Vicia grandiflora

463 464 465 466 467 468 469 470 471 472 473 474

Vicia hirsuta Vicia sepium Vicia tetrasperma Vicia villosa Vinca minor Viola arvensis Viola canina Viola odorata Viola reichenbachiana Viola riviniana Viola tricolor Viscum album

BIBLIOGRAFIA Bacieczko W., 1984: Rośliny rzadkie i chronione w szacie roślinnej stawów wiejskich na Pomorzu Szczecińskim. Zeszyty Naukowe Akademii Rolniczej w Szczecinie, 107, t. 34, s. 3–8. Bacieczko W., Małycha E., 2004: Flora naczyniowa Maszewa na tle warunków siedliskowych i oddziaływań antropogenicznych. Acta Sci. Pol., Biologia, 3 (1), s. 3–26. Banaś U., Wołejko L., Bacieczko W., 2000: Rzadkie i chronione gatunki roślin naczyniowych gminy i miasta Stargard Szczeciński. Folia Univ. Agric. Stetin. 213 Agricultura, 85, s. 43–58. Borówka R. (red.), 2003: Przyroda Pomorza Zachodniego, Wydawnictwo Oficyna InPlus. Bosiacka B., Pieńkowski P., 2004: Analiza przekształceń oczek wodnych oraz ocena walorów przyrodniczych śródpolnych zbiorników w centralnej części Równiny Nowogardzkiej. Woda – Środowisko – Obszary Wiejskie, t. 4, z. 2a (11), s. 335– 349. Chmiel J., 1993: Flora roślin naczyniowych wschodniej części Pojezierza Gnieźnieńskiego i jej antropogeniczne przeobrażenia w XIX i XX wieku. Pr. Zakł. Takson. Rośl. UAM, 1, 2. Ciaciura M., 2005: Rozmieszczenie Lathyrus palustris L. (Fabaceae) na Pomorzu Zachodnim. Badania Fizjograficzne nad Polską Zachodnią, Ser. B Bot., 54, s. 105–112.

Wstępne wyniki badań flory...

69

Ciaciura M., Wilhelm M., Michałek M., 2007: Bibliografia roślin naczyniowych Pomorza Zachodniego. Instytut Botaniki im. W. Szafera, PAN, Kraków. Ćwikliński E., 1974: Flora i zbiorowiska roślinne terenów kolejowych województwa szczecińskiego. Rozpr. AR Szczecin, 1. Ćwikliński E., 1969: Notatki florystyczne z województwa szczecińskiego. Badania Fizjograficzne nad Polską Zachodnią, Ser. B Biol., 23, s. 261–263. Ćwikliński E., 1981: Notatki florystyczne z województwa szczecińskiego. Cz. III. Badania Fizjograficzne nad Polską Zachodnią, Ser. B Bot., 32, s. 213–219. Dzwonko Z., 2007: Przewodnik do badań fitosocjologicznych. Poznań–Kraków. Jasnowski M., 1962: Budowa i roślinność torfowisk Pomorza Szczecińskiego. Szcz. Tow. Nauk., Wydz. Nauk Przyr.-Rol., 10, s. 1–340. Kochanowska R., Rygielski T., 1996: Zróżnicowanie mokradeł Pomorza Zachodniego. Zeszyty Naukowe Akademii Rolniczej w Szczecinie, Ser. Przyrodnicza 173, 6, s. 25–30. Kondracki J., 2000: Geografia regionalna Polski. PWN, Warszawa. Kornaś J., 1968: Geograficzno-historyczna klasyfikacja roślin synantropijnych. Materiały Zakładu Fitosocjologii Stosowanej Uniwersytetu Warszawskiego, 25, s. 33–41. Kornaś J., Medwecka-Kornaś A., 2002: Geografia roślin. Wyd. II. PWN, Warszawa. Leśniak T., 2002: Materiały pomocnicze do terenowych zajęć geologicznych w rejonie nadmorskim. Uczelniane Wydawnictwa Naukowowo-Dydaktyczne, Kraków. Mirek Z., Piękoś-Mirkowa H., Zając A., Zając M., 2002: Vascular plants of Poland. A checklist, Kraków. M. Podgórska, 2008: Zagadnienia fitogeograficzne i flora naczyniowa Garbu Gielniowskiego. Kraków. Rothmaler W., 2000: Exkursionsflora von Deutschland, t. 3. Gefäßpflanzen: Atlasband. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg–Berlin. Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 9 lipca 2004 r. w sprawie gatunków dziko występujących roślin objętych ochroną (DzU z 2004 r., nr 168, poz. 1764). Rutkowski L., 2007: Klucz do oznaczania roślin naczyniowych Polski niżowej. PWN, Warszawa. Szafer W., Kulczyński S., Pawłowski B., 1986: Rośliny polskie, cz. I i II. Wyd. V. PWN, Warszawa. Waloryzacja przyrodnicza Gminy Maszewo. (Operat generalny), 2001: Biuro Konserwacji Przyrody w Szczecinie, Szczecin.

70

Karolina Konopska

Waloryzacja przyrodnicza Gminy Osina. (Operat generalny), 1998: Biuro Konserwacji Przyrody w Szczecinie, Szczecin. Woś A., 1999: Klimat Polski. PWN, Warszawa. Zając A., Zając M., 2001: Atlas rozmieszczenia roślin naczyniowych w Polsce. – Distribution Atlas of Vascular Plants in Poland. Nakładem Pracowni Chorologii Komputerowej Instytutu Botaniki Uniwersytetu Jagiellońskiego, Kraków. Zarzycki K., Trzcińska-Tacik H., Szeląg Z., Wołek J., Korzeniak U., 2002: Ekologiczne liczby wskaźnikowe roślin naczyniowych Polski. Inst. Bot. PAN, Kraków. Ziarnek K., Ziarnek M., Wołłejko L., 2003: Bibliografia botaniczna Pomorza. Rośliny naczyniowe i ochrona przyrody. Publikacje z lat 1945–2000. Szczecin.

VASCULAR PLANT FLORA OF THE RÓWNINA NOWOGARDZKA REGION (NW POLAND) – PRELIMINARY RESULTS Summary Typically agricultural landscape of the Równina Nowogardzka region was investigated. In vegetative season 2008, 474 vascular plant species were recorded, representing 82 families mainly: Asteraceae (64 sp.), Poaceae (42 sp.), Fabaceae (31 sp.), Rosaceae (25 sp.). Hemicryptophytes and therophytes are dominated. 19 protected species were recorded there are: Vinca minor, Hedera helix, Menyanthes trifoliata, Nuphar lutea, Nymphaea alba, Frangula alnus, Aquilegia vulgaris, Galium odoratum, Ribes nigrum, Ornithogalum umbellatum, Convallaria majalis, Polypodium vulgare, Helichrysum arenarium, Hepatica nobilis, Epipactis helleborine, Centaurium erythraea, Carex arenaria, Ononis spinosa, Viburnum opulus. Translated by Karolina Konopska

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

MAŁGORZATA PAJĄK EWA KĘPCZYŃSKA Uniwersytet Szczeciński

WPŁYW KWASU β-AMINOMASŁOWEGO NA WZROST GRZYBNI ORAZ AKTYWNOŚĆ ENDOGLUKANAZ U FUSARIUM OXYSPORUM F. SP. LYCOPERSICI The Effect of β-aminobutyric Acid on the Growth of Mycelium and the Activity of Endoglucanases of Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici

Słowa kluczowe: rozwój grzybni, aktywność endoglukanaz Key words: fungal development, endoglucanase activity

1. Wstęp Grzyby z rodzaju Fusarium są pasożytami polifagicznymi porażającymi wiele gatunków roślin, powodując różne choroby (np. zgorzel siewek, pleśń śniegową, więdnięcie fuzaryjne), oraz produkującymi niebezpieczne dla zdrowia ludzi i zwierząt mykotoksyny (np. zearalenon, fumonizyny i trichoteceny) (Chełkowski i in., 1991). Podczas patogenezy wytwarzają liczne enzymy, m.in. endoglukanazy, które rozkładają elementy ściany komórkowej gospodarza, umożliwiając penetrację do wnętrza rośliny. Endoglukanazy rozkładają łańcuch celulozowy na celulosacharydy, powodują także rozkład ksyloglukanu do oligosacharydów (De Vries i Visser 2001). Kwas β-aminomasłowy (BABA) indukuje odporność przeciwko szerokiemu spektrum patogenów, tj. grzybom, wirusom, bakteriom i nicieniom, wykazując duży zasięg aktywności (Baider i in., 1999). Większość badań opisujących

72

Małgorzata Pająk, Ewa Kępczyńska

fenomen indukcji odporności przez BABA było przeprowadzanych na roślinach jednorocznych, takich jak Arabidopsis, bawełna, kalafior i słonecznik. Zajmowano się gatunkami należącymi do rodziny Solanaceace (pomidory, ziemniaki) oraz Cucurbitaceae (tytoń, pieprz, ogórki i melony). BABA może też indukować odporność w roślinach zdrewniałych, takich jak np. winorośl. Sposób działania BABA podczas indukcji odporności roślin nie jest w pełni wyjaśniony. Prawdopodobnie działa on poprzez aktywację kumulacji białek związanych z patogenezą (PR). Dla przykładu, BABA indukuje kumulację białka PR-1a, enzymu chitynazy oraz β-1,3-glukanazy w pieprzu, pomidorze i tytoniu (Baider i in., 1999). Z drugiej strony, chociaż BABA indukuje odporność np. u kalafiora, Arabidopsis, nie przyczynia się do kumulacji białek (PR). A zatem aktywacja kumulacji powyższych białek nie jest jedyną drogą działania kwasu β-aminomasłowego (Cohen 2002). Celem pracy było sprawdzenie wpływu kwasu β-aminomasłowego na aktywność endoglukanaz (endo-β-1,4-glukanazy i β-1,3-glukanazy) u Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici. 2. Materiały i metody 2.1. Materiał biologiczny

Materiałem biologicznym wykorzystanym do badań były: – nasiona pomidora (Lycopersicon esculentum Mill) odmiany Beta, – grzyb wyizolowany z nasion pomidora Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici. Aby sprawdzić wpływ BABA na wzrost grzybni oraz wydzielanie i aktywność endoglukanaz, do kultur grzybowych w płynnej pożywce Czapka dodano odpowiednią objętość roztworu BABA. W ten sposób uzyskano pożądane stężenia (0,01 mM; 0,1 mM; 1 mM). Kultury zakładano z zachowaniem warunków sterylności, w komorze z laminarnym przepływem powietrza. Wszystkie warianty wykonano w trzech powtórzeniach. Próby o objętości 1 ml pobierano co 24 godziny, filtrowano za pomocą filtrów Milipore 0,22 μm i zamrażano w ciekłym azocie, a następnie przechowywano w –80°C.

Wpływ kwasu ß-aminomasłowego...

73

Dynamika wzrostu grzybni

W celu określenia wpływu BABA na dynamikę wzrostu grzybni w warunkach in vitro prowadzono hodowlę kultur grzybowych na pożywce stałej PDA o pH 6,0 z różnymi stężeniami BABA przez 7 dni. Co 24 h mierzono średnicę grzybni. Wszystkie doświadczenia wykonano w trzech powtórzeniach. Oznaczanie suchej masy grzybni

Dla określenia wpływu BABA na wzrost grzybni w warunkach in vitro mierzono suchą masę grzybni po 7 dniu płynnych hodowli kultur grzybowych w pożywce Czapka z odpowiednimi stężeniami BABA. Przesączano przez wysuszone i zważone sączki bibułowe pożywkę wraz z grzybnią z wykorzystaniem lejka Buchnera. Następnie sączki z grzybnią umieszczono w suszarce w temp. 74°C na 24 godziny. Po tym czasie zważono sączki i obliczano suchą masę grzybni. Aktywność endo-β-1,4-glukanazy

Aktywność endo-β-1,4-glukanazy określano za pomocą metody PAH-BAH (Lever 1972). Próby inkubowano wraz z substratem – ksyloglukanem, po czym przeprowadzano reakcję PAH-BAH w celu określenia aktywności hydrolitycznej enzymu w stosunku do ksyloglukanu. Aktywność β-1,3-glukanazy

Aby określić aktywności β-1,3-glukanazy, zastosowano metodę kolorymetryczną z wykorzystaniem laminaryny wg (Velazhahan 2004). Próby inkubowano wraz z substratem – laminaryną, a następnie przeprowadzano reakcję z mieszaniną DNS w celu określenia aktywności hydrolitycznej enzymu w stosunku do laminaryny. Analiza wyników

Wyniki uzyskane we wszystkich doświadczeniach poddano analizie statystycznej, wykorzystując program Microsoft Excel.

74

Małgorzata Pająk, Ewa Kępczyńska

3. Wyniki badań i dyskusja 3.1. Wpływ BABA na dynamikę wzrostu grzybni

Dynamika wzrostu grzybni [cm]

Kwas β-aminomasłowy działa hamująco na rozwój grzybni w warunkach in vitro. Inhibicyjny wpływ BABA zaobserwowano od drugiego dnia trwania hodowli (rys. 1). 10 BABA, mM 8 6 4

0 0,01 0,1 1

2 0 1

2

3 4 Czas hodowli [DzieĔ]

5

6

7

Rys. 1. Wpływ BABA na dynamikę wzrostu F. oxysporum na stałej pożywce PDA Fig. 1. The influence of BABA on the growth dynamics of F. oxysporum on the solid PDA medium

BABA efektywnie ogranicza rozwój grzybni Fusarium oxysporum. Podobne wnioski wynikały z pracy nad Penicillum digitatum u grejpfruta prowadzonych przez zespół Cohen i wsp. (2003). Porównywalne wyniki uzyskano także w badaniach nad Plasmopara viticola u winorośli według Baider i in. (1999). 3.2. Wpływ BABA na masę grzybni

Kwas β-aminomasłowy ma hamujący wpływ na wzrost grzybni kultur płynnych w pożywce Czapka w warunkach in vitro. Minimalny wpływ na rozwój grzybni miał BABA o stężeniu 0,01 mM. Natomiast sucha masa grzybni F. oxysporum, hodowana w obecności 1 mM BABA, była dwukrotnie niższa niż w kontroli (rys. 2).

75

Sucha masa grzybni [mg]

Wpływ kwasu ß-aminomasłowego... 40

30

20

10

0 0

0,01

0,1

1

BABA [mM]

Rys. 2. Wpływ BABA na wzrost F. oxysporum w pożywce płynnej Czapka w 7 dniu hodowli in vitro Fig. 2. The influence of BABA on the growth of F. oxysporum on the Czapka liquid medium in 7th day of in vitro culture

3.3. Aktywność endo-β-1,4-glukanazy w kulturach Fusarium oxysporum

AktywnoĞü endo-beta-1,4-glukanazy [U/mg biaáka]

BABA obecny w płynnej pożywce stymulował aktywność endo-β-1,4-glukanazy (rys. 3). Aktywność ta rosła zwłaszcza w obecności 1 mM BABA. Już w drugiej dobie była dziesięciokrotnie większa w porównaniu z kontrolą i w piątym dniu osiągnęła maksymalną wartość (2,23 U/mg białka). Zaobserwowano, że im wyższe jest stężenie BABA, tym większa jest również aktywność endo-β-1,4-glukanazy w kulturach grzybowych. 2,5 2 1,5 1

BABA, mM 0 0,01 0,1 1

0,5 0 0

1

2

3

4

5

6

Czas hodowli [DzieĔ]

Rys. 3. Wpływ BABA na aktywność endo-β-1,4-glukanazy F. oxysporum w zależności od wieku kultury Fig. 3. The influence of BABA on the endo-β-1,4-glucanase activity F. oxysporum in relation to the age of the culture

76

Małgorzata Pająk, Ewa Kępczyńska

3.4. Aktywność β-1,3-glukanazy w kulturach Fusarium oxysporum

AktywnoĞü beta-1,3-glukozaminy [U/mg biaáka]

BABA stymulował aktywność β-1,3-glukanazy w płynnej pożywce Czapka. Do 3. doby zaobserwowano niewielki wzrost aktywności glukanazy, po czym w 4. dniu nastąpił jej gwałtowny wzrost, osiągając najwyższą wartość, szczególnie w obecności 0,1 mM BABA, 0,425 U/mg białka (rys. 4). BABA zwiększa aktywność β-1,3-glukanazy w kulturach F. oxysporum. Podobne wyniki uzyskali Zimmerli i in. (2001), którzy zaobserwowali, że na skutek porażenia patogenami grzybowymi w roślinach gromadzi się ten enzym oraz białka PR.

0,5 0,4 BABA, mM 0,3 0,2

0 0,01 0,1 1

0,1 0 0

1

2

3

4

5

6

Czas hodowli [DzieĔ]

Rys. 4. Wpływ BABA na aktywność β-1,3-glukanazy F. oxysporum w zależności od wieku kultury Fig. 4. The influence of BABA on the endo-β-1,3-glucanase activity F. oxysporum in relation to the age of the culture

4. Wnioski Na podstawie przeprowadzonych badań można stwierdzić, że BABA jest inhibitorem rozwoju grzybni F. oxysporum w warunkach in vitro. Im wyższe stężenie BABA, tym większe jest zahamowanie rozwoju. BABA ogranicza rozwój grzyba, ale równocześnie zwiększa aktywność endo-β-1,4-glukanazy i β-1,3-glukanazy, które biorą istotny udział we wnikaniu do tkanek gospodarza, rozkładając cukrowe elementy ściany komórkowej. Aby określić, czy kwas β-aminomasłowy można wykorzystywać do indukcji odporności, w kolejnych badaniach należało-

Wpływ kwasu ß-aminomasłowego...

77

by sprawdzić, jakie enzymy i mechanizmy odpornościowe aktywuje w roślinie w celu podniesienia odporności przeciw badanemu patogenowi. BIBLIOGRAFIA Baider A., Cohen Y., Reuveni M., 1999: Local and systemic activity of BABA (DL-3-aminobutric acid) against Plasmopara viticola in grapevines. Europ. J. Plant Pathol., 105, s. 351–361. Chełkowski J., Kwaśna H., Zajkowski P., 1991: Grzyby (Mycota), T. XXII. Polska Akademia Nauk, Kraków. Cohen L., Daus A., Droby S., Goldschmidt E., Porat R., Vinokur V., Weiss B., 2003: Induction of resistanse to Penicillium digitatum in grapefruit by β-aminobutric acid. Europ. J. Plant Pathol., 109, s. 901–907. Cohen Y., 2002: β-aminobutric acid – induced resistance against plant pathogens. Plant Dies., 86 (5), s. 448–458. De Vries R.,Visser J., 2001: Aspergillus enzymes involved in degradation of plant cell wall polysaccharides. Mikrob. Molecul. Biol. Rev., 65.4, s. 497–522. Lever M., 1972: A new reaction for colorymetric determination of carbohydrates. Anal. Biochem., 47, s. 273–279. Velazhahan R., 2004: Induction of early blight resistanse in tomato by Quercus infectoria Gall extrack in association of phenolics and defense-related enzyme. APP, 26.3. Zimmerli L., Cottier V., Jakab G., Mauch-Mani B., Métraux J., Rigoli G., Toquin V., 2001: β-Aminobutric acid- inducend resistanse in plants. Europ. J. Plant Pathol., 107, s. 29–37.

THE EFFECT OF Β-AMINOBUTYRIC ACID ON THE GROWTH OF MYCELIUM AND THE ACTIVITY OF ENDOGLUCANASES OF FUSARIUM OXYSPORUM F. SP. LYCOPERSICI Summary The β-aminobutyric acid (BABA, DL-3-amino-n-butyric acid) induces the resistance directed at the wide spectrum of pathogens, which is fungi, viruses, bacteria and nematodes. It’s common usage as an alternative to fungicides usage will be available

78

Małgorzata Pająk, Ewa Kępczyńska

after precise knowledge of mechanisms during the plant – microorganism interactions. The preliminary results of the studies whose aim was to answer the question if BABA can have influence on the activity of cellulolytic enzymes of Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici are provided in this paper. Translated by Ewa Kępczyńska

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

IZABELA PASIECZNIK AGNIESZKA POPIELA Uniwersytet Szczeciński

MATERIAŁY DO FLORY POJEZIERZA MYŚLIBORSKIEGO (NW POLSKA): DZIKOWO I OKOLICE Data re the vascular flora of the Pojezierze Myśliborskie Lakeland (NW Poland): the neighbourhood of Dzikowo

Słowa kluczowe: Pomorze, stanowiska roślin naczyniowych, mapa, chorologia Key words: Pomerania, sites of vascular flora, map, chorology

1. Wstęp Północno-zachodnia Polska należy do terenów niezbyt dobrze zbadanych pod względem florystycznym. Istnieje wprawdzie szereg opublikowanych opracowań poświęconych florze i roślinności miejsc szczególnie interesujących bądź też terenów chronionych (por. Ziarnek i in. 2003), brakuje jednak kompleksowych prac dotyczących flory naczyniowej Pomorza Zachodniego, zawierających zarówno historyczne jak i współczesne dane florystyczne. Do wyjątków należą flory roślin naczyniowych m.in. Wolina i Uznamu (Piotrowska 1966), Wyspy Chrząszczewskiej (Ćwikliński 1988), Zaodrza (Zając i in. 1993) czy fragmentów pojezierzy zachodniopomorskich (Więcław 2002, Myśliwy 2004). Dzikowo jest małą miejscowością w zachodniej części gminy Barlinek, na wschodnich peryferiach Pojezierza Myśliborskiego. Jest to teren bardzo słabo poznany pod względem florystycznym. Poza danymi syntetycznymi zawartymi na mapach ATPOL (Zając, Zając 2001) opublikowano wyłącznie dendroflo-

80

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

rę parków podworskich (Bacieczko i in. 2000). Przed II wojną światową pojedyncze daty florystyczne z tego obszaru publikowal Libbert (1932), jednak nie z bezpośrednich okolic Dzikowa. Celem niniejszych badań było zebranie danych florystycznych z Dzikowa i najbliższej okolicy, a zarazem uzupełnienie materiałów do przygotowywanego opracowania flory naczyniowej wschodniej części Pojezierza Myśliborskiego. 2. Teren i metoda badań Badany teren pod względem fizyczno-geograficznym należy do prowincji Niżu Środkowoeuropejskiego, prowincji Pojezierze Południowobałtyckie i mezoregionu Pojezierze Myśliborskie (Kondracki 2000). Obejmuje obszar w okolicach miejscowości Dzikowo, Dzikówko, Strąpie i Pustać, położonych w rolniczym terenie w zachodniej części gminy Barlinek. Współczesny obraz ukształtowania powierzchni zarówno terenu gminy jak i terenów sąsiednich powstał przede wszystkim pod wpływem działalności lądolodów trzech zlodowaceń, jednak znaczenie modelujące przypisuje się procesowi deglacjacji ostatniego zlodowacenia, a szczególnie deglacjacji lądolodu fazy pomorskiej. Na badanym terenie dominują gleby brunatne i bielicowe, wykształcone głównie z materiałów morenowych (por. Borówka i in. 2002). Największą powierzchnię zajmują pola uprawne, natomiast na południe od Dzikowa rozciąga się kompleks mieszanych lasów sosnowo-dębowych, miejscami z licznymi śródleśnymi oczkami wodnymi. Dzikowo to niewielka wieś położona w odległości 4,5 km na południowy zachód od Barlinka, zamieszkana przez kilkadziesiąt osób. Zachodni fragment wsi zajmuje zaniedbany teren pałacowo-parkowy, w granicach którego znajdują się budynki mieszkalne i dawny cmentarz. Strąpie jest małą osadą rolniczą leżącą w odległości 4 km w kierunku północnym od Dzikowa, nad jeziorem Trojak, składającym się z trzech basenów połączonych ze sobą wąskimi przesmykami. Na terenie wsi znajduje się park, dobrze utrzymany i pielęgnowany, ze stawem wokół którego rosną pojedyncze stare drzewa iglaste. Poza wsią Dzikowo i Strąpie badaniami objęto także Pustać i Dzikówko. Są to małe wioski usytuowane wśród pól uprawnych. Badania terenowe prowadzone były w miesiącach letnich 2007 roku. Wykorzystano w nich kartowanie gatunków metodą kartogramu przyjętą dla ATPOL. Zgodnie z tą metodyką teren badań wpisuje się w pola: AC26, AC27,

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

81

AC36 i AC37, które dla celów niniejszej pracy zostały podzielone na cztery mniejsze kwadraty, oznaczone kolejno: 00, 01, 10, 11 (rys. 1). Nazewnictwo gatunków przyjęto za Mirkiem i in. (2002). Rodziny, a także gatunki roślin w rodzinach ułożono w porządku alfabetycznym. Gwiazdką [*] zaznaczono antropofity (za: Zając, Zając 2001).

Rys. 1. Lokalizacja terenu badań na tle siatki ATPOL Fig. 1. Localization of investigated area

82

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

3. Wykaz stanowisk Alismataceae: Alisma plantago aquatica L. – AC2611: jezioro w parku w Strąpiu; AC3601: jezioro w parku w Dzikowie, jezioro Nierybno; AC3601: oczko wodne na polu we wsi Pustać; AC3700: jezioro w lesie w Dzikowie, oczko wodne na polu we wsi Dzikówko. Amaranthaceae: * Amaranthus retroflexus L. – AC3601: park w Dzikowie przy drodze na Swadzim. Amarylidaceae: * Galanthus nivalis L. – AC3601: las w Dzikowie przy jeziorze. Apiaceae: Aegopodium podagraria L. – AC2611: park w Strąpiu, las w stronę Swadzimia; AC3601: na przydrożach w Dzikowie; AC3700: przy drodze Strąpie – Ożar. Angelica sylvestris L. – AC3601: na łące przy lesie w stronę Swadzimia. Anthriscus sylvestris (L.) Hoffm. – AC2611: Strąpie; AC2710: w pobliżu jeziora Mostkowo; AC3601: Pustać; AC3700: przy drodze Strąpie – Ożar. Daucus carota L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: przy drodze na Pustać; AC3700: przy drodze Strąpie – Ożar. Heracleum sphondylium L. – AC2611, Strąpie, park; AC2710: w pobliżu jeziora Mostkowo; AC3601: skraj lasu przy drodze do Rychnowa; AC3700: w lesie w pobliżu drogi Rychnów – Barlinek. Oenanthe aquatica (L.) Poiret. – AC2611: oczko wodne w lesie w kierunku Swadzimia. Sium latifolium L. – AC3700: Dzikowo w lesie w pobliżu jeziora. Araceae: * Acorus calamus L. – AC2611: park w Strąpiu. Araliaceae: Hedera helix L. – AC2611: las w stronę Swadzimia; AC3701: las w Dzikowie. * Heracleum sosnowskyi Manden. – AC3700: przy jeziorze Nierybno. Asteraceae: Achillea millefolium L. – AC2611: przy drodze do lasu w stronę Swadzimia; AC2710: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przy drodze na Pustać; AC3700: przydroża w okolicy Dzikówka.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

83

* Agrostemma githago L. – AC3601: ugór przy drodze w stronę Strąpia. Anthemis tinctoria L. – AC2611: przy polach uprawnych w pobliżu lasu w stronę Swadzimia; AC2710: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przy drodze Dzikowo – Wiewiórki, ugór przy drodze w stronę Strąpia; AC3700: przy polach w pobliżu Dzikówka. Arctium tomentosum Mill. – AC2611: przy polach w pobliżu lasu w stronę Swadzimia; AC2710: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przy polach w pobliżu wsi Pustać; AC3700: las w Dzikowie. Artemisia campestris L. – AC3700: przy polach w lesie w pobliżu drogi Rychnów – Barlinek. Artemisia vulgaris L. – AC2611: przy polach uprawnych w Strąpiu; AC2710: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przy polach uprawnych w pobliżu wsi Pustać; AC3700: na skraju lasu w Dzikowie. * Aster novi-belgii L. – AC3601: przy polu w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia. Bellis perennis L. – AC2611: park w Strąpiu na polanie; AC3601: park w Dzikowie; AC3700: plac sportowy w Dzikowie. * Carduus acanthoides L. – AC2611: park w Strąpiu; AC2710: przydroże na drodze Strąpie – Ożar w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przy polach w pobliżu wsi Pustać; AC3700: las w Dzikowie przy drodze leśnej. * Centaurea cyanus L. – AC3601: wokół pól uprawnych przy drodze Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: wokół pól przy drodze Dzikowo – Strąpie. Centaurea scabiosa L. – AC3601: przy polach uprawnch przy drodze Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: wokół pól przy drodze Dzikowo – Strąpie. Centaurea stoebe L. – AC3601: przy polach w pobliżu wsi Rychnów; AC3700: przy polach w pobliżu wsi Dzikówko. * Chamomilla recutita (L.) Rauschert. – AC3601: przy polach uprawnych w pobliżu drogi Dzikowo – Rychnów; AC3700: wokół pól przy drodze Dzikowo – Strąpie. * Chamomilla suaveolens (Pursh.) Rydb. – AC2611: przy polach uprawnych w pobliżu lasu w strone Swadzimia; AC2710: przy polach uprawnych w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: wokół pól uprawnych przy drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: wokół pól w Dzikówku. * Cichorium intybus L. – AC3700: w Dzikowie w pobliżu przystanku autobusowego.

84

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

Cirsium arvense (L.) Scop. – AC2710: przy polach uprawnych w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: wokół pól uprawnych przy drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: przy polach uprawnych w Dzikówku. * Conyza canadensis (L.) Conquist – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Pustać. Eupatorium cannabinum L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC2710: na łące w Dzikowie przy lesie w stronę Swadzimia; AC3700: nad jeziorem Nierybno. * Galinsoga ciliata (Raf.) S. F. Blade – AC3601: park w Dzikowie; AC3700: przy zabudowach domów w Dzikowie. * Galinsoga parviflora Cav. – AC3601: park w Dzikowie; AC3700: przydroża w pobliżu drogi Strąpie – Ożar. Helichrysum arenarium L. – AC3700: park w Dzikowie przy drodze do Swadzimia. Hieracium murorum L. – AC3700: w Dzikowie, przy drodze Dzikowo – Dzikówko. Leontodon autumnalis L. – AC3700: las w Dzikowie przy drodze w pobliżu Rychnowa. * Marticaria maritima L. subsp. indora (L.) Dostal – AC3700: Dzikowo w pobliżu placu sportowego. * Onopordum acanthium L. – AC2611: park w Strąpiu. Senecio jacobaea L. – AC3601: przy drodze Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: park w Dzikowie przy drodze do Swadzimia i przy drodze Dzikowo – Rychnów. * Senecio vernalis Waldst. & Kit. – AC3601: przy drodze Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: wokół pól w pobliżu Ożar. * Solidago canadensis L. – AC3700: w Dzikowie przy drodze Dzikowo – Dzikówko. Solidago virgaurea L. – AC3700: podawana z Dzikowa bez stanowiska (Baciczko i in. 2000). Tanacetum vulgare L. – AC2611: przy polach uprawnych w pobliżu lasu w stronę Swadzimia; AC2710: przy polach uprawnych w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: skraj lasu przy drodze do Rychnowa; AC3700: plac sportowy w Dzikowie.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

85

Taraxacum officinale F. H. Wigg. – AC2611: przy polach uprawnych w pobliżu lasu w stronę Swadzimia; AC2710: w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przy drodze do Rychnowa; AC3700: Dzikowo, przy zabudowach. Tussilago farfara L. – AC2611: park w Strąpiu. Balsaminaceae: * Impatiens glandulifera Royle. – AC3700: w parku w Dzikowie przy jeziorze. * Impatiens parviflora D.C. – AC2611: Strąpie, park; AC2710: w pobliżu jeziora Mostkowo; AC3601: skraj lasu przy drodze do Rychnowa; AC3700: w lesie w pobliżu drogi Rychnów – Barlinek. Betulaceae: Betula pendula Roth. – AC2611: las w stronę Swadzimia; AC3601: las w Dzikowie. Carpinus betulus L. – AC2611: las w stronę Swadzimia; AC3601: las w Dzikowie. Boraginaceae: [*] Anchusa officinalis L. – AC3601: przy drodze do Rychnowa; AC3700: skraj lasu w Dzikowie. Echium vulgare L. – AC3601: wokół pól uprawnych przy drodze Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: przy polach uprawnych w pobliżu Pustaci, przy polach w pobliżu Dzikówka. * Myosotis arvensis (L.) Hill. – AC3700: na obrzeżach pól w pobliżu stacji kolejowej w Dzikowie. Myosotis palustris (L.) L. Emend. Rchb. – AC3700: przy jeziorze Nierybno; Gostyń. Myosotis sylvatica Ehrh. Ex Hoffm. – AC3700: las w Dzikowie. Pulmonaria officinalis L. – AC36 01: las w kierunku Swadzimia. Symphytum officinale L. – AC3700: na skraju lasu w Dzikowie w pobliżu przystanku autobusowego. Brassicaceae: * Agrimonia eupatoria L. – AC3700: las w Dzikowie. Allaria petiolata (M. Biebs.) Cavara & Grande – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: park w Dzikowie; AC3700: las w Dzikowie; przy drodze Dzikowo – Dzikówko. * Armoracia rusticana P. Gaertn., B. Mey. & Scherb. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze.

86

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

Barbarea vulgaris R. Br. – AC2611: skraj lasu w stronę Swadzimia; AC2710: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroża w pobliżu wsi Pustać, Rychnów; AC3700: przydroża w pobliżu wsi Dzikówko; Ożar. [*] Berteroa incana L. – AC3700: przydroże w Dzikowie w pobliżu przystanku autobusowego, przydroże przy wsi Dzikówko. * Capsella bursa-pastoris (L.) Medik. – AC2611: skraj lasu w stronę Swadzimia; AC2710: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: Rychnów; AC3700: na całym terenie, głównie na obrzeżach pól. Rorippa amphibia (L.) Besser. – AC3601: Dzikówko, oczko wodne na polu w pobliżu drogi Dzikówko – Dzikowo. Rorippa sylvestris (L.) Besser – AC3601: na torach kolejowych przy drodze Dzikowo – Rychnów. * Sinapsis arvensis L. – AC2710: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: wokół pól przy drodze Dzikowo – Rychnów; AC3700: na obrzeżach pól w pobliżu wsi Strąpie, Ożar, Dzikówko. * Sisymbrum officinale (L.) Scop. – AC2611: przy polach w pobliżu lasu w stronę Swadzimia; AC3700: przydroże na drodze Strąpie – Ożar; AC3600: przy drodze Dzikowo – Pustać, przydroże na drodze Dzikowo – Rychnów. * Thlaspi arvense L. – AC2611: przy polach w pobliżu lasu w stronę Swadzimia; AC2710: przydroże w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: wokół pól przy drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: przy zabudowach domów w Dzikowie. Campanulaceae: Campanula rotundifolia L. – AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Jasione montana L. – AC3700: skraj lasu w Dzikowie. Canabaceae: Humulus lupulus L. – AC2611: las w stronę Swadzimia; AC3700: na łące w parku w Dzikowie; AC3601: Pustać przy jeziorku przy drodze Pustać – Podgórze. Capriofoliaceae: Lonicera xylosteum L. – AC3700: skraj lasu w Dzikowie w pobliżu drogi Dzikowo – Rychnów. Sambucus nigra L. – AC3601: przy lesie przy drodze Dzikowo – Rychnów; AC2611: park w Strąpiu, las w stronę Swadzimia; AC3700: przydroże na drodze Strąpie – Ożar.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

87

Sambucus racemosa L. – AC3700: las w Dzikowie. Viburnum opulus L. – AC3601: Pustać na polu w pobliżu zabudowy domów. Caryophyllaceae: Arenaria serpyllifolia L. – AC3700: Dzikowo – przydroże w pobliżu przystanku autobusowego. Cerastium holosteoides Fr. Emend. Hyl. – AC2611: Strąpie park; AC2710: przydroża w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroża na drodze Dzikowo – Rychnów; AC3700: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. Cucubalus baccifer L. – AC3601: na skraju lasu przy drodze Dzikowo – Rychnów. Dianthus cartusianorum L. – AC3601: przy polach w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Lychnis flos-cuculi L. – AC3700: Dzikowo – skraj lasu w pobliżu przystanku autobusowego. Melandrium rubrum (Weigel) Garcke – AC2611: park w Strąpiu. Silene alba L. – AC3600: przydroże w pobliżu wsi Pustać; przy polach na drodze Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. Stellaria graminea L. – AC2611: Dzikowo na łące w pobliżu lasu w stronę Swadzimia; AC3601: Dzikowo w pobliżu stacji kolejowej; AC3700: Dzikówko przy zabudowach domów. Stellaria nemorum L. – AC2710: zarośla w pobliżu jeziora Moskowo; AC3600: zarośla w pobliżu wsi Pustać; AC3700: Dzikowo w pobliżu placu sportowego. Celastraceae: Eonymus europeus L. – AC3700: las w Dzikowie. Ceratophyllaceae: Ceratophyllum submersum L. – AC3700: na jeziorze Nierybno. Chenopodiaceae: Chenopodium album L. – AC2611: przy polach w pobliżu lasu w stronę Swadzimia; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko; AC3700: park w Dzikowie, przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. Convolvulaceae: Calystegia sepium (L.) R. Br. – AC3601: na polach uprawnych w pobliżu wsi Pustać; AC3700: na polach uprawnych w pobliżu wsi Dzikówko.

88

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

Convolvulus arvensis L. – AC3601: Dzikowo na łące w pobliżu przystanku autobusowego; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Cornaceae: Cornus alba L. – Podawany z cmentarza w Strąpiu [33]. Cornus sanguinea L. – AC2611: Strąpie cmentarz; AC3700: park w Dzikowie. Corylaceae: Corylus avellana L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3700: park w Dzikowie, las w Dzikowie. Crassulaceae: Sedum acre L. – AC3700: Dzikowo na torach kolejowych przy stacji kolejowej. Cucurbitaceae: * Echinocystis lobata (F. Michx.) Torr. & A. Gray – AC3601: park w Dzikowie. Cyperaceae: Carex flava L. – AC3700: las w Dzikowie w pobliżu jeziora. Carex gracilis Curtis – AC3700: las w Dzikowie, łąka w parku w Dzikowie w pobliżu rowu. Carex hirta L. – AC2611: park w Strąpiu na polanie. Carex paniculata L. – AC3700: oczko wodne na polu w Dzikowcu w pobliżu drogi Dzikówko – Dzikowo. Carex pilulifera L. – AC2611: park w Strąpiu na polanie; AC3700: las w Dzikowie w pobliżu drogi Rychnów – Barlinek. Carex pseudocyperus L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC3700: przy jeziorze Gostyń; Moskowo. Carex riparia Curtis. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC3700: las w Dzikowie przy jeziorze. Carex rostrata Sotkes. – AC3700: park w Dzikowie przy jeziorze. Carex sylvatica Huds. – AC3700: las w Dzikowie przy jeziorze. Carex vesicaria L. – AC3700: las w Dzikowie przy jeziorze. Carex vulpina L. – AC3700: jeziorko na polu w Dzikówku w pobliżu drogi Dzikowo – Dzikówko. Eleocharis palustris (L.) Roemer et Schult. – AC3700: przy jeziorze Nierybno. Scirpus sylvaticus L. – AC3700: w pobliżu jeziora Gostyń. Dipsacaceae: Knautia arvensis (L.) J. M. Coult. – AC3601: przy polach w pobliżu drogi Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

89

Scabiosa canescens Waldst. et Kit. – AC3700: las w Dzikowie w pobliżu drogi Rychnów – Barlinek. Scabiosa columbaria L. – AC3601: przy polach w pobliżu drogi Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Dryopteridaceae: Dryopteris filix-mas L. – AC2611: las w stronę Swadzimia; AC3700: park w Dzikowie, las w Dzikowie. Dryopteris spinulosa L. – AC3601: park w Dzikowie w pobliżu jeziora. Equisetaceae: Equisetum arvense L. – AC3601: przy polach w pobliżu drogi Dzikowo – Wiewiórki; AC3700: Dzikowo – przydroże w pobliżu przystanku autobusowego, ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Equisetum fluviatile L. – AC2611: jeziorko na polu w lesie w kierunku Strąpia. Equisetum palustre Ehrh. – AC3700: park w Dzikowie przy jeziorze. Equisetum sylvaticum L. – AC3700: skraj lasu w Dzikowie. Euphorbiaceae: * Euphorbia helioscopia L. – AC3700: Dzikowo w pobliżu placu sportowego. Euphorbia cyparissias L. – AC3700: Dzikowo na torach kolejowych w stronę Wiewiórek. Fabaceae: Coronilla varia L. – AC3601: przy polach w pobliżu drogi Dzikowo – Mostkowo; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie, na łące w Dzikowie w pobliżu placu sportowego. Genista tinctoria L. – AC3700: las w Dzikowie w pobliżu drogi Rychnów – Barlinek. Lathyrus pratensis L. – AC3700: łąka w parku w Dzikowie przy rowie. Lotus corniculatus L. – AC3601: przy polach w pobliżu stacji kolejowej w Dzikowie; AC3700: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. * Lupinus polyphyllus Lindl. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Mostkowo; AC3700: las w Dzikowie. Medicago falcata (L.) Arcangeli. – AC3601: przy polach w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia. * Medicago sativa L. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Wiewiórki. Melilotus alba Medik. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Pustać. Trifolium pratense L. – AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie; AC3601: łąka w Dzikowie w pobliżu lasu przy drodze na Swadzim.

90

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

Trifolium repens L. – AC2611: przy polach w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia; AC3601: przy polach w pobliżu drogi Dzikowo – Mostkowo; AC3700: Dzikowo – plac sportowy, przy zabudowach domów. Vicia angustifolia L. – AC3700: Dzikowo – przy polach w pobliżu drogi Dzikowo – Stąpie. Vicia cracca L. – AC3601: przy polach w pobliżu drogi Dzikowo – Swadzim; AC3700: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. * Vicia grandiflora Scop. – AC3601: przy polach w pobliżu wsi Pustać; AC3700: przydroże na drodze Strąpie – Ożar. * Vicia villosa Roth – AC3700: łąka w Dzikowie w pobliżu placu sportowego, ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Fumariaceae: * Fumaria vaillantii Loisel. – AC3601: łąka w Dzikowie w pobliżu placu sportowego; AC3700: przydroża w pobliżu wsi Ożar i Dzikówko. Geraniaceae: * Geranium molle L. – AC3601: przy zabudowach domów w Dzikowie. Geranium palustre L. – AC3601: park w Dzikowie przy rowie. Geranium robertianum L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: przy zabudowach domów w pobliżu placu sportowego w Dzikowie; AC3700: przydroże na drodze Strąpie – Ożar. Hallorhagidaceae: Myriophyllum verticillatum L. – AC3700: na jeziorze Nierybno. Hydrocharitaceae: Hydrocharis morsus-ranae L. – AC3700: jezioro Nierybno. Stratiotes aloides L. – AC37 00: jezioro Nierybno. Hypericaceae: Hypericum perforatum L. – AC3601: ugór w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia w Dzikowie. Hypericum tetrapteum Fr. – AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strapie. Iridaceae: Iris pseudoacorus L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC3601: przy rowie w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia; AC3700: bagno przy drodze Rychnow – Barlinek w pobliżu Moczkowa. Juncaceae:

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

91

Juncus articulatus L. – AC3601: park w Dzikowie. Juncus conglomeratus L. – AC3700: przy jeziorze Nierybno, Gostyń, las w Dzikowie przy jeziorze. Juncus effusus L. – AC3601: oczko wodne na polu w pobliżu drogi w kierunku Strąpia; AC3700: przy jeziorze Nierybno. Lamiaceae: Ajuga reptans L. – AC3601: polana w lesie w kierunku Swadzimia; AC3700: przydroże w lesie w Dzikowie. * Ballota nigra L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: las w Dzikowie, przy zabudowach domów w Dzikowie, przydroże na drodze Dzikowo – Pustać, Dzikowo – Rychnów, przy zabudowach domów w Dzikówku; AC3700: przydroże przy drodze Dzikowo – Strąpie. Galeopsis pubescens Besser. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: las w Dzikowie w pobliżu przystanku autobusowego; AC3700: przy zabudowach domów w Dzikowie w pobliżu placu sportowego. Glechoma hederacea L. – AC2611: las w stronę Swadzimia; AC3601: las w Dzikowie; AC3700: przy zabudowach domów w Dzikowie. * Lamium album L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Rychnów; AC3700: przydroże przy drodze Rychnów – Barlinek. Lamium maculatum L. – AC2611: las w stronę Swadzimia; AC3601: las w Dzikowie przy drodze na Swadzim. * Lamium purpureum L. – AC2611: przy zabudowach domów w Strąpiu; AC2710: zarośla w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Rychnów; AC3700: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. Lycopus europaeus L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze w pobliżu drogi Strąpie – Dziedzice; AC3601: park w Dzikowie przy jeziorze. Mentha aquatica L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC3601: park w Dzikowie przy jeziorze; AC3700: przy jeziorze Nierybno, Moskowo. Mentha arvensis L. – AC3601: Dzikowo w pobliżu placu sportowego. Mentha x verticillata L. – AC3601: park w Dzikowie przy jeziorze. Prunella vulgaris L. – AC2611: park w Strąpiu; AC36 01: park w Dzikowie. Salvia pratensis L. – AC3601: przy polach w Dzikowie w pobliżu lasu przy drodze Dzikowo – Strąpie.

92

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

Stachys palustris L. – AC2611: park w Strąpiu; AC2710: w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: park w Dzikowie przy rowie; AC3700: przy oczku wodnym na polu we wsi Ożar. Stachys sylvatica L. – AC3601: las w Dzikowie w pobliżu jeziora, przy jeziorze w pobliżu drogi Pustać – Podgórze; AC3700: przy jeziorku na polu we wsi Dzikówko w pobliżu drogi Dzikówko – Dzikowo. Thymus pulegioides L. – AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Lemnaceae: Lemna minor L. – AC2611: na jeziorze w parku w Strąpiu; AC2710: na jeziorze Moskowo w pobliżu drogi Strąpie – Barlinek; AC3601: rów w pobliżu lasu koło Swadzimia; AC3700: na jeziorku w Dzikówku w pobliżu drogi Dzikówko – Dzikowo. Lemna trisulca L. – AC2611: na jeziorze w parku w Strąpiu; AC2710: na jeziorze Moskowo w pobliżu drogi Strąpie – Barlinek; AC3601: rów w Dzikowie przy drodze w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia; AC3700: na jeziorku w Dzikówku w pobliżu drogi Dzikówko – Dzikowo. Liliaceae: Anthericum ramosum L. – AC3700: las w Dzikowie przy torach kolejowych w pobliżu przystanku autobusowego. Convallaria majalis L. – AC3601: łąka w Dzikowie w pobliżu placu sportowego. Loranthaceae: Viscum album L. – AC3700: na drzewach w lesie w Dzikowie, na drzewach rosnących w pobliżu przystanku autobusowego, na drzewach przy drodze w kierunku placu sportowego. Lythraceae: Lythrum salicaria L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC3601: park w Dzikowie przy jeziorze w pobliżu rowu; AC3700: przy jeziorze Nierybno, Gostyń. Malvaceae: * Malva alcea L. – AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. * Malva neglecta Wallr. – AC3601: przy zabudowach domów w Dzikowie, na Pustaci; AC3700: przy torach kolejowych w pobliżu wsi Dzikówko. * Malva sylvestris L. – AC3700: Dzikówko – przy zabudowach domów.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

93

Nymphaeceae: Nuphar lutea (L.) Sibth & Sm. – AC3700: na jeziorze Nierybno i Gostyń, na stawach hodowlanych w pobliżu drogi Dzikowo – Strąpie. Nymphaea alba L. – AC3700: jezioro Nierybno, Gostyń, stawy hodowlane w pobliżu drogi Dzikowo – Strąpie. Oenotheraceae: Oenothera biennis L. – AC3601: Dzikowo w pobliżu torów kolejowych. Onagraceae: Chamaenerion angustifolium (L.) Scop. – AC3601: park w Dzikowie przy rowie; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Epilobium hirsutum L. – AC2611: park w Strąpiu; AC2710: w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: park w Dzikowie przy rowie; AC3700; las w Dzikowie przy jeziorze. Oxalidaceae: Oxalis acetosella L. – AC2611: las w kierunku Swadzimia w pobliżu Dziedzic; AC3700: las w Dzikowie, przy zabudowach domów w Dzikowie w pobliżu placu sportowego. Papaveraceae: Chelidonium majus L. – AC2611: park w Strąpiu, las w stronę Swadzimia; AC2710: przydroże w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Rychnów; AC3700: las w Dzikowie przy drodze. * Papaver rhoeas L. – AC2611: przy zabudowach domów w Strąpiu; AC2710: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: na polach uprawnych przy drodze Dzikowo – Pustać, Dzikowo – Mostkowo; AC3700: plac sportowy w Dzikowie, łąka w Dzikowie w pobliżu placu sportowego, przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. Pinaceae: Pinus sylvestris L. – AC2611: las w kierunku Swadzimia; AC3601: las w kierunku Swadzimia; AC3700: las w Dzikowie. Plantaginaceae: Plantago lanceolata L. – AC3601; park w Dzikowie polana; AC3700: przydroże w pobliżu przystanku autobusowego w Dzikowie. Plantago major L. – AC2611: przy zabudowach domów w Strąpiu; AC2710: przydroża w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przy zabudowach domów w Dzikowie; AC3700: przydroże na drodze Strąpie – Ożar.

94

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

Poaceae: Agropyron repens (L.) P. Beauv. – AC2611: park w Strąpiu; AC2710: przydroże w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przy polach w pobliżu drogi Dzikowo – Rychnów; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Alopecurus geniculatus L. – AC3601: park w Dzikowie, na łące w pobliżu rowu. Alopecurus pratensis L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: Pustać przy zabudowach domów; AC3700: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. Anthoxanthum odoratum L. – AC3601: park w Dzikowie. Arrhenatherum elatius (L.) P. Beauv. ex J. Presl & C. Presl. – AC2611: przydroże na drodze Strąpie – Dziedzice; AC2710: przydroże na drodze w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: przy polach w Dzikówku. Bromus hordeaceus L. – AC3700: przydroże na drodze Rychnów – Barlinek, łąka w pobliżu placu sportowego w Dzikowie. [*] Bromus inermis Leyss. – AC3601: park w Dzikowie; AC3700: Dzikowo – na łące w pobliżu drogi Dzikowo – Strąpie. * Bromus sterilis L. – AC2611: park w Strąpiu w pobliżu jeziora; AC3700: Dzikowo – przy zabudowach domów w pobliżu placu sportowego. * Bromus tectorum L. – AC3601: las w kierunku Swadzimia; AC2710: zarośla w pobliżu jeziora Moskowo. Dactylis glomerata L. – AC2611: park w Strąpiu w pobliżu jeziora; AC2710: w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: park w Dzikowie; AC3700: plac sportowy w Dzikowie. Deschampsia caepitosa (L.) P. Beauv. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: przy zabudowach domów w Dzikówku. * Echinochloa crus-galli (L.) P. Beauv. – AC3700: las w Dzikowie. Festuca arundinacea Schreb. – AC2611: park w Strąpiu; AC2710: w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: park w Dzikowie w pobliżu rowu; AC3700: przy oczku wodnym na polu w Dzikówku. Festuca pratensis Huds. – AC3601: park w Dzikowie na łące w pobliżu rowu. Festuca rubra L. s. s. – AC2611: park w Strąpiu w pobliżu polany; AC3601: park w Dzikowie, na łące w pobliżu rowu; AC3700: plac sportowy w Dzikowie. Glyceria maxima (Hartm.) Holmb. – AC3601: Pustać, oczko wodne na polu.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

95

Holcus lanatus L. – AC3700: oczko wodne na polu w pobliżu drogi Strąpie – Ożar; AC2611: park w Strąpiu; AC2710: przydroże w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: park w Dzikowie; AC3700: las w Dzikowie, przydroże na drodze Strąpie – Ożar. Lolium perenne L. – AC2611: przydroże na drodze Strąpie – Dziedzice; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. Phalaris arundinacea L. – AC3601: oczkach wodne na polach w pobliżu drogi Dzikowo – Mostkowo. Phleum pratense L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: park w Dzikowie w pobliżu rowu. Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC2710: przy jeziorze Moskowo; AC3601: oczko wodne na polu na Pustaci; AC3700: przy jeziorze Nierybno. Poa annua L. – AC2611: park w Strąpiu; przy zabudowach domów w Strąpiu; AC2710: przydroża w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: przy zabudowach domów w Dzikowie. Poa pratensis L. – AC3601: łąka w parku w Dzikowie; AC3700: łąka w Dzikowie w pobliżu drogi Dzikowo – Strąpie. Poa trivialis L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: przy zabudowach domów we wsi Dzikówko. Polygonaceae: Polygonum amphibium L. – AC3700: jezioro Nierybno. Polygonum aviculare L. – AC2710: przydroże w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko; AC3700: Dzikowo – przy placu sportowym. Polygonum persicaria L. – AC3601: ugór w parku przy drodze Dzikowo – Swadzim; AC3700: Dzikowo w pobliżu placu sportowego. * Reynoutria japonica Houtt. – AC3601: park w Dzikowie. Rumex acetosa L. – AC2711: przy polach w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Rychnów; AC3700: przydroże na drodze Strąpie – Ożar. Rumex acetosella L. – AC3600: przydroże na drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: przydroże na drodze Dzikowo – Dzikówko. Rumex conglomeratus Murray. – AC3700: las w Dzikowie, na drodze.

96

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

Rumex crispus L. – AC3700: przydroże na drodze Strąpie – Ożar. Rumex hydrolapathum Huds. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC3601: park w Dzikowie przy rowie. Polypodiaceae: Polypodium vulgare L. – AC3601: las w kierunku Swadzimia. Primulaceae: Hottonia palustris L. – AC3700: las w Dzikowie, przy jeziorze. Lysimachia nummularia L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC2710: przy jeziorze Moskowo; AC3601: przy rowie w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia; AC 3700: przy jeziorze Nierybno. Lysimachia vulgaris L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC2710: przy jeziorze Moskowo; AC3601: park w Dzikowie przy jeziorze; AC3700: przy jeziorze Nierybno. Primula elatior (L.) Hill. – AC3601: las w kierunku Swadzimia. Primula veris L. – AC3700: las w Dzikowie. Ranunculaceae: Anemone nemorosa L. – AC3601: park w Dzikowie przy drodze Dzikowo – Mostkowo. Anemone ranunculoides L. – AC3601: park w Dzikowie przy drodze Dzikowo – Mostkowo. Caltha palustris L. – AC3601: łąka w parku w Dzikowie; AC3700: las w Dzikowie. * Consolida regalis L. – AC3601: przydroże w pobliżu wsi Pustać. Hepatica nobilis Schreb. – AC3700: las w Dzikowie. Ranunculus acris L. s. s. – AC2611: park w Strąpiu; AC2710: przydroże w pobliżu drogi Strąpie – Ożar; AC3601: park w Dzikowie; AC3700: przydroże na drodze Rychnów – Barlinek w pobliżu Moczkowa. Ranunculus bulbosus L. – AC3700: przydroże na drodze Strąpie – Ożar. Ranunculus ficaria A. Kern. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Rychnów w pobliżu stacji kolejowej; AC3700: przy zabudowach domów w Dzikówku. Ranunculus lingua L. – AC3700: przy jeziorku na polu w Dzikówku. Ranunculus repens L. – AC2611: park w Strąpiu w pobliżu drogi Strąpie – Dziedzice; A2710: przydroże w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Rychnów; AC3700: przy drodze w lesie w Dzikowie.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

97

Resedaceae: Reseda lutea L. – AC3601: przy torach kolejowych w Dzikowie w kierunku Mostkowa; AC3700: przy torach kolejowych w pobliżu Dzikówka. Rhamnaceae: Frangula alnus Mill. – AC3700: las w Dzikowie. Rosaceae: Cerasus avium (L.) Moench. – AC2710: na polu w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: na polu przy torach w pobliżu wsi Wiewiórki. Crataegus laevigata (Poir.) DC. – AC 3601: park w Dzikowie przy polanie. Crataegus monogyna Jacq. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: Dzikowo – w pobliżu przystanku autobusowego na skraju lasu; AC3700: Dzikówko, przy zabudowaniach. Geum urbanum L. – AC2611: las w pobliżu Dziedzic; AC2710: przydroża w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: Dzikowo – las w pobliżu drogi; AC3700: przydroże na drodze Rychnów – Barlinek w pobliżu Moczkowa. Filipendula ulmaria (L.) Maxi – AC3601: łąka w parku przy rowie w Dzikowie. Fragaria vesca L. – AC2611: las w pobliżu Dziedzic; AC2710: ugór w pobliżu jeziora Moskowo; AC3601: park w Dzikowie; AC3700: przydroże na drodze Ruchnów – Barlinek w pobliżu lasu. * Padus serotina L. – AC3601: las w pobliżu Swadzimia. Padus avium L. – AC3700: las w Dzikowie. Potentilla anserina L. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Mostkowo. Potentilla collina Wibel. – AC3601: przy polach w pobliżu lasu w kierunku Swadzimia. Potentilla reptans L. – AC2611: las w pobliżu Dziedzic; AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Mostkowo; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Rosa canina L. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Rychnów; AC3700: ugór przy drodze Dzikowo – Strąpie. Rubiaceae: Galium aparine L. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Mostkowo; AC3700: Dzikowo – w pobliżu placu sportowego na łące. Galium mollugo L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: przy polach na drodze Dzikowo – Pustać; AC3700: skraj lasu przy drodze Dzikowo – Rychnów. Galium odoratum (L.) Scop. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze.

98

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

Salicaceae: Salix alba L. – AC3601: przy oczku wodnym na polu w pobliżu drogi Dzikowo – Mostkowo. Salix aurita L. – AC2710: przy jeziorze Moskowo. Salix caprea L. – AC3601: przy jeziorku na polu w pobliżu stacji kolejowej w Dzikowie. Salix cinerea L. – AC2611: park w Strąpiu; AC2710: przy jeziorze Moskowo; AC3601: park w Dzikowie; AC3700: przy jeziorze Nierybno. Salix purpurea L. – AC2710: przy jeziorze Moskowo; AC3601: przy oczku wodnym na polu w pobliżu drogi Dzikowo – Mostkowo. Salix viminalis L. – AC3601: przy oczku wodnym w pobliżu drogi Dzikowo – Mostkowo. Scrophulariaceae: * Digitalis purpurea L. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo – Mostkowo w pobliżu stacji kolejowej. Linaria vulgaris Mill. – AC3601: przy torach kolejowych w kierunku Mostkowa; AC3700: przy torach kolejowych w kierunku Dzikówka. Verbascum lychnitis L. – AC3700: skraj lasu w Dzikowie w pobliżu przystanku autobusowego. Veronica chamaedrys L. – AC3601: park w Dzikowie; AC3700: skraj lasu w pobliżu przystanku autobusowego w Dzikowie. Veronica officinalis L. – AC3700: las w Dzikowie. * Veronica opaca Fries. – AC3601: przydroże na drodze Dzikowo; AC3700: Dzikowo – w pobliżu placu sportowego. * Veronica persica Poir. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: przy zabudowach domów w Dzikowie; AC3700; przydroże w Dzikowie w pobliżu placu sportowego, przy zabudowach domów w Dzikówku, przydroże w pobliżu Moczkowa, przydroże na drodze Strąpie – Ożar. * Veronica triphyllos L. – AC3601: park w Dzikowie w pobliżu polany. Solanaceae: Solanum dulcamara L. – AC2611: park w Strąpiu przy jeziorze; AC2710: przy jeziorze Moskowo; AC3601: park w Dzikowie przy jeziorze, przy jeziorze w pobliżu drogi Pustać – Podgórze; AC3700: przy jeziorze Nierybno, Gostyń.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

99

Sparganiaceae: Sparganium erectum L. Emend.-Rchb. s.s. – AC3700: jezioro Nierybno, Gostyń, przy stawach hodowlanych w pobliżu drogi Dzikowo – Strąpie. Typhaceae: Typha angustifolia L. – AC 3700: jezioro Nierybno. Typha latifolia L. – AC26 11: park w Strąpiu przy jeziorze; AC2710: przy jeziorze Moskowo; AC3601: jeziorko w pobliżu drogi Dzikowo – Mostkowo; AC3700: stawy hodowlane przy drodze Dzikowo – Strąpie. Urticaceae: Urtica dioica L. – AC2611: w Strąpiu przy jeziorze; AC2710: przy jeziorze Moskowo; AC3601: w pobliżu drogi Dzikowo – Mostkowo; AC3700: przy drodze Dzikowo – Strąpie. Violace: Viola biflora L. – AC3700: las w Dzikowie. Viola hirta L. – AC3700: las w Dzikowie. [*] Viola odorata L. – AC2611: park w Strąpiu; AC3601: przy zabudowach domów w Dzikowie; AC3700: las w Dzikowie w pobliżu przystanku autobusowego. Viola reichenbachiana Jord. ex Boreau. – AC3700: las w Dzikowie. Viola riviniana Rchb. – AC3700: las w Dzikowie. Viola tricolor L. s. s. – AC2710: na polu przy jeziorze Moskowo. 4. Podsumowanie wyników badań Praca zawiera 554 daty florystyczne dla 272 gatunków z okolic miejscowości Dzikowo. Liczba gatunków flory roślin naczyniowych jest zwykle związana z położeniem danego terenu, jego ukształtowaniem (zróżnicowanie siedlisk), historią, wielkością oraz z metodyką prowadzenia badań. Biorąc pod uwagę niewielką powierzchnię rozpatrywanego tutaj obszaru, jego słabe zróżnicowanie siedliskowe (ok. 70% to pola uprawne), a także zakres prowadzonych prac, należy stwierdzić, że odnalezione gatunki stanowią najprawdopodobniej około 80% spodziewanych. Zdecydowana większość odnalezionych gatunków to gatunki pospolite. Do gatunków rzadkich w skali regionu należą odnotowane: Impatiens grandulifera, Cucubalus baccifer, Ceratophyllum submersum, Stratioides aloides, Anthericum ramosum, Hepatica nobilis, Ranunculus lingua, Veronica opaca.

100

Izabela Pasiecznik, Agnieszka Popiela

BIBLIOGRAFIA Bacieczko W., Przybylski G., Jurzyk S., 2000: Drzewa i krzewy parków i cmentarzy w gminie Barlinek (województwo zachodniopomorskie). Rocznik Dendrologiczny, 48, s. 143–158. Borówka R., Friedrich S., Heese T., Jasnowska J., Kochanowska R., Opechowski M., Stanecka E., Zyska W., 2002: Przyroda Pomorza Zachodniego. Oficyna in plus, Szczecin. Ćwikliński E., 1988: Rośliny naczyniowe Wyspy Chrząszczewskiej. Monografie 6, Wyższa Szkoła Rolniczo-Pedagogiczna im. Georgi Dymitrowa w Siedlcach. Kondracki J., 2000: Geografia regionalna Polski. PWN, Warszawa. Libbert W., 1932: Die Vegetationseinheiten der neumärkischen Staubeckenlandschaft unter Berücksichtigung der angrenzenden Landschaften. 1. Verh. Bot. Ver. Prov. Brandenburg, 74/75, s. 10–93. Mirek Z., Piękoś-Mirkowa H., Zajac A., Zając M., 2002: Flowering plants and petridophytes of Poland a checklist. W. Szafer Institute of Botany. Polish Academy of Sciences, Kraków. Myśliwy M., 2004: Flora roślin naczyniowych Barlinecko-Gorzowskiego Parku Krajobrazowego w warunkach atropogenicznych przemian środowiska przyrodniczego. Praca doktorska wykonana na Wydziale Nauk Przyrodniczych Uniwersytetu Szczecińskiego (manuskrypt). Piotrowska H., 1996: Rośliny naczyniowe wysp Wolina i południowo-wschodniego Uznamu. Poznańskie Towarzystwo Przyjaciół Nauk, Wydział Matematyczno-Przyrodniczy Prace Komisji Biologicznej 30 (4), Poznań. Więcław H., 2002: Flora roślin naczyniowych Ińskiego Parku Krajobrazowego i jej antropogeniczne przeobrażenia, cz. I, II. Wydawnictwo Naukowe Uniwersytetu Szczecińskiego, Szczecin. Zając A., Ciaciura M., Zając M., 1993: Rośliny naczyniowe Zaodrza (na zachód od Szczecina). Wydawnictwo Naukowe Uniwersytetu Szczecińskiego, Szczecin. Zając A., Zając M. (red.), 2001: Atlas rozmieszczenia roślin naczyniowych w Polsce. Nakładem Pracowni Chronologii Komputerowej Instytutu Botaniki Uniwersytetu Jagiellońskiego, Kraków. Ziarnek K., Ziarnek M., Wołejko L., 2003: Bibliografia botaniczna Pomorza. Rośliny naczyniowe i ochrona przyrody. Publikacje z lat 1945–2000. Fundacja Akademii Rolniczej w Szczecinie, Szczecin.

Materiały do flory Pojezierza Myśliborskiego...

101

DATA RE THE VASCULAR FLORA OF THE POJEZIERZE MYŚLIBORSKIE LAKELAND (NW POLAND): THE NEIGHBOURHOOD OF DZIKOWO Sumary 554 new sites of 272 vascular plant species of the neighourhood of Dzikowo, small village situated in the eastern part of the Pojezierze Myśliborskie Lakeland are given. Up to now no floristic data have been published from this area. Translated by Agnieszka Popiela

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

BARTOSZ STARTEK AGNIESZKA POPIELA Uniwersytet Szczeciński

MATERIAŁY DO FLORY NACZYNIOWEJ PUSZCZY GOLENIOWSKIEJ (NW POLSKA) Data re vascular flora of the Puszcza Goleniowska Primeval Forest (NW Poland)

Słowa kluczowe: Pomorze, chorologia, mapy, torfowiska Key words: Pomerania, chorology, maps, peatlands

1. Wstęp Aktualny stopień poznania flory roślin naczyniowych Pomorza Zachodniego nie jest zadowalający. Po 1945 roku powstało wiele opracowań flory i roślinności miejsc szczególnie interesujących (i najczęściej objętych ochroną prawną), a także szereg prac obejmujących kompleksowo różne aspekty flory/szaty roślinnej północno-zachodniej Polski (Czubiński 1950; Piotrowska 1966 a, b; Jasnowski 1962; Zając i in. 1993; Ziarnek 2002; Bacieczko 1995; Popiela 2004; Więcław 2006), niemniej znaczna część Pomorza Zachodniego pozostaje florystycznie niewystarczająco zbadana. Do takich „białych plam” w rozpoznaniu florystycznym należy Puszcza Goleniowska, a szczególnie jej północna część. Opublikowane dotychczas dane dotyczą głównie środkowej i południowej części tego obszaru (Jasnowski 1962; Jasnowski i in. 1965; Friedrich 1984, 1985; Fudali 1991, 1994; Banaś-Stankiewicz 2007 a, b, c, d, e), jakkolwiek w większości są to informacje na temat flory i ekologii roślin niższych. Niniejsza notatka dołącza

104

Bartosz Startek, Agnieszka Popiela

do skromnego dorobku prac botanicznych poświęconych północnej części Puszczy Goleniowskiej (Jasnowski 1962; Jasnowski i in. 1965; Fudali 1993; Król 1998; Grinn-Gofroń, Ciaciura 2000, 2002), a jej celem jest przedstawienie wykazu stanowisk cennych gatunków roślin naczyniowych zanotowanych przede wszystkim w ekosystemach torfowiskowych, stwierdzonych podczas badań siedlisk nieleśnych. 2. Teren i metody badań Puszcza Goleniowska jest rozległym, zwartym kompleksem leśnym, położonym na wschód od jeziora Dąbie i Zalewu Szczecińskiego. Drzewostan tworzy tu niemal wyłącznie sosna. Puszcza porasta Równinę Goleniowską oraz południowo-zachodni kraniec Równiny Gryfickiej. Oba mezoregiony należą do regionu Pobrzeży Południowobałtyckich (Kondracki 2002). Teren badań obejmował północną część Puszczy Goleniowskiej tj. fragment Równiny Gryfickiej i północne peryferie Równiny Goleniowskiej (Nadleśnictwo Rokita). Badania terenowe prowadzono w czerwcu i lipcu 2007 roku. Sporządzono ponad 40 spisów florystycznych w nieleśnych siedliskach, głównie w ekosystemach torfowiskowych. Do orientacji w terenie używano map leśnych w skali 1 : 10 000. Podczas badań prowadzono dokumentację zielnikową i fotograficzną (zielnik został zdeponowany w Katedrze Botaniki i Ochrony Przyrody Uniwersytetu Szczecińskiego). Nomenklaturę roślin naczyniowych podano za Mirkiem i in. (2002). Dla 14 gatunków sporządzono mapy rozmieszczenia odnalezionych stanowisk (rys. 1–14). Zgodnie z metodyką ATPOL podstawową jednostką kartogramu jest kwadrat o boku 2,5 km (Zając, Zając 2001). 3. Wykaz stanowisk Poniżej przedstawiono wykaz stanowisk cennych gatunków roślin stwierdzonych w wyniku przeprowadzonych badań terenowych. Dla każdego stanowiska podano numer jednostki kartogramu, typ siedliska oraz określono przybliżoną lokalizację. Andromeda polifolia L. (rys. 1). AB3531: torfowisko przejściowe, 2,5 km E od Ostrowic. AB4412: żywe torfowisko wysokie, 2 km SW od Siniechowa. AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Zabierzowa. AB4622: torfowisko przejściowe, 0,5 km S od Łęgna; AB5502: torfowisko wysokie, 4 km S od Rokity.

Materiały do flory naczyniowej...

105

Carex limosa L. (rys. 2). AB4530: śródleśne torfowisko przejściowe, 1 km SW od Przybiernowa. Drosera intermedia Hayne (rys. 3). AB4602: żywe torfowisko wysokie, 2,5 km NE od Drzewicy. Drosera rotundifolia L. (rys. 4). AB3531: torfowisko przejściowe, 2,5 km E od Ostrowic. AB3532: torfowisko przejściowe, 1 km SW od Wysokiej Kamieńskiej. AB4602: żywe torfowisko wysokie, 2,5 km NE od Drzewicy. AB4412: żywe torfowisko wysokie, 2 km SW od Siniechowa. AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Zabierzewa, 2 km S od Miodowic. AB4530: żywe torfowisko wysokie, 1 km SW od Przybiernowa. AB4622: torfowisko przejściowe, 0,5 km S od Łęgna. AB4700: torfowisko przejściowe nad jeziorkiem, 2 km S od Uniborza. Erica tetralix L. (rys. 5). AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Miodowic. AB4530: żywe torfowisko wysokie, 1 km SW od Przybiernowa. AB4622: żywe torfowisko wysokie, 0,5 km S od Łęgna. Eriophorum angustifolium Honck (rys. 6). AB3531: torfowisko przejściowe, 2,5 km E od Ostrowic. AB3533: torfowisko przejściowe, 2 km SW od Baczysławia. AB4403: torfowisko przejściowe, 2 km S od Wiejkówka. AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Miodowic. AB4530: żywe torfowisko wysokie, 1 km SW od Przybiernowa. AB4602: torfowisko przejściowe, 2,5 km NE od Drzewicy. AB4612: żywe torfowisko wysokie, 3 km SE od Kłębów. AB4622: torfowisko przejściowe, 0,5 km S od Łęgna. Eriophorum vaginatum L. (rys. 7). AB3531: torfowisko przejściowe, 2 km W od Wysokiej Kamieńskiej. AB3532: torfowisko przejściowe, 1 km SW od Wysokiej Kamieńskiej. AB4402: torfowisko przejściowe, 2 km S od Wiejkówka. AB4403: torfowisko przejściowe, 2 km S od Wiejkówka. AB4412: żywe torfowisko wysokie, 2 km SW od Siniechowa. AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Zabierzewa, 2 km S od Miodowic. AB4530: torfowisko przejściowe, 1 km SW od Przybiernowa. AB4602: żywe torfowisko wysokie, 2,5 km NE od Drzewicy. AB4612: żywe torfowisko wysokie, 3 km SE od Kłębów. AB4622: torfowisko przejściowe, 0,5 km S od Łęgna. AB5502: torfowisko wysokie, 4 km S od Rokity.

106

Bartosz Startek, Agnieszka Popiela

Ledum palustre L. (rys. 8). AB4412: żywe torfowisko wysokie, 2 km SW od Siniechowa. AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Zabierzowa. AB4602: żywe torfowisko wysokie, 2,5 km NE od Drzewicy. AB4612: żywe torfowisko wysokie, 3 km SE od Kłębów. AB4622: żywe torfowisko wysokie, 0,5 km S od Łęgna. Menyanthes trifoliata L. (rys. 9). AB3531: torfowisko przejściowe, 2,5 km E od Ostrowic. AB3533: torfowisko przejściowe, 2 km SW od Baczysławia. AB3532: torfowisko przejściowe, 1 km SW od Wysokiej Kamieńskiej. AB4412: żywe torfowisko wysokie, 2 km SW od Siniechowa. AB4530: żywe torfowisko wysokie, 1 km SW od Przybiernowa. AB4622: torfowisko przejściowe, 0,5 km S od Łęgna. AB4700: torfowisko przejściowe nad jeziorkiem, 2 km S od Uniborza. Rhynchospora alba (L.) Vahl (rys. 10). AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Zabierzewa, 2 km S od Miodowic. AB4602: torfowisko przejściowe, 2,5 km NE od Drzewicy. AB4700: torfowisko przejściowe nad jeziorkiem, 2 km S od Uniborza. Scheuchzeria palustris L. (rys. 11). AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Zabierzowa. AB4602: torfowisko przejściowe, 2,5 km NE od Drzewicy. AB4622: torfowisko przejściowe, 0,5 km S od Łęgna. Utricularia vulgaris L. AB3531: śródleśne oczko dystroficzne, 2 km W od Wysokiej Kamieńskiej. AB4503: środleśne oczko dystroficzne, 0,5 km SW od Leszczna. Oxycoccus palustris L. (rys. 12). AB3531: torfowisko przejściowe, 2 km W od Wysokiej Kamieńskiej. AB3532: torfowisko przejściowe, 1 km SW od Wysokiej Kamieńskiej. AB4402: torfowisko przejściowe, 2 km S od Wiejkówka. AB4403: torfowisko przejściowe, 2 km S od Wiejkówka. AB4412: żywe torfowisko wysokie, 2 km SW od Siniechowa. AB4530: żywe torfowisko wysokie, 1 km SW od Przybiernowa. AB4602: żywe torfowisko wysokie, 2,5 km NE od Drzewicy. AB4612: żywe torfowisko wysokie, 3 km SE od Kłębów. AB4622: torfowisko przejściowe, 0,5 km S od Łęgna. AB4700: torfowisko przejściowe nad jeziorkiem, 2 km S od Uniborza.

Materiały do flory naczyniowej...

107

Vaccinium uliginosum L. (rys. 13). AB3531: torfowisko przejściowe, 2 km W od Wysokiej Kamieńskiej. AB4403: torfowisko przejściowe, 2 km S od Wiejkówka. AB4412: żywe torfowisko wysokie, 2 km SW od Siniechowa. AB4433: torfowisko przejściowe, 2 km S od Zabierzewa, 2 km S od Miodowic. AB4530: żywe torfowisko wysokie, 1 km SW od Przybiernowa. AB4602: żywe torfowisko wysokie, 2,5 km NE od Drzewicy. AB4612: żywe torfowisko wysokie, 3 km SE od Kłębów. AB4622: żywe torfowisko wysokie, 0,5 km S od Łęgna. AB5502: torfowisko wysokie, 4 km S od Rokity. Wolffia arrhiza (L.) Horkel ex Wimmer (rys. 14). AB4403: śródleśne stawy eutroficzne, jeziorko dystroficzne, 3 km S od Mierzęcina. 4. Podsumowanie Północne krańce Puszczy Goleniowskiej są miejscem występowania wielu cennych roślin naczyniowych. Gatunki: Ledum palustre L., Erica tetralix L., Drosera rotundifolia L., Scheuchzeria palustris L., Drosera intermedia Hayne są w Polsce objęte całkowitą ochroną prawną. Dwa ostatnie, są ponadto (w skali Polski) krytycznie zagrożone wyginięciem (Mirek i in. 2006). Na uwagę zasługują również nowe stanowiska Wolffia arrhiza (L.) Horkel ex Wimmer, najmniejszej rośliny naczyniowej Polski.

108

Bartosz Startek, Agnieszka Popiela

Rys. 1. Nowe stanowiska Andromeda polifolia L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 1. New sites of Andromeda polifolia L. in the Puszcza Goleniowska forest

Rys. 2. Nowe stanowiska Carex limosa L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 2. New sites of Carex limosa L. in the Puszcza Goleniowska forest

Materiały do flory naczyniowej...

Rys. 3. Nowe stanowiska Drosera intermedia Hayne w Puszczy Goleniowskiej Fig. 3. New sites of Drosera intermedia Hayne in the Puszcza Goleniowska forest

Rys. 4. Nowe stanowiska Drosera rotundifolia L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 4. New sites of Drosera rotundifolia L. in the Puszcza Goleniowska forest

109

110

Bartosz Startek, Agnieszka Popiela

Rys. 5. Nowe stanowiska Erica tetralix L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 5. New sites of Erica tetralix L. in the Puszcza Goleniowska forest

Rys. 6. Nowe stanowiska Eriophorum angustifolium Honck w Puszczy Goleniowskiej Fig. 6. New sites of Eriophorum angustifolium Honck in the Puszcza Goleniowska forest

Materiały do flory naczyniowej...

Rys. 7. Nowe stanowiska Eriophorum vaginatum L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 7. New sites of Eriophorum vaginatum L. in the Puszcza Goleniowska forest

Rys. 8. Nowe stanowiska Ledum palustre L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 8. New sites of Ledum palustre L. in the Puszcza Goleniowska forest

111

112

Bartosz Startek, Agnieszka Popiela

Rys. 9. Nowe stanowiska Menyanthes trifoliata L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 9. New sites of Menyanthes trifoliata L. in the Puszcza Goleniowska forest

Rys. 10. Nowe stanowiska Rhynchospora alba (L.) Vahl w Puszczy Goleniowskiej Fig. 10. New sites of Rhynchospora alba (L.) Vahl in the Puszcza Goleniowska forest

Materiały do flory naczyniowej...

Rys. 11. Nowe stanowiska Scheuchzeria palustris L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 11. New sites of Scheuchzeria palustris L. in the Puszcza Goleniowska forest

Rys. 12. Nowe stanowiska Oxycoccus palustris L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 12. New sites of Oxycoccus palustris L. in the Puszcza Goleniowska forest

113

114

Bartosz Startek, Agnieszka Popiela

Rys. 13. Nowe stanowiska Vaccinium uliginosum L. w Puszczy Goleniowskiej Fig. 13. New sites of Vaccinium uliginosum L. in the Puszcza Goleniowska forest

Rys. 14. Nowe stanowisko Wolffia arrhiza (L.) Horkel ex Wimmer w Puszczy Goleniowskiej Fig. 14. New sites of Wolffia arrhiza (L.) Horkel ex Wimmer. in the Puszcza Goleniowska forest

Materiały do flory naczyniowej...

115

BIBLIOGRAFIA Bacieczko W., 1995: Studia porównawcze nad szatą roślinną występującą aktualnie w dolinie Płoni w stosunku do badań W. Libberta z 1938 r. Akademia Rolnicza, Szczecin, 166, s. 3–146. Banaś-Stankiewicz U., 2007a: Roślinność torfowisk mszarnych Specjalnego Obszaru Ochrony „Ostoja Goleniowska” na Pomorzu Zachodnim. Cz. I. Zbiorowiska wodne z klas: Potametea R. TX. ET PRSG 1942 i Littorelletea uniflorae BR.-BL. et R.TX. 1943. Folia Univ. Agric. Stetin., Ser. Agric., Aliment., Pisc., Zootech. A, 253 (1), s. 19–26. Banaś-Stankiewicz U., 2007b: Roślinność torfowisk mszarnych Specjalnego Obszaru Ochrony „Ostoja Goleniowska” na Pomorzu Zachodnim. Cz. II. Zbiorowiska torfowisk przejściowych ze związku Rhynchosporion albae W. KOCH 1926 B. Folia Univ. Agric. Stetin., Ser. Agric., Aliment., Pisc., Zootech., 255 (2), s. 5–16. Banaś-Stankiewicz U., 2007c: Roślinność torfowisk mszarnych Specjalnego Obszaru Ochrony„Ostoja Goleniowska” na Pomorzu Zachodnim. Cz. III. Zbiorowiska torfowisk przejściowych, ze związków Caricion lasiocarpae VANDEN BERGHEN IN LEBRUN AL. 1949 i Caricion nigrae. W. KOCH 1926. Folia Univ. Agric. Stetin., Ser. Agric., Aliment., Pisc., Zootech., 255 (2), s. 17–32. Banaś-Stankiewicz U., 2007d: Roślinność torfowisk mszarnych Specjalnego Obszaru Ochrony„Ostoja Goleniowska” na Pomorzu Zachodnim. Cz. IV. Zbiorowiska torfowisk wysokich z klasy Oxycocco-Sphagnetea Br.-Bl. et R. Tx. 1943. Folia Univ. Stetin., Ser. Agric., Aliment., Pisc., Zootech., 257 (3), s. 23–38. Banaś-Stankiewicz U., 2007e: Roślinność torfowisk mszarnych Specjalnego Obszaru Ochrony„ Ostoja Goleniowska” na Pomorzu Zachodnim. Cz. V. Zbiorowiska leśne z klas Alnetea Glutinosae Br.-Bl. et R. Tx. 1943 i Vaccinio-Piceetea Br.-Bl. 1939. Folia Univ. Stetin., Ser. Agric., Aliment., Pisc., Zootech., 259 (4), s. 7–18. Borówka R., Friedrich S., Heese T., Jasnowska J., Kochanowska R., Opechowski M., Stanecka E., Zyska W., 2002: Przyroda Pomorza Zachodniego. Oficyna in plus. Szczecin. Ćwikliński E., 1988: Rośliny naczyniowe Wyspy Chrząszczewskiej. Monogr. Wyższej Szkoły Rolniczo-Pedagogicznej w Siedlcach, 6, s. 1–86. Czubiński Z., 1950: Zagadnienia geobotaniczne Pomorza. Bad. Fizjogr. Pol. Zach., 2 (4), s. 439–658. Friedrich S., 1984: Mikroflora Puszczy Goleniowskiej. Acta Mycol., 20, 2, s. 173–208. Friedrich S., 1985: Macromycetes na tle zespołów leśnych Puszczy Goleniowskiej. Acta Mycol., 21 (1), s. 43–76.

116

Bartosz Startek, Agnieszka Popiela

Fudali E., 1991: Zbiorowiska roślinne okrajka i potorfii torfowiska mszarnego Wrzosiec (Puszcza Goleniowska). Zesz. Nauk. AR Szczecin, Roln., 149, 51, s. 139–155. Fudali E., 1993: Materiały do znajomości flory i zbiorowisk mszaków Puszczy Goleniowskiej. II. Lasy Nadleśnictw Goleniów i Rokita. Zesz. Nauk. AR Szczecin, Roln., 149, 51, s. 139–155. Fudali E., 1993: Materiały do znajomości flory i zbiorowisk mszaków Puszczy Goleniowskiej (Nizina Szczecińska). I. Torfowisko mszarne Wrzosiec. Bad. Fizjogr. Pol. Zach., Ser. B Bot., 43, s. 171–186. Fudali E. Popiela A., 1994: Przemiany roślinności okrajka i potorfii torfowiska mszarnego „Wrzosiec” (Puszcza Goleniowska). Prz. Przyr., Ser. Przyr., 155, 54, s. 217–236. Grinn-Gofroń A., Ciaciura M., 2000: Nowe stanowisko długosza królewskiego Osmunda regalis w Nadleśnictwie Rokita. Chrońmy Przyr. Ojczystą, 56, 5, s. 18–21. Grinn–Gofroń A., Ciaciura M., 2002: Stanowiska naparstnicy purpurowej Digitalis purpuera na Pomorzu Zachodnim. Chrońmy Przyr. Ojczystą, 58, 4, s. 103–105. Jasnowski M., 1962: Budowa i roślinność torfowisk Pomorza Zachodniego. Szczecińskie Wydawnictwo Naukowe, Wydz. Nauk Przyr.- Rol., 10, s. 3–340. Jasnowski M., Jasnowska J., Markowski S. 1965: Rośliny naczyniowe torfowisk Pomorza Szczecińskiego. Uzupełnienie I. Fragm. Flor. Geobot., 11 (1), s. 13–22. Kondracki J., 2002: Geografia regionalna Polski. PWN, Warszawa. Król S., 1991: Progresja cisa pospolitego Taxus baccata L. w Nadleśnictwie Rokita na Pomorzu Szczecińskim. Chrońmy Przyr. Ojczystą, 54, 6, s. 52–60. Mirek Z., Piękoś-Mirkowa H., Zając A., Zając M., 2002: Flowering plants and pteridophytes of Poland. A checklist. W. Szafer Institute of Botany, Polish Academy of Sciences, Kraków. Mirek Z., Zarzycki K., Wojewoda W., Szeląg Z. (red.), 2006: Red list of plants and fungi in Poland. Czerwona lista roślin i grzybów Polski. Instytut Botaniki im. W. Szafera, Polska Akademia Nauk, Kraków. Piotrowska H., 1966a: Rośliny naczyniowe wysp Wolina i południowo-wschodniego Uznamu. PTPN, Wydz. Matemat.-Przyr., Prace Kom. Biol., 30 (4), s. 1–283. Piotrowska H., 1966b: Stosunki geobotaniczne wysp Wolina i południowo-wschodniego Uznamu. Monogr. Bot., 22, s. 1–156. Popiela A., 2004: Phytogeographical aspects of distribution of forest species in the Pomerania region (NW Poland). Bot. Jahr., 125 (2), s. 97–228. Więcław H., 2006: Flora roślin naczyniowych Ińskiego Parku Krajobrazowego i jej antropogeniczne przeobrażenia, cz. I. Wyd. Nauk. US, Szczecin.

117

Materiały do flory naczyniowej...

Zając A., Zając M., Ciaciura M., 1993: Rośliny naczyniowe zaodrza (na zachód od Szczecina). Szczecin, s. 1–151. Zając A., Zając M. (red.), 2001: Atlas rozmieszczenia roślin naczyniowych w Polsce. – Distribution Atlas of Vascular Plants in Poland. Pracownia Chorologii Komputerowej Instytutu Botaniki Uniwersytetu Jagiellońskiego, Kraków. Ziarnek K., 2002: Dynamika flory roślin naczyniowych Puszczy Bukowej pod Szczecinem. Praca doktorska. Instytut Biologii Środowiska UAM, Poznań (maszynopis).

DATA RE VASCULAR FLORA OF THE PUSZCZA GOLENIOWSKA PRIMEVAL FOREST (NW POLAND) Summary New sites of 15 rare vascular plants species in the western part of Pomerania associated mainly with peat ecosystem are given, among other: Scheuchzeria palustris L., Drosera intermedia Hayne, Wolffia arrhiza (L.). Distribution maps of the discussed species are provided. Translated by A. Popiela

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

ANNA SZEFNER-MIRZOŁEMSKA Uniwersytet Szczeciński

OCENA WYBRANYCH PARAMETRÓW HEMATOLOGICZNYCH BYDŁA RASY HOLSZTYŃSKO-FRYZYJSKIEJ The estimation of chosen hematological parameters of the cattle of the Holstein-Frisian breed

Słowa kluczowe: bydło, rasa holsztyńsko-fryzyjska, parametry hematologiczne Key words: cattle, Holstein-Frisian race, hematological parameters

1. Wstęp Pomorze Zachodnie ma sprzyjające warunki do chowu i hodowli bydła. Dogodne położenie tego regionu, a także dobre połączenia komunikacyjne z innymi miastami oraz bliskość Niemiec stwarzają duże możliwości związane z rynkiem zbytu produktów pochodzenia mlecznego i mięsnego (Szymańska 2002). Rasa krów holsztyńsko-fryzyjska (hf) jest najbardziej rozpowszechniona w Polsce. Jej udział w ogólnym pogłowiu krów użytkowanych mlecznie stanowi ponad 90% (Litwińczuk i in. 2006). Holsztyno-fryzy są bydłem wcześnie dojrzewającym. Umaszczenie zwierząt może być czarno-białe lub czerwono-białe. Rzadziej niż u innych odmian rasy czarno-białej (cb) obserwuje się stany zapalne wymienia (mastitis). Wymiona są dobrze przystosowane do doju mechanicznego (Szymańska 2002). Według danych Krajowego Centrum Hodowli Zwierząt za rok 2004, krowy tej rasy charakteryzuje wysoka wydajność mleczna (6186 kg) przy stosunkowo dużej zawartości tłuszczu (4,21%). Coraz większej wydajności krów towarzyszy zwykle pogorszenie zdrowotności, wskaźników rozrodu, częst-

120

Anna Szefner-Mirzołemska

sze występowanie chorób metabolicznych, w konsekwencji czego dochodzi do skrócenia okresu użytkowania krów i pogorszenia opłacalności produkcji mleka (Mordak 2008). Szczególnie na fermach bydła, uzyskujących wysoki poziom produkcji, obserwuje się częste występowanie wielu problemów zdrowotnych (Mordak 2008). Rozwój nauk technicznych oraz biochemii pozwolił poznać budowę i czynności podstawowych elementów tworzących żywe organizmy. Poznano funkcję białek, cukrów i tłuszczów jako zasadniczych składników budulcowych i energetycznych. W kontrolowaniu zagrożeń dobrostanu i zdrowia zwierząt istotną rolę odgrywają zarówno badania kliniczne, jak i analizy laboratoryjne. Wśród rozmaitych analiz duże znaczenie diagnostyczne mają badania krwi, stanowiące element ułatwiający diagnozę lub o niej rozstrzygający (Mordak 2008; Zaremba 1973). Krew jest najbardziej cennym materiałem w badaniach laboratoryjnych; jest płynem ustrojowym spełniającym wiele zadań. Składa się z części płynnej i z elementów upostaciowanych. Do elementów upostaciowanych należą: krwinki czerwone (erytrocyty), krwinki białe (leukocyty), płytki krwi (trombocyty). Ich rola w ustroju jest bardzo różnorodna, a liczba waha się w zależności od rozmaitych czynników wpływających pobudzająco lub hamująco na układ krwionośny (Woschnagg, Wolfgang 2000; Zaremba 1973). Badanie stosunku między poszczególnymi składnikami krwi oraz oznaczenie ich ogólnej zawartości ma duże znaczenie w diagnozowaniu schorzeń, pozwala zobrazować stan różnych gatunków zwierząt, w tym przeżuwaczy (Mordak 2008; Sobiech i in. 2005). Oddziałujące na zwierzęta czynniki środowiskowe decydują nie tylko o ich produkcyjności, ale też w znacznym stopniu o ich zdrowiu, co objawia się w wartościach parametrów hematologicznych krwi. Krew jest bowiem bardzo czułym wskaźnikiem zmian metabolicznych, zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych zwierząt (Wójcik i in. 2004a). Prawidłowo prowadzona profilaktyka w dużej mierze pozwala ograniczyć występowanie w wysoko produkcyjnych stadach chorób, które mają swoje podłoże w błędach żywieniowych. Od kilkunastu lat trwają badania nad szybkim, tanim, skutecznym profilaktycznym sposobem diagnozowania stanu zdrowia stad bydła. Często stosowana przez lekarzy weterynarii ocena stanu zdrowotnego krów na podstawie wskaźników hematologicznych (profil metaboliczny) odbywa się najczęściej w trakcie trwania choroby i przez to ma mniejsze znaczenie w profilaktyce występowania chorób metabolicznych (Szewczyk i in. 2006). W skład badania hematologicznego wchodzą oznaczenia dotyczące morfologii krwi, które

Ocena wybranych parametrów hematologicznych...

121

stanowią najczęściej wykonywany profil badań diagnostycznych. Podstawą oceny zasadniczych parametrów hematologicznych jest analiza liczby erytrocytów, leukocytów i trombocytów, a także poziomu hemoglobiny, wskaźnika hematokrytowego i wskaźników czerwonokrwinkowych (Szymańska 2002). Celem pracy była analiza wskaźników hematologicznych krwi bydła rasy holsztyńsko-fryzyjskiej w zależności od wieku i parametrów hodowlano-produkcyjnych. 2. Materiały i metody badań Badaniem objęto 90 krów rasy holsztyńsko-fryzyjskiej klinicznie zdrowych w różnym wieku. Przebadano: 30 cieląt (od 15. do 29. tygodnia życia), 30 jałówek (od 11. do 24. miesiąca życia), 30 krów dorosłych (od 2. do 6. roku życia). Zwierzęta pochodziły z trzech gospodarstw Spółdzielczej Agrofirmy w Witkowie w województwie zachodniopomorskim. W okresie badań krowy były karmione dwa razy dziennie kiszonką przygotowaną (według systemu TMR) z kukurydzy, traw, lucerny, roślin zbożowych z użyciem preparatów Labacsil Bakterie i Labacsil Acid, Lactoma, Protamilk oraz mieszankami witaminowo-mineralnymi Camisan, Profisan lub Topian. Krew do badań pobrano w okresie jesiennym przed rannym karmieniem, z żyły szyjnej, do małych próbówek (2 ml) z antykoagulantem. Zakres przeprowadzonych badań obejmował oznaczenie liczby leukocytów (WBC), trombocytów (PLT), stężenia hemoglobiny (Hb), wskaźnika hematokrytowego (Hct) oraz średniego stężenia hemoglobiny w krwince czerwonej (MCHC). Dodatkowo, tabelę 1 uzupełniono wynikami badań subpopulacji leukocytów z podziałem na dwie grupy. Mianowicie w wierszu oznaczonym symbolem GRANS zestawiono wartości granulocytów (sumarycznej zawartości: eozynofilii, neutrofilii oraz bazofilii), natomiast w wierszu oznaczonym symbolem L/M – wartości subpopulacji agranulocytów, tj. sumarycznego udziału limfocytów i monocytów. Wszystkie uzyskane wyniki liczbowe opracowano statystycznie za pomocą programu Statistica 5.1, metodą jednoczynnikowej analizy wariancji, a istotność różnic oszacowano metodą porównania Post hoc w dwóch testach: 1) NIR (najmniejszej istotnej różnicy), 2) Newmana-Keulsa (oba testy dały zgodność szacowania istotności).

122

Anna Szefner-Mirzołemska

Po analizie statystycznej badania uzupełniono o wyliczenie stosunku granulocytów i agranulocytów. 3. Wyniki badań i omówienie Uzyskane wyniki badań scharakteryzowano w tabeli 1 za pomocą podstawowych wielkości statystyki opisowej: średniej arytmetycznej, odchylenia standardowego oraz wartości minimalnej i maksymalnej w próbie. Analiza wariancji zmiennej grupującej, za którą uznano badane bydło pogrupowane w klasy: cielęta, jałówki i krowy, wykazuje bardzo małe wartości poziomów istotności, które są mniejsze od p < 0,000001, dla wszystkich podstawowych wskaźników hematologicznych badanego bydła (Mańczak 1976). Oznacza to silną zależność między podstawowymi wskaźnikami hematologicznymi a wiekiem bydła. Rysunki 1–3 przedstawiają położenie wartości średniej dla poszczególnego wskaźnika hematologicznego względem średniej wartości referencyjnej wyrażonej w procentach. Podstawowe wskaźniki czerwonokrwinkowe w populacji badanego bydła (tabela 1, rys. 1 i 2) mieszczą się w przedziałach przyjmowanych wartości referencyjnych. W tym stężenie hemoglobiny (Hb) oraz wskaźnik hematokrytowy (Hct) badanych cieląt i jałówek jest nieznacznie mniejszy od przedziału wartości referencyjnych (patrz rys. 1 i 2) i nie przekracza (–12%) wartości oczekiwanej. Dla krów dorosłych wartości średnie tych wskaźników są niższe o 20% wartości oczekiwanej, ale, jak zaznaczono poprzednio, mieszczą się w przyjętych zakresach wartości referencyjnych. Podobnie wskaźnik PLT (rys. 3) nie odbiega więcej niż ±20% przedziału referencyjnego, zarówno dla cieląt (–20%), jałówek (–12%), jak i krów dorosłych (+6%). W ogólnej diagnostyce klinicznej szczególnie ważne są zmiany zachodzące w obrazie krwinek białych. Warunkiem ich oceny jest znajomość wartości prawidłowych i rozpiętości wahań fizjologicznych. Już ogólna liczba leukocytów ma pewne znaczenie w diagnostyce (Begemann 1985). Średnia liczba leukocytów we krwi badanego bydła wahała się w przedziale 7,9÷15,6 [G/L]. Wartości średnie dla badanej grupy jałówek (9,6 G/L) i krów (7,9 G/L) mieszczą się w zakresie wartości referencyjnych. Z kolei liczba leukocytów we krwi wszystkich objętych badaniem cieląt była podobna i wynosiła 15,6 [G/L] (na rys. 3 odchylenie to wynosi +95% względem wartości oczekiwanej przedziału referencyjnego) oraz znacznie przekraczała wartości referencyjne podawane przez Winnicką (2004) i LABO-WET. Podwyższoną liczbę leukocytów spotykamy w prawie wszystkich chorobach zakaźnych, jako wyraz ostrego procesu zapalnego, nie otrzymując jednak na tej podstawie żadnych wskazówek (Begemann 1985).

Ocena wybranych parametrów hematologicznych...

123

Tabela 1. Wartości parametrów hematologicznych bydła rasy holsztyńsko-fryzyjskiej w gospodarstwach „Witkowo” w województwie zachodniopomorskim Table 1. Values of hematological parameters of cattle of the Holstein-Frisian race in farms „Witkowo” in Westpomeranian province Badana próba

Stężenie hemoglobiny

(HGB) (Hb) [g/dL]

Wskaźnik hematokrytowy

Hct [L/L]

Średnie stężenie hemoglobiny w krwince

MCHC [g/dL]

Liczba leukocytów

parametr

WBC [G/L]

w tym

GRANS [G/L]

Liczba trombocytów

w tym

L/M [G/L]

PLT [G/L]

Wartości statystyki opisowej

Statystyczna istotność różnic między grupami

bydło

średnia

odchylenie standardowe

Cielęta

9,6

1,1

7,8

11,4

a

Jałówki

10,1

0,9

8,4

11,8

a

Krowy

8,97

0,8

7,8

10,6

b

Cielęta

0,305

0,033

0,246

0,380

a

Jałówki

0,306

0,025

0,257

0,356

a

Krowy

0,267

0,025

0,231

0,325

b

Cielęta

31,5

0,9

29,2

33,6

a

Jałówki

32,8

0,6

31,6

34,2

b

Krowy

33,5

0,9

30,9

35,9

c

Cielęta

15,6

2,8

10,7

20,8

a

Jałówki

9,6

2,4

4,8

15,7

b

Krowy

7,9

1,4

6,0

11,3

c

Cielęta

3,4

2,1

0,9

10,6

a

Jałówki

2,9

1,1

1,4

5,9

b

Krowy

2,3

0,9

1,1

4,6

b

Cielęta

12,2

2,3

8,8

18,2

a

Jałówki

6,7

1,6

3,4

9,8

b

Krowy

5,6

0,9

4,1

7,6

c

Cielęta

269

111

390

808

a

Jałówki

296

66

124

422

b

Krowy

358

72

237

528

c

min.

max.

Wartości referencyjne

8,00÷14,00* 8,0÷14,0**

0,24÷0,46* 0,25÷0,42**

30÷36*** 27,0÷34,9**

4,00÷12,00* 4,0÷12,0**

2,0÷6,0**

3,0÷7,5**

150÷650*** 175÷500**

Objaśnienia: * – wartości referencyjne według Winnickiej (2004), ** – wartości referencyjne według katalogu firmy „LABO-WET” w Szczecinie, *** – wartości referencyjne według Janeczek i in. 1991, a, b, c – różnymi literami zaznaczono (efekty) różnice średnich między grupami istotne statystycznie przy p < 0,05.

124

Anna Szefner-Mirzołemska

Z dodatkowych badań subpopulacji leukocytów WBC wynika, że na znaczny wzrost liczby leukocytów u badanych cieląt ma wpływ duża (względem wartości referencyjnych) liczba agranulocytów, czyli sumaryczna zawartość limfocytów i monocytów (tabela 1). Z rysunku 3 można odczytać, że wskaźnik L/M dla cieląt wynosi +132% i przekracza ponad dwukrotnie ogólnie przyjęte wartości referencyjne. Uzyskana średnia wartość liczby granulocytów w badanej grupie cieląt kształtowała się nieco poniżej przedziału wartości referencyjnych. Na podstawie przeprowadzonych analiz można stwierdzić, że wszystkie średnie wartości badanych parametrów u jałówek i krów mieściły się w granicach normy fizjologicznej podawanych dla zdrowego bydła przez Winnicką (2004).

50 40 30

Odchylenie, %

20 10 HGB 0

Hct CielĊta

-10

Jaáówki

Krowy

ref max ref min

-20 -30 -40 -50

Rys. 1. Odchylenie wskaźników czerwonokrwinkowych od wartości średniej przedziału referencyjnego (wartości oczekiwanej) według LABO-WET dla badanej populacji bydła rasy holsztyńsko-fryzyjskiej w gospodarstwach „Witkowo” w województwie zachodniopomorskim Fig. 1. Deviation of coefficients of red blood corpuscles from the mean value of interval section of reverence according to LABO-WET for the examined population of cattle bloods of the Holstein-Frisian breed in farms „Witkowo” Westpomeranian province

125

Ocena wybranych parametrów hematologicznych...

15

10

Odchylenie, %

5 MCHC ref max

0 CielĊta

Jaáówki

Krowy

ref min

-5

-10

-15

Rys. 2. Odchylenie wskaźnika MCHC od wartości średniej przedziału referencyjnego dla badanej populacji bydła rasy holsztyńsko-fryzyjskiej w gospodarstwach „Witkowo” w województwie zachodniopomorskim Fig. 2. Deviation of coefficient of MCHC from the mean value of interval section of reverence for the examined population of cattle bloods of the Holstein-Frisian breed in farms „Witkowo” Westpomeranian province

150

100

Odchylenie, %

WBC 50

GRANS L/M PLT ref max

0 CielĊta

Jaáówki

Krowy

ref min

-50

-100

Rys. 3. Odchylenie wskaźników białokrwinkowych i PLT od wartości średniej przedziału referencyjnego dla badanej populacji bydła rasy holsztyńsko-fryzyjskiej w gospodarstwach „Witkowo” w województwie zachodniopomorskim Fig. 3. Deviation of coefficients of white blood corpuscles and PLT from the mean value of interval section of reverence for the examined population of cattle bloods of the Holstein-Frisian breed in farms „Witkowo” Westpomeranian province

126

Anna Szefner-Mirzołemska

Należy podkreślić, że badania były prowadzone jesienią, a w okresie letnim krowy i jałówki często przebywały na pastwisku. Pobierały z runi prawie całą dzienną dawkę suchej masy, dostarczając tym samym zgodną z zapotrzebowaniem ilość energii, białka oraz składników mineralnych (Wójcik i in. 2004b). Niepokojące wysokie wskaźniki WBC zaobserwowano we krwi badanych cieląt (urodzonych latem). Chociaż Baumgartner (Mordak 2008) podaje szeroki zakres wartości referencyjnych dla cieląt, to jednak w badaniach własnych ilość leukocytów znacznie je przekraczała. Możliwe, iż sezon urodzenia miał wpływ na stan zdrowia badanych cieląt. Do podobnych wniosków doszli Szewczuk i in. (2006), którzy stwierdzili największy procent zwierząt chorych wycielonych w okresie jesienno-zimowym, natomiast najmniejszy latem. To tłumaczyłoby podwyższoną ilość leukocytów. Trzeba pamiętać, że wychów cieląt stanowi jeden z najistotniejszych etapów w cyklu produkcji mleka i mięsa wołowego. Najtrudniejszym okresem są pierwsze miesiące życia cieląt. Młode zwierzęta są podatne na choroby, których przebycie rzutuje na późniejszą użytkowość i opłacalność produkcji (Szulc, Zachwieja 1996). Systematycznie prowadzona opieka nad stadem przynosi poprawę ogólnej zdrowotności zwierząt, ich płodności i wydajności mlecznej, a także pozwala stwierdzić odpowiednio wcześnie zagrożenia wynikające z wpływu negatywnych czynników (Losandi i in. 2004). Należy pamiętać, że wyniki badań laboratoryjnych krwi powinny być oceniane w kontekście badań klinicznych, kondycji krów, ich wydajności, składu dawki pokarmowej oraz analizy mleka, moczu i kału (Szulc, Zachwieja 1996). 4. Wnioski Przedstawiona ocena wybranych parametrów hematologicznych krwi krów rasy holsztyńsko-fryzyjskiej ma dużą wartość diagnostyczną w praktyce weterynaryjnej. Na podstawie przeprowadzonych badań można stwierdzić, że: 1) wszystkie średnie wartości badanych parametrów u jałówek i krów mieściły się w granicach wartości referencyjnych, 2) niepokojąco wysokie wskaźniki WBC zaobserwowano we krwi badanych cieląt (urodzonych latem), 3) dysproporcje wskaźników można tłumaczyć tym, że hodowcy więcej uwagi poświęcali jałówkom i krowom jako materiałowi reprodukcyjnemu (badania prowadzono jesienią – po letnim wypasie krów i jałówek).

Ocena wybranych parametrów hematologicznych...

127

BIBLIOGRAFIA Begemann H., 1985: Hematologia praktyczna. PZWL, Warszawa, s. 17–79. Berleć K., Traczykowski A., 2004: Wpływ wybranych probiotyków na kształtowanie się makroelementów w surowicy krwi cieląt. „Zootechnika Li”, 501. Janeczek W., Chudoba-Drozdowska B., Rojkowski A., Szulc T, 1991: Kształtowanie się poziomów wybranych wskaźników krwi krów dokarmianych przed porodem różnymi dodatkami paszowymi. Zesz. Nauk. Rol. Wrocław, XXXV, s. 17–31. Kupczyński R., Adamski M., 2004: Kształtowanie się wybranych parametrów krwi cieląt w zależności od stanu ich zdrowia. „Zootechnika Li”, 501. Litwińczuk A., Barłowska J., Król J., Sawiska W., 2006: Porównanie składu chemicznego i zawartości mocznika w mleku krów czarno-białych i simentalskich z okresem żywienia letniego i zimowego. Annales Universitatis Mariae Curie-Skłodowska, vol. XXIV, s. 10. Losandi B., Czerniewska-Piątkowska E., Kamieniecki H., 2004: Wpływ sezonu odchowu jałówek rasy holsztyńsko-niemieckiej z terenów Pomorza Przedniego na ich wzrost i rozwój. Zootechnika Li, 501. Mańczak K., 1976: Technika planowania eksperymentu. Towarzystwo Naukowo-Techniczne, Warszawa. Mordak R., 2008: Podstawowe parametry biochemiczne i hematologiczne w monitorowaniu zdrowia bydła. Życie Weterynaryjne, 83 (7). Sobiech P., Zbanyszek M., Kuleta Z., 2005: Wskaźniki krzepnięcia krów rasy h-f. Annales Universitatis Mariae Curie-Skłodowska, vol. LX, s. 19. Szewczuk M., Kamieniecki H., Czerniawska-Piątkowska E., Szatkowska I., 2006: Wpływ sezonu urodzenia na zdrowotność i wyniki cieląt. Acta Sci. Pol., Zootechnica, 5 (2), s. 119–124. Szulc T., Zachwieja A., 1996: Możliwości sterowania składem siary krów. IV Szkoła Zimowa, Wydaw. AR, Kraków, s. 56–65. Szymańska A., 2002: Użytkowanie krów holsztyńsko-fryzyjskich w warunkach polskich. Negatyw, Warszawa. Winnicka A., 2004: Wartości referencyjne podstawowych badań laboratoryjnych w weterynarii. Wydawnictwo SGGW, Warszawa. Woschnagg H., Wolfgang E., 2000: Jak interpretować wyniki badań. Bertelsmann, Warszawa, s. 20–37.

128

Anna Szefner-Mirzołemska

Wójcik A., Mituniewicz T., Iwańczuk-Czernik K., Sowińska J., Witkowska D., 2004a: Analiza wskaźników krwi bydła mięsnego rasy charolaise i limousine w aspekcie dobrostanu. Zootechnika Li, 501. Wójcik A., Mituniewicz T., Iwańczuk-Czernik K., Sowińska J., Witkowska D., 2004b: Ocena dobrostanu bydła mięsnego ras charolaise i limousin w okresie pastwiskowym na podstawie analizy warunków utrzymania oraz wyników produkcyjnych. Zootechnika Li, 501. Zaremba B., 1973: Lekarski poradnik domowy. PZWL, Warszawa, s. 763–764.

THE ESTIMATION OF CHOSEN HEMATOLOGICAL PARAMETERS OF THE CATTLE OF THE HOLSTEIN-FRISIAN BREED Summary The race of cows of Holstein-Frisian of the breed black and white is most widespread in Poland. The more and more greater efficiency of cows accompanies among other things the worsening of the wholesomeness, indicators of the reproduction, more and more frequent cases of metabolic illnesses, and a consequence is this the shortening of the useful life of cows and the worsening of the profitability of the production of the milk. In the paper one made estimations hematological parameters the cattle depen-ding on the age and his good-condition. With the investigation one embraced 90 pieces of the cattle (calves, heifers and cows), come from three farms „Agrofirma” in Witkowo. Received in research of the value of hematological parameters at calves were indeed higher with relation to of received values for adult individuals. Translated by Anna Szefner-Mirzołemska

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

PAWEŁ SZNIGIR JAN KĘPCZYŃSKI Uniwersytet Szczeciński

REAKCJA NA REGULATORY WZROSTU NASION AMARANTHUS RETROFLEXUS L. INKUBOWANYCH W GLEBIE PRZEZ OKRES ZIMOWY Reaction to plant growth regulators of Amaranthus retroflexus L. seeds buried in soil for winter period

Słowa kluczowe: Amaranthus retroflexus L., spoczynek pierwotny nasion, regulatory wzrostu, spoczynek-środowisko Key words: Amaranthus retroflexus L., primary seed dormancy, plant growth regulators, dormancy-environment

1. Wstęp Nasiona po zbiorze lub opuszczeniu roślin macierzystych mogą się znajdować w stanie spoczynku pierwotnego, który umożliwia im przetrwanie niekorzystnych warunków środowiska (Baskin, Baskin 1998). Spoczynek bywa zaindukowany w nasionach w trakcie ich rozwoju. Istnieje możliwość, że po wytworzeniu się nasion będą one niespoczynkowe. W nasionach pierwotnie spoczynkowych oraz w niespoczynkowych może zostać zaindukowany spoczynek wtórny przez niekorzystne czynniki zewnętrzne (Bewley, Black 1994). Po opuszczeniu rośliny macierzystej nasiona są przenoszone w różne miejsca lub zasilają glebowy bank nasion. W nasionach znajdujących się w glebowym banku nasion spoczynek pełni funkcję regulatora, w odpowiednich warunkach do kiełkowania ustępuje, a w niekorzystnych się utrzymuje. Indukcja oraz

130

Paweł Sznigir, Jan Kępczyński

ustępowanie spoczynku są kontrolowane przez czynniki środowiska, m.in. przez temperaturę, światło, azotany etc. (Baskin, Baskin 1998; Finch-Savage, Leubner-Metzger 2006). Regulatory wzrostu odgrywają istotną rolę podczas ustępowania spoczynku i kiełkowania nasion (Bewley, Black 1994). Ustąpienie spoczynku jest możliwe po obniżeniu zawartości inhibitorów w nasionach – np. kwasu abscysynowego – oraz zwiększeniu syntezy stymulatorów, takich jak gibereliny, cytokininy czy etylen. Nasiona można wyprowadzić ze spoczynku traktując je odpowiednimi fitohormonami. Do tej pory opublikowano niewiele prac dotyczących oceny wrażliwości na egzogenne fitohormony nasion inkubowanych w glebie przez kilka lub kilkanaście miesięcy. Celem badań było określenie wrażliwości na giberelinę A3 (GA3), etefon (ETH) oraz kwas abscysynowy nasion Amaranthus retroflexus L. inkubowanych w glebie od listopada do czerwca. 2. Materiał i metody Nasiona Amaranthus retroflexus L. zostały zebrane w Lubniewicach w województwie lubuskim we wrześniu 2006 roku z areału około 100 m2. Następnie odważono 36 prób po 12 gram i wsypano do nylonowych woreczków, po czym umieszczono je w drewnianych skrzynkach powleczonych zbrojoną siatką zabezpieczającą nasiona przed gryzoniami. Skrzynki zakopano w glebie w ten sposób, by woreczki z nasionami znajdowały się na głębokości 10 cm. Doświadczenie rozpoczęto 6 listopada 2006 roku, a trwało do 15 czerwca 2007 roku. Pomiaru temperatury dokonywano dwa razy w tygodniu w południe na głębokości 10 cm. Próbki nasion pobierano w miesięcznych odstępach czasu, zabezpieczając je przed naświetleniem, gdyż są wrażliwe na światło. Nasiona odliczano w ciemni, przy zielonym świetle, które nie wpływa na ich kiełkowanie. Po odliczeniu nasiona wkładano do szalek wyłożonych bibułą, wysyconą 1,5 ml wody, roztworu gibereliny A3, etefonu lub kwasu abscysynowego. Szalki z nasionami umieszczono w cieplarce w temperaturze 25°C bez dostępu światła. W doświadczeniach stosowano 50 nasion w trzech powtórzeniach. Liczbę skiełkowanych nasion określano po 1, 4 i 9 dniach inkubacji. Wykresy oraz statystyka zostały wykonane w programie MS OFFICE 2000 – Excel.

Reakcja na regulatory wzrostu...

131

3. Wyniki badań i dyskusja Nasiona Amaranthus retroflexus L. bezpośrednio po zbiorze skiełkowały w niewielkim stopniu; stwierdzono tylko 1% skiełkowanych nasion w temperaturze 25°C (rys. 1). Wcześniej wykazano, że nasiona Amaranthus retroflexus L. nie kiełkują w temperaturze poniżej 35°C, ponieważ znajdują się w spoczynku pierwotnym (Kępczyński i in. 1996). Spoczynek ten ustępował w wyniku przechowywania nasion w stanie powietrznie suchym w temperaturze 25°C przez kilka miesięcy. Nasiona Amaranthus retroflexus L. inkubowane w glebie na głębokości 10 cm od listopada do grudnia skiełkowały w 25°C w około 55% (rys. 2). W miarę upływu czasu przebywania w glebie procent skiełkowanych nasion zwiększał się, osiągając maksymalną wartość w marcu, a więc po 4 miesiącach. Po tym czasie skiełkowało około 90% nasion, co wskazuje na prawie całkowite ustąpienie spoczynku. Zwiększanie się zdolności do kiełkowania nasion było skorelowane z temperaturą 5°C panującą w glebie, utrzymującą się od grudnia do marca. Jest to zgodne z zasadą, że spoczynek nasion tzw. roślin letnich (summer annuals) ustępuje w miesiącach zimowych (Baskin, Baskin 1998). Derkx i Karssen (1993), wykorzystując nasiona Sissymbrium officinale, wykazali, że głównym czynnikiem regulującym spoczynek jest temperatura. W wyniku oddziaływania temperatury spoczynek nasion ustępuje lub jest indukowany w nasionach niespoczynkowych. Podwyższanie temperatury od marca wiązało się z obniżaniem zdolności do kiełkowania nasion. Nasiona przetrzymywane w glebie do czerwca skiełkowały w około 40% (rys. 2). Może to sugerować indukcję wtórnego spoczynku u części nasion. Stwierdzono, że GA3 nie wpływała na kiełkowanie nasion spoczynkowych, a etefon nieznacznie podwyższał procent nasion skiełkowanych (rys. 1). Brak lub słaba reakcja na wymienione regulatory sugeruje wyjątkowo głęboki spoczynek nasion zebranych w 2006 roku. Nasiona zebrane w latach 1987, 1989 i 1992 wykazały znacznie większą wrażliwość na giberelinę i etefon (Kępczyński i in. 1996). Etefon stymulował kiełkowanie nasion inkubowanych w glebie przez miesiąc (rys. 3). Spowodował on skiełkowanie 90% nasion już po jednym dniu inkubacji. Wysoka wrażliwość na etefon utrzymywała się do marca, w kolejnych miesiącach nasiona charakteryzowały się brakiem wrażliwości na ten związek. Etylen, a także etefon, związek uwalniający etylen, stymulują kiełkowanie znaj-

132

Paweł Sznigir, Jan Kępczyński

dujących się w spoczynku pierwotnym lub wtórnym nasion Amaranthus paniculatus, Helianthus annuus, Rumex crispus (Kępczyński, Kępczyńska 1997). Nasiona Amaranthus retroflexus L. są bardzo wrażliwe na etylen, nawet niewielkie jego stężenie oraz bardzo krótki czas traktowania powodowały ustąpienie spoczynku (Schonbeck, Egley 1981). Etylen stymuluje również kiełkowanie nasion w niekorzystnych dla tego procesu warunkach, na przykład supraoptymalnej i suboptymalnej temperaturze, zasoleniu lub deficycie wody (Kępczyński, Kępczyńska 1997). Od dawna znany jest fakt, że gibereliny indukują ustępowanie pierwotnego i wtórnego spoczynku nasion wielu gatunków roślin, np. Amaranthus caudatus (Kępczyński i in. 2006), Chenopodium bonus-henricus L. (Khan, Karssen 1980), Sissymbrium officinale L. (Derkx, Karssen 1993) oraz Malus domestica (Smoleńska, Lewak 1974). Giberelinami można zastąpić światło wymagane do ustąpienia spoczynku nasion tytoniu (Leubner-Metzger 2003). Stwierdzono, że giberelina A3 nie wpływała na szybkość kiełkowania nasion Amaranthus retroflexus L. inkubowanych przez miesiąc w glebie, natomiast podwyższała końcowy procent skiełkowanych nasion; w kombinacji kontrolnej skiełkowało około 55%, a w wyniku inkubacji w obecności gibereliny 80% nasion (rys. 4). GA3 stymulowała proces kiełkowania nasion inkubowanych w glebie przez kolejne dwa miesiące. Nasiona, które przebywały w glebie od marca do czerwca, charakteryzowały się brakiem wrażliwości na giberelinę. Kwas abscysynowy jest odpowiedzialny za stan spoczynku pierwotnego nasion (Bewley, Black 1994). Nadekspresja genu odpowiedzialnego za syntezę ABA powoduje wzrost jego endogennej zawartości oraz zwiększona zostaje głębokość spoczynku (Frey i in. 1999; Thompson i in. 2000). Natomiast brak ekspresji genu odpowiedzialnego za syntezę ABA w trakcie rozwoju nasion spowodował, że spoczynek pierwotny nie został zaindukowany (Karssen i in. 1983). Za spoczynek wtórny nasion Amaranthus caudatus (Kępczyński, Bihun 2001) najprawdopodobniej odpowiedzialny jest również ABA. Zablokowanie biosyntezy ABA poprzez zastosowanie jego inhibitora – fluridonu, spowodowało skiełkowanie wtórnospoczynkowych nasion Amaranthus caudatus (Kępczyński, Bihun 2001). Badano również wpływ ABA na kiełkowanie nasion Amaranthus retroflexus L. po różnym okresie ich inkubacji w glebie. Hormon ten hamował kiełkowanie nasion Amaranthus retroflexus L. przetrzymywanych od listopada do kwietnia (rys. 3). Po 7 miesiącach przebywania w glebie, czyli od maja, nasiona charakteryzowały się niską wrażliwością na ABA.

133

Reakcja na regulatory wzrostu...

4. Podsumowanie Nasiona Amaranthus retroflexus L. bezpośrednio po zbiorze nie kiełkowały w temperaturze 25ºC, ponieważ znajdowały się w głębokim spoczynku. Spoczynek ten ustępuje częściowo po miesiącu, a całkowicie po 4 miesiącach inkubowania w glebie. Obniżanie zdolności do kiełkowania po 7 miesiącach prawdopodobnie wiąże się z indukcją spoczynku wtórnego. Takie zachowanie nasion jest typowe dla tzw. roślin letnich, których spoczynek ustępuje w okresie zimowym (Baskin, Baskin 1998). Nasiona wykazały zróżnicowaną wrażliwość na regulatory w zależności od czasu inkubowania w glebie. Bezpośrednio po zbiorze charakteryzowały się niską wrażliwością na etylen oraz brakiem wrażliwości na giberelinę A3. Zapotrzebowanie na stymulatory wzrostu etylen i giberelinę A3 było największe u nasion inkubowanych do marca, a więc znajdujących się w częściowym spoczynku pierwotnym. Być może wynika to ze zbyt niskiej intensywności produkcji giberelin i etylenu. Nasiona inkubowane od 1 do 6 miesięcy są bardziej wrażliwe na ABA niż nasiona wtórnospoczynkowe – przebywające w glebie przez 7 miesięcy.

Kieákowanie, %

100

Regulator, M kontrola 0 GA GA3 10–3 ETH ETH 10–4

80 60 40 20 0 0

1

4

9

Czas, dni

Rys. 1. Wpływ gibereliny A3 (GA3) i etefonu (ETH) na kiełkowanie nasion spoczynkowych Amaranthus retroflexus L. w temperaturze 25°C Fig. 1. Effect of gibberellin A3 (GA3) and ethephone (ETH) on primary dormant Amaranthus retroflexus L. seeds germination at 25°C

134

25

80

20

60

15

40

10

20

5

Kieákowanie, %

100

0

Tempratura, °C

Paweł Sznigir, Jan Kępczyński

Kieákowanie

ĝrednia temperatura

0 L

G

S

L

M

K

M

C

L

Czas, miesiące

Rys. 2. Wpływ inkubowania nasion Amaranthus retroflexus L. w glebie od listopada do lipca na ich kiełkowanie Fig. 2. Effect of soil burial of Amaranthus retroflexus L. seeds from November to June on their germination GrudzieĔ

100

Regulator, M

Kieákowanie, %

80

0kontrola –3 GA GA3 10

60

–4 ETH ETH 10

40

ABA 10–4 ABA

20 0 0

1

4

9

Czas, dni

StyczeĔ

100

Regulator, M

80 Kieákowanie, %

0 kontrola 60

40

20

0 0

1

4 Czas, dni

9

GA3 GA

10–3

ETH ETH

10–4

ABA ABA

10–4

135

Reakcja na regulatory wzrostu... Luty

100

80 Kieákowanie, %

Regulator, M 0

kontrola

60

GA3 10–3

GA

ETH 10–4

40

ETH

ABA 10–4

ABA

20

0 0

1

4

9

Czas, dni

Marzec

100

Kieákowanie, %

80

60

Regulator, M kontrola 0

40

–3 GA GA 3 10

ETH ETH 10–4

20

ABA ABA 10–4

0 0

1

4

9

Czas, dni

KwiecieĔ

100

Kieákowanie, %

80

Regulator, M 0kontrola

60

–3 GA GA 3 10

ETH 10–4 ETH

40

ABA ABA 10–4

20

0 0

1

4 Czas, dni

9

136

Paweł Sznigir, Jan Kępczyński Maj

100

Kieákowanie, %

80

Regulator, M 60

kontrola 0

–3 GA GA 3 10

40

ETH ETH 10–4 ABA ABA 10–4

20

0 0

1

4

9

Czas, dni

Czerwiec

100

Kieákowanie, %

80

Regulator, M kontrola 0

60

–3 GA GA 3 10

40

ETH ETH 10–4 ABA ABA 10–4

20

0 0

1

4

9

Czas, dni

Rys. 3. Wpływ regulatorów wzrostu na kiełkowanie nasion Amaranthus retroflexus L. przetrzymywanych w glebie od listopada 2006 do czerwca 2007 roku Fig. 3. Effect of plant growth regulators on Amaranthus retroflexus L. seeds germination buried in soil from November to June

Reakcja na regulatory wzrostu...

137

BIBLIOGRAFIA Baskin C.C., Baskin J.M., 1998: Seeds. Ecology, biogeography and evolution of dormancy and germination. Academic Press, San Diego. Bewley J.D., Black M., 1994: Seeds. Physiology of development and germination. 2nd edition. Plenum Press, New York–London. Derkx M.P.M., Karssen C.M., 1993: Changing sensitivity to light and nitrate but not to gibberellins regulates seasonal dormancy patterns in Sisymbrium officinale seeds. Plant, Cell and Environment, 16, s. 469–479. Finch-Savage W.E, Leubner-Metzger G., 2006: Seed dormancy and control of germination. New Phytologist, 171, s. 501–520. Frey A., Audran C., Marin E., Sotta B., Marion-Poll A., 1999: Engineering seed dormancy by the modification of zeaxanthin epoxidase gene expression. Plant Molecular Biology, 39, s. 1267–1274. Karssen C.M., Brinkhorst-van der Swan D.L.C., Breekland A.E., Koornneef M., 1983: Induction of dormancy during seed development by endogenous abscisic acid: Studies on abscisic acid deficient genotypes of Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Planta, 157, s. 158–165. Kępczyński J., Bihun M., 2001: Wtórny spoczynek nasion Amaranthus caudatus – znaczenie etylenu i kwasu abscysynowego. W: S.M. Rogalska, J. Domagała (red.): Człowiek i środowisko przyrodnicze Pomorza Zachodniego. II Ogólnopolskie Sympozjum, Szczecin, s. 240–244. Kępczyński J., Bihun M., Kępczyńska E., 2006: Implication of ethylene in the release of secondary dormancy in Amaranthus caudatus L. seeds by gibberellins or cytokinin. Plant Growth Regulation 48, s. 119–126. Kępczyński J., Corbineau F., Come D., 1996: Responsiveness of Amaranthus retroflexus seeds to ethephon, 1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid and gibberellic acid in relation to temperature and dormancy. Plant Growth Regulation, 20, s. 259–265. Kępczyński J., Kępczyńska E., 1997: Ethylene in seed dormancy and germination. Physiologia Plantarum, 101, s. 720–726. Khan A.A., Karssen C.M., 1980: Induction of secondary dormancy in Chenopodium bonus-henricus L. seeds by osmotic and high temperature treatments and its prevention by light and growth regulators. Plant Physiology, 66, s. 175–181. Leubner-Metzger G., 2003: Functions and regulation of ß-1,3-glucanase during seed germination, dormancy release and after-ripening. Seed Science Research, 13, s. 17–34.

138

Paweł Sznigir, Jan Kępczyński

Schonbeck M.W, Egley G.H., 1981: Phase sequence of redroot pigweed seed germination responses to ethylene and other stimuli. Plant Physiology, 68, s. 175–179. Smoleńska G., Lewak S., 1974: The role of lipases in the germination of dormant apple embryos. Planta 116, s. 361–370. Thompson A.J., Jackson A.C., Symonds R.C., Mulholland B.J., Dadswell A.R., Blake P.S., Burbidge A., Taylor I.B., 2000: Ectopic expression of a tomato 9-cisepoxycarotenoid dioxygenase gene causes over-production of abscisic acid. Plant Journal, 23, s. 363– 374.

REACTION TO PLANT GROWTH REGULATORS OF AMARANTHUS RETROFLEXUS L. SEEDS BURIED IN SOIL FOR WINTER PERIOD Summary Seeds of Amaranthus retroflexus L. after harvest were buried 10 cm deep in soil for winter period to study their sensitivity changes to exogenous plant growth regulators. Seeds after harvest were in vdeep primary dormancy. This dormancy can be break in part after one month of buried, and completely after 4 months. Germination decrease after 7 months it is propably related with induction of secondary dormancy. Seeds show diverse sensitivity to phytohormones in relation of buried period. Requirement to growth stimulators ethylene and gibberellin A3 of buried seeds was greatest until march, when they were partly dormant. Seeds buried in soil from 1 to 6 months are more sensitive to ABA than seeds in secondary dormancy – buried up to 7 months. Translated by Jan Kępczyński, Paweł Sznigir

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

MARTA UMIASTOWSKA Uniwersytet Szczeciński

FLORA I ROŚLINNOŚĆ JEZIOR ZACHODNIEJ CZĘŚCI POJEZIERZA DRAWSKIEGO Flora and vegetation of the lakes of western part of Drawsko Lakeland

Słowa kluczowe: rośliny naczyniowe, zbiorowiska roślinne, jeziora, Pojezierze Drawskie Key words: vascular plant, plant communities, lakes, Drawsko Lakeland

1. Wstęp Niniejsza praca, oparta na wynikach badań florystycznych i fitosocjologicznych, przedstawia wykaz flory naczyniowej oraz opis zbiorowisk roślinnych 15 jezior zachodniej części Pojezierza Drawskiego. Badany obszar odznacza się bardzo dużymi wartościami przyrodniczymi, co zawdzięcza między innymi bogactwu gatunków florystycznych. Zachodnia część Pojezierza Drawskiego obejmuje obszar o powierzchni około 4000 ha, położony w Nadleśnictwie Złocieniec. Badany teren w około 90% pokrywają lasy. Pozostałą część stanowią torfowiska (2%) i jeziora (8%), w tym największe jezioro Siecino (729,7 ha) oraz dwa jeziora lobeliowe – Kapka i Czarnówek. To ostatnie oraz otoczone rozległym torfowiskiem jezioro Morzysław Mały są rezerwatami przyrody. Zgodnie z regionalizacją fizyczno-geograficzną Polski badany teren leży w obrębie mezoregionu Pojezierza Drawskiego (Kondracki 1981), natomiast według podziału geobotanicznego Szafera (1972) jest zaliczany do Okręgu Wałecko-Drawskiego – krainy Pojezierze Pomorskie.

140

Marta Umiastowska

2. Metody i materiał badań Badania florystyczne i fitosocjologiczne jezior oraz ich brzegu przeprowadzono w latach 2006–2008. Wykonano 87 zdjęć florystycznych i 164 zdjęcia fitosocjologiczne. Zdjęcia florystyczne sporządzono przy zastosowaniu map kartogramowych, opartych o sieć kwadratów ATPOL (Zając 1978), które w celu większej dokładności prowadzonych prac dodatkowo podzielono na mniejsze kwadraty o boku 1 km (rys. 1). Zdjęcia fitosocjologiczne wykonano klasyczną metodą Braun-Blanqueta. W tabeli fitosocjologicznej (tabela 1) zestawiono 122 zdjęcia dokumentujące zbiorowiska ze związków: Lemnion gibbae, Riccio fluitantis-Lemnion trisulcae, Potamion, Nymphaeion, Hottonion, Sphagno-Utricularion, Lobelion, Phragmition i Magnocaricion. Pozostałych 40 zdjęć posłużyło do ogólnej charakterystyki innych fitocenonów. Przy charakterystyce zespołów określono częstość występowania zbiorowisk (tabela 2) na podstawie współczynnika frekwencji (Kf) zaproponowanego przez Chmiela (1993). Materiał zielnikowy zdeponowano w zbiorach Katedry Taksonomii Roślin i Fitogeografii Uniwersytetu Szczecińskiego. Nazwy gatunków roślin naczyniowych podano według Mirka i in. (1995). Nomenklaturę oraz systematykę zbiorowisk roślinnych przedstawiono według Matuszkiewicza (2001). Stopień zagrożenia zbiorowisk roślinnych określono według kategorii sformułowanych dla Wielkopolski (Brzeg, Wojterska 1996). 3. Wyniki SYSTEMATYCZNY WYKAZ ZBIOROWISK ROŚLINNYCH Lemnetea minoris R. Tx. 1995 Lemnetalia minoris R. Tx. 1955 Lemnion gibbae R.Tx. et A. Schwabe 1974 in R.Tx. 1974 1. Spirodeletum polyrhizae (Kelhofer 1915) W. Koch 1954 em. R.Tx. et A. Schwabe 1974 in R.Tx. 1974 Riccio fluitantis-Lemnion trisulcae R.Tx. et A. Schwabe 1974 in R.Tx. 1974 2. Lemnetum trisulcae (Kelhofer 1915) Knapp et Stoffers 1962 Potametea R. Tx. et Prsg. 1950 Potametalia Koch 1926 Potamion Koch 1926 em. Oberd. 1957 Grupa Potametum pectinati 3. Potametum nitensis Koch 1926

Flora i roślinność jezior... 4. Potametum pectinati Carstensen 1955 Grupa Potametum lucentis 5. Ranunculetum circinati (Bennema et West. 1943) Regal 1965 6. Elodeetum canadensis (Pign. 1953) Pass. 1964 7. Ceratophylletum demersi Hild. 1956 8. Myriophylletum spicati Soe 1927 9. Potametum compressi Tomasz. 1978 10. Potametum lucentis Hueck 1931 11. Potametum perfoliati Koch 1926 em. Pass. 1964 Nymphaeion Oberd. 1953 12. Hydrocharitetum morsus-ranae Langendonck 1935 13. Potametum natantis Soó 1923 14. Nupharo-Nymphaeetum albae Tomasz. 1977 15. Nymphaeetum candidae Miljan 1958 16. Polygonetum natansis Soó 1927 17. Potametum obtusifolii (Carst. 1954) Segal 1965 Hottonion Segal 1964 18. Hottonietum palustris R. Tx. 1973 Utricularietea intermedio-minoris Den Hartog et Segal 1964 em. Pietsch 1965 Utricularietalia intermedio-minoris Den Hartog et Segal 1964 em. Pietsch 1965 Sphagno-Utricularion Müll. et Görs 1960 19. Scorpido-Utricularietum minoris Müll. et Görs 1960 Littorelletea uniforae Br. – Bl. et R. Tx. 1943 Littorelletalia uniflorae Koch 1926 Lobelion (Van den Berghen 1944) R. Tx. et Dierss. ap. Dierss. 1972 20. Lobelietum dortmannae (Oswald 1923) R. Tx. ap. Dierss. 1972 Phragmitetea R. Tx. et Prsg. 1942 Phragmitetalia Koch 1926 Phragmition Koch 1926 Grupa szuwarów typowych z udziałem roślin wodnych 21. Scirpetum lacustris (Allorge 1922) Chouard 1924 22. Typhetum angustifoliae (Allorge 1922) Soó 1927 23. Sagittario-Sparganietum emersi R. Tx. 1953 24. Sparganietum erecti Roll. 1938 Grupa szuwarów typowych z pojawem gatunków z Magnocaricion 25. Eleocharitetum palustris Šennikow 1919 26. Equisetetum fluviatilis Steffen 1931 27. Phragmitetum australis (Gams 1927) Schmale 1939

141

142

Marta Umiastowska

28. Typhetum latifoliae Soó 1927 29. Acoretum calami Kobendza 1948 Grupa szuwarów właściwych o zmiennym poziomie wody 30. Oenatho-Rorippetum Lohm. 1950 31. Glycerietum maximae Hueck 1931 Magnocaricion Koch 1926 Zbiorowiska należące do dynamicznego kręgu olsów 32. Thelypteridi-Phragmitetum Kuiper 1957 33. Cicuto-Caricetum pseudocyperi Boer et Siss. In Boer 1942 34. Iridetum pseudacori Eggler 1933 Zbiorowiska wysokich turzyc kępkowych lub o grubych rozłogach 35. Caricetum ripariae Soó 1928 36. Caricetum acutiformis Sauer 1937 37. Cariceum paniculatae Wangerin 1916 Zbiorowiska turzyc kępkowych lub rozłogowych, przeważnie torfotwórcze 38. Caricetum rostrae Rübel 1912 Zbiorowiska o charakterze łąk turzycowych 39. Caricetum vesicariae Br-Bl. Et Denis 1926 Nietorfotwórcze szuwary turzycowe lub trawiaste terenów zalewowych 40. Caricetum vulpinae Nowiński 1928 41. Phalaridetum arundinaceae (Koch 1926 n.n.) Lib. 1931 CHARAKTERYSTYKA NIEKTÓRYCH ZESPOŁÓW

W prezentowanej pracy opisano jedynie zbiorowiska występujące najczęściej i najrzadziej oraz zagrożone wyginięciem. Phragmitetum australis

Szuwar trzcinowy jest najpospolitszym zbiorowiskiem roślin zanotowanym na badanym obszarze, nie zaobserwowano go tylko na pięciu stanowiskach (rys. 2). Zarasta niemal całkowicie brzeg jezior, w wielu miejscach otoczony wąskim pasem zarośli o charakterze antropogenicznym. Zwarty łan trzcinowy, do 2 m wysokości, pokrywa przeciętnie 80–100% powierzchni zdjęć. Liczba gatunków roślin w badanej fitocenozie ogółem wynosi 15. Iridetum pseudacori

Zbiorowisko kosaćca żółtego występuje na mulistym dnie akwenu na 26 stanowiskach. Tworzy niewielkie, zwarte płaty ze stałym, licznym udziałem

Flora i roślinność jezior...

143

gatunków z klasy Phragmitetea. W 10 zdjęciach zanotowano pojedyncze występowanie gatunku Iris pseudacorus. Phalaridetum arundinaceae

Wysoki szuwar mozgowy wykształcił się na 25 stanowiskach. Z wyjątkiem trzech stanowisk, na których zanotowano pojedyncze występowanie gatunku Phalaris arundinacea, zespół ten tworzy pas roślinności graniczący z wodą i charakteryzujący się niewielkim udziałem hydrofitów. Ogółem w badanych fitocenozach zanotowano 47 gatunków roślin naczyniowych. Ranunculetum circinati

Zespół jaskra krążkolistnego jest rozpowszechnionym zbiorowiskiem wodnym na badanym obszarze, jednak we wszystkich zdjęciach zanotowano pojedyncze występowanie gatunku Ranunculus circinatus. Zespołowi temu towarzyszą liczne gatunki hydrofitów z klas Potametea i Lemnetea. Myriophylletum spicati

Zespół wywłócznika kłosowego zanotowano na 19 stanowiskach. Powierzchnia występowania tego zespołu jest niewielka i w większości przypadków ogranicza się do pojedynczego występowania gatunku Myriophyllum spicatum. Zespołowi często towarzyszą zbiorowiska hydrofitów z klasy Lemnetea i Potametea. Potametum perfoliati

Zespół rdestnicy przeszytej należy do najpospolitszych fitocenoz z klasy Potametea, występujących na 18 stanowiskach. Tworzy zwarte zbiorowiska, zajmujące 25–70% powierzchni zdjęcia. Zespołowi temu towarzyszą liczne gatunki hydrofitów. Lobelietum dortmannae

Zespół lobelii jeziornej (rys. 3) jest zbiorowiskiem typowym dla tzw. jezior lobeliowych, ograniczonych w Polsce wyłącznie do Pojezierza Pomorskiego. Na badanym obszarze zbiorowisko to wystąpiło na 4 stanowiskach, w jeziorach Kapka i Czarnówek. Jeziora te były bardzo ubogie w pozostałe zbiorowiska hydrofitów z klas Lemnetea i Potametea. Nymphaeetum candidae

Zespół grzybieni północnych (rys. 4), charakterystyczny dla zbiorników ubogich w składniki pokarmowe i silnie wypłyconych, zanotowano tylko na

144

Marta Umiastowska

1 stanowisku. W badanym zdjęciu zanotowano pojedyncze występowanie gatunku Nymphaea candida. Thelypteridi-Phragmitetum

Płaty zespołu Thelypteridi-Phragmitetum mają charakter uginającego się pła, występującego na 11 stanowiskach. Zbiorowisko to przyczynia się do stopniowego lodowacenia się zbiorników wodnych. Sagittario-Sparganietum emersi

Zespół strzałki wodnej i jeżogłówki pojedynczej tworzy niski szuwar tylko na 1 stanowisku. Granicząca z wodą fitocenoza reprezentowana jest wyłącznie przez Sparganium emersum. W badanym płacie zanotowano 9 gatunków roślin naczyniowych. Caricetum vesicariae

Zbiorowisko turzycowo-szuwarowe o charakterze eutroficznym występuje na 17 stanowiskach. Dominująca turzyca pęcherzykowata (rys. 5) nadaje szuwarom kształt stosunkowo niskiej i zwartej łąki. Zespół zajmuje zewnętrzny pas roślinności akwenu, w trzech zdjęciach pokrywając około 90% powierzchni. Łączna liczba gatunków roślin w zbadanych płatach wynosi 66, od 12 do 27 w zdjęciu. 4. Podsumowanie i wnioski Na podstawie 164 zdjęć fitosocjologicznych, wykonanych na obszarze jezior zachodniej części Pojezierza Drawskiego, wyróżniono 41 zespołów roślinnych. Zgodnie z kategoriami zagrożenia zbiorowisk roślinnych sformułowanymi dla Wielkopolski, jeden zespół – Nymphaeetum candidae należy do kategorii V, skupiającej zbiorowiska narażone, cechujące się rzadką i bardzo rzadką stabilnością, oraz trzy zespoły: Sagittario-Sparganietum emersi, Thelypteridi-Phragmitetum i Caricetum vesicariae należą do kategorii I, skupiającej zbiorowiska o bardzo różnym stopniu faktycznego zagrożenia i słabo poznanych tendencjach dynamicznych (Brzeg, Wojterska 1996). Na obszarze jezior zachodniej części Pojezierza Drawskiego nie zaobserwowano żadnego stanowiska, na którym wystąpiłby tylko jeden zespół. Na badanym terenie zanotowano od 2 do 17 zbiorowisk roślinnych na jednym stanowisku. Do bardzo specyficznych akwenów wodnych można zaliczyć jezioro Małe. Na jego

Flora i roślinność jezior...

145

obszarze i brzegu nie stwierdzono żadnego zbiorowiska skupiającego gatunki roślinności wodnej oraz szuwarowej. W obrębie badanych zbiorowisk wystąpił strefowy układ roślinności. Najbardziej zewnętrzny pas roślinności tworzą zbiorowiska szuwarów wysokoturzycowych ze związku Magnocaricion. Do najczęściej spotykanych zespołów należą: Iridetum pseudacori (27 stanowisk) i Phalaridetum arundinaceae (25 stanowisk). Bliżej środka akwenu występują szuwary właściwe ze związku Phragmition, z których najczęstszym jest zespół Phragmitetum australis (48 stanowisk). Najbardziej wewnętrzny pas roślinności tworzą fitocenozy ze związku Potamion, gdzie wśród najczęściej spotykanych zbiorowisk pojawia się zespół Ranunculetum circinati (19 stanowisk), Myriophylletum spicatum (19 stanowisk) i Potametum perfoliati (17 stanowisk). Pomiędzy zbiorowiskami szuwarowymi znaleziono także ubogie florystycznie zbiorowiska pleustonowe z klasy Lemnetea oraz zbiorowiska hydrofitów należące do klasy Potametea. Obszar jezior zachodniej części Pojezierza Drawskiego, pomimo zmian, jakie zaszły w jego florze, ma dużą wartość przyrodniczą, naukową i dydaktyczną. Świadczy o tym m.in. bogata, licząca 322 taksony, flora roślin naczyniowych, w tym 20 gatunków chronionych (Carex chordorhiza, Convalaria majalis, Drosera rotundifolia, Eriophorum gracile, Frangula alnus, Galium odoratum, Hedera helix, Helichrysum arenarium, Ledum palustre, Lobelia dortmana, Lycopodium annotinum, Menyanthes trifoliata, Nuphar lutea, Nymphaea alba, Nymphaea candida, Ononis spinosa, Polypodium vulgare, Primula veris, Ribes nigra, Viburnum opulus), 6 zagrożonych wymarciem (Lobelia dortmana, Potamogeton nitens, Potamogeton obtusifolius, Utricularia australis, Utricularia intermedia, Utricularia vulgaris, Viburnum opulus) oraz 3 znajdujące się w Polskiej Czerwonej Księdze Roślin (Carex chordorhiza, Lobelia dortmana, Nymphaea candida).

146

Marta Umiastowska

S

CM Kp

M MM

Ma C L Kl KM D

Sk

K

St

Ka

Rys. 1. Zachodnia część Pojezierza Drawskiego w obrębie sieci kwadratów ATPOL Fig. 1. The West part of Drawski Lakeland on ATPOL grid square map S – Siecino, K – Kańsko, Ka – Kacper, Kl – Kleszczno, St – Stawno, Sk – Skąpe, D – Dłusko, M – Morzysław, C – Czarnówek, L – Leśniówek, Kp – Kapka, CM – Czarne Małe, MM – Morzysław Mały, KM – Kleszczno Małe, Ma – Małe

Flora i roślinność jezior...

147

Rys. 2. Rozmieszczenie trzciny pospolitej Phragmites australis w sieci kwadratów ATPOL Fig. 2. The distribution of common reed Phragmites australis on ATPOL grid square map

148

Marta Umiastowska

Rys. 3. Rozmieszczenie lobelii jeziornej Lobelia dormanna w sieci kwadratów ATPOL Fig. 3. The distribution of water lobelia Lobelia dormanna on ATPOL grid square map

Flora i roślinność jezior...

149

Rys. 4. Rozmieszczenie grzybieni północnych Nymphaea candida w sieci kwadratów ATPOL Fig. 4. The distribution of small water lily Nymphaea candida on ATPOL grid square map

150

Marta Umiastowska

Rys. 5. Rozmieszczenie turzycy pęcherzykowatej Carex vesicaria w sieci kwadratów ATPOL Fig 5. The distribution of blister sedge Carex vesicaria on ATPOL grid square map

151

Flora i roślinność jezior...

Tabela 1. Zbiorowiska związku: Lemnion gibbae, Riccio fluitantis-Lemnion trisulcae, Potamion, Nymphaeion, Hottonion, Sphagno-Utricularion, Lobelion, Phragmition i Magnocaricion (część 1) Table 1. The communities of alliances: Lemnion gibbae, Riccio fluitantis-Lemnion trisulcae, Potamion, Nymphaeion, Hottonion, Sphagno-Utricularion, Lobelion, Phragmition and Magnocaricion (part 1) Zbiorowisko roślinne (The plant community)

Nazwa jeziora (The name of lake)

Liczba Częstość stanowisk występowania (Number (Taxon presence) of sites)

Związek Lemnion gibbae (The alliance Lemnion gibbae) S, Ka, Kl, St, M dość częsty I. Ch. Ass. Spirodeletum polyrhizae Związek Riccio fluitantis-Lemnion trisulcae (The alliance Riccio fluitantis-Lemnion trisulcae) S, Ka, Kl, D, M dość częsty II. Ch. Ass. Lemnetum trisulcae Związek Potamion (The alliance Potamion) S, K, Kl, D, M, Kp, CM dość częsty III. Ch. Ass. Potametum nitensis S, K, Ka, Kl, St, Sk, M, C, częsty IV. Ch. Ass. Potametum pectinati Kp, CM, MM, KM S bardzo rzadki V. Ch. Ass. Ranunculetum circinati S, K, Ka, Sk, M, C, MM dość częsty VI. Ch. Ass. Elodeetum canadensis S, K, Kl, Sk, D, C, Kp, CM częsty VII. Ch. Ass. Ceratophylletum demersi S, Kl, St, Sk, M, C, MM dość częsty VIII. Ch. Ass. Myriophylletum spicati S, K, Ka, Kl, St, Sk, D, M, bardzo pospolity IX. Ch. Ass. Potametum compressi C, Kp, CM S, K, Ka, Kl, St, Sk, D, M, częsty X. Ch. Ass. Potametum lucentis C, Kp, CM, MM. KM S, D, MM, KM dość rzadki XI. Ch. Ass. Potametum perfoliati Związek Nymphaeion (The alliance Nymphaeion) S. K, Kl, St, Sk, D, M, CM, częsty XII. Ch. Ass. Hydrocharitetum morsus-ranae MM, KM S, Kl, Sk, CM, MM, KM rozpowszechXIII. Ch. Ass. Potametum natantis niony S, K, Kl, St, Sk, M, CM, dość częsty XIV. Ch. Ass. Nupharo-Nymphaeetum albae MM, K, Kl, St, Sk, M, MM MM bardzo rzadki XV. Ch. Ass. Nymphaeetum candidate S, Kl, Sk, CM, MM, KM dość częsty XVI. Ch. Ass. Polygonetum natansis S bardzo rzadki XVII. Ch. Ass. Potametum obtusifolii Związek Hottonion (The alliance Hottonion) K, Kl, St dość rzadki XVIII. Ch. Ass. Hottonietum palustris Związek Sphagno-Utricularion (The alliance Sphagno-Utricularion) bardzo rzadki XIX. Ch. Ass. Scorpido-Utricularietum minoris MM Związek Lobelion (The alliance Lobelion) C, Kp rzadki XX. Ch. Ass. Lobelietum dortmannae

12 12 15 22 1 15 22 16 51 30 6 25 9 17

1 14 2 5 1 3

Objaśnienia (Explanations): S – Siecino, K – Kańsko, Ka – Kacper, Kl – Kleszczno, St – Stawno, Sk – Skąpe, D – Dłusko, M – Morzysław, C – Czarnówek, L – Leśniówek, Kp – Kapka, CM – Czarne Małe, MM – Morzysław Mały, KM – Kleszczno Małe, Ma – Małe

152

Marta Umiastowska

Tabela 1. Zbiorowiska związku: Lemnion gibbae, Riccio fluitantis-Lemnion trisulcae, Potamion, Nymphaeion, Hottonion, Sphagno-Utricularion, Lobelion, Phragmition i Magnocaricion (część 2) Table 1. The communities of alliances: Lemnion gibbae, Riccio fluitantis-Lemnion trisulcae, Potamion, Nymphaeion, Hottonion, Sphagno-Utricularion, Lobelion, Phragmition and Magnocaricion (part 2) Zbiorowisko roślinne (The plant community)

Jezioro (Lake)

Częstość występowania (Taxon presence)

Związek Phragmition (The alliance Phragmition) S, K, Kl, D, M, Kp, CM dość częsty XXI. Ch. Ass. Scirpetum lacustris S, K, Ka, Kl, St, Sk, M, częsty XXII. Ch. Ass. Typhetum angustifoliae C, Kp, CM, MM, KM S bardzo rzadki XXIII. Ch. Ass. Sagittario-Sparganietum emersi S, K, Ka, Sk, M, C, MM dość częsty XXIV. Ch. Ass. Sparganietum erecti S, K, Kl, Sk, D, C, Kp, częsty XXV. Ch. Ass. Eleocharitetum palustris CM S, Kl, St, Sk, M, C, MM dość częsty XXVI. Ch. Ass. Equisetetum fluviatilis S, K, Ka, Kl, St, Sk, D, bardzo XXVII. Ch. Ass. Phragmitetum australis M, C, Kp, CM pospolity S, K, Ka, Kl, St, Sk, D, częsty XXVIII. Ch. Ass. Typhetum latifoliae M, C, Kp, CM, MM. KM S, D, MM, KM dość rzadki XXIX. Ch. Ass. Acoretum calami S, M dość częsty XXX. Ch. Ass. Oenatho-Rorippetum S, K, Kl, Sk, D, M, C, dość częsty XXXI. Ch. Ass. Glycerietum maximae Kp, KM Związek Magnocaricion (The alliance Magnocaricion) K, Kl, St, Sk, D, CM, dość częsty XXXII. Ch. Ass. Thelypteridi-Phragmitetum KM częsty XXXIII. Ch. Ass. Cicuto-Caricetum pseudocyperi S, K, Ka, Kl, St, Sk, D, M, C, Kp, MM, KM S, K, Ks, Kl, St, M częsty XXXIV. Ch. Ass. Iridetum pseudacori S, K, Kl, Sk, KM rozpowszechXXXV. Ch. Ass. Caricetum ripariae niony S, K, Kl, Sk, L, Kp częsty XXXVI. Ch. Ass. Caricetum acutiformis S, Kl, KM dość rzadki XXXVII. Ch. Ass. Cariceum paniculatae S, K, Ka, Kl, Sk, M, L, dość częsty XXXVIII. Ch. Ass. Caricetum rostrae Kp S, K, Kl, Sk, D, L, Kp, dość częsty XXXIX. Ch. Ass. Caricetum vesicariae KM S bardzo rzadki XXXX. Ch. Ass. Caricetum vulpinae S, K, Sk, C, Kp, MM częsty XXXXI. Ch. Ass. Phalaridetum arundinaceae

Liczba stanowisk (Number of sites) 15 22 1 15 22 16 51 30

6 13 18

11 28 27 9 22 6 13 17 1 25

Objaśnienia (Explanations): S – Siecino, K – Kańsko, Ka – Kacper, Kl – Kleszczno, St – Stawno, Sk – Skąpe, D – Dłusko, M – Morzysław, C – Czarnówek, L – Leśniówek, Kp – Kapka, CM – Czarne Małe, MM – Morzysław Mały, KM – Kleszczno Małe, Ma – Małe

153

Flora i roślinność jezior...

Tabela 2. Zestawienie kryteriów pozwalających określić przynależność zbiorowisk do klas frekwencji (KF) Table 2. Frequency coefficients used to characterise communities presence by occurrence classes (KF) KF I II III

Częstość zbiorowiska Symbol (Community presence) (Symbol) Bardzo rzadki (very rare) Rzadki (rare) Dość rzadki (fairly rare)

IV

Rozpowszechniony (widespread) V Dość częsty (fairly frequent) VI Częsty (frequent) VII Pospolity (common) VIII Bardzo popspolity (very common)

Współczynnik frekwencji (F) [%] Liczba stanowisk (Frequency coefficient (F) [%]) (Number of sites)

b rz

≤ 0,50

1–2

rz

0,51–2,00

3–4

d rz

2,01–5,00

5–6

rozp

5,01–10,00

7–10

d cz

10,01–20,00

11–20

cz

20,01–35,00

21–31

posp

35,01–50,00

32–42

b posp

≥ 50,01

≥ 43

BIBLIOGRAFIA Brzeg A., Wojterska M., 1996: Przegląd systematyczny zbiorowisk roślinnych Wielkopolski wraz z oceną stopnia ich zagrożenia. Bad. Fizjogr. nad Pol. Zach. B, 45, s. 7–40. Chmiel J., 1993: Flora roślin naczyniowych wschodniej części Pojezierza Gnieźnieńskiego i jej antropogeniczne przeobrażenia w wieku XIX i XX. Cz. I. Pr. Zakł. Taks. Rośl. UAM w Poznaniu, Wydawnictwo Sorus, Poznań, s. 52–53. Kondracki J., 1981: Geografia fizyczna Polski. PWN, Warszawa. Matuszkiewicz W., 2001: Przewodnik do oznaczania zbiorowisk roślinnych Polski. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa. Mirek Z., Piękoś-Mirkowa H., Zając A., Zając M., 1995: Vascular plants of Poland. A checklist. Pol. Bot. Stud., 15. PAN, Kraków. Szafer W., 1972: Szata roślinna Polski niżowej. [W:] W. Szafer, K. Zarzycki (red.): Szata roślinna Polski. 1. PWN, Warszawa, s. 17–188. Zając A., 1978: Założenia metodyczne atlasu rozmieszczenia roślin naczyniowych w Polsce. Wiad. Bot., 22, 3. Kraków, s. 145–155.

154

Marta Umiastowska FLORA AND VEGETATION OF THE LAKES OF WESTERN PART OF DRAWSKO LAKELAND Summary

The study, based on floral and phytosociological research results, presents vascular flora register as well as plant communities description taking into consideration 15 lakes of western part of Drawsko Lakeland. There was made 87 floral lists and 164 phytosociological surveys. Cartogram maps based on ATPOL cube network were used in making floral surveys. Classical Braun-Blanquet method was implemented to do phytosociological surveys. On the basis of floral survey there was distinguished 41 plant associations. The most frequently encountered groups are the following: Phragmitetum australis, Iridetum pseudacori and Phalaridetum arundinaceae, whereas groups represented by communities Sagittario-Sparganietum emersiand and Nymphaeetum candidae were rarely spotted. On the area of western part of Drawsko Lakeland there were noted 322 vascular plants taxa, including 20 protected species, 6 endangered species as well as 3 species six species which were located in Polish Red Data Book of Plants. Translated by Jolanta Umiastowska

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

ANETTA WIECZOREK Uniwersytet Szczeciński

POROSTY REZERWATÓW SZCZECIŃSKIEGO PARKU KRAJOBRAZOWEGO Lichens of nature reserves of the Szczecin Landscape Park

Słowa kluczowe: rezerwat przyrody, rzadkie i interesujące gatunki, Puszcza Bukowa Key words: nature reserve, rare and interesting species, Bukowa Forest

1. Wstęp Szczeciński Park Krajobrazowy zwany Puszczą Bukową położony jest na południe od granic prawobrzeżnej części Szczecina. Ogólna powierzchnia Parku wynosi 20 tys. ha, z czego 9 tys. ha stanowi zwarty kompleks leśny. Krajobraz Puszczy Bukowej odznacza się bardzo bogatą rzeźbą terenu. Składa się na nią system starych wzniesień z licznie spiętrzonymi wzgórzami o wysokościach dochodzących do 130 m n.p.m. (Musielak 1993). Dodatkowo rzeźbę terenu urozmaicają dolinki schodzące aż do podnóża wzgórz z bujnie rozwiniętą szatą roślinną, liczne malownicze jeziorka morenowe, głęboko wcięte wąwozy i jary o stromo nachylonych zboczach i niewyrównanym dnie. Większość z nich to suche dolinki, nieliczne tylko zajęte są przez cieki wodne zasilane małymi źródełkami. Na terenie Szczecińskiego Parku Krajobrazowego stwierdzono występowanie 86 zespołów roślinnych, w tym 14 zespołów unikatowych (Celiński 1962). Na szczególną uwagę zasługuje żyzna buczyna pomorska Melico-Fagetum, zajmująca blisko 60% ogółu powierzchni leśnej, wiele dobrze zachowanych fragmentów gradów, łęgów, a także jedyny w swoim rodzaju zespół źródliskowej

156

Anetta Wieczorek

buczyny Merucuriali-Fagetum. Obszar ten wyróżnia się również dużą wilgotnością powietrza ze względu na sporą ilość opadów w ciągu roku, bliskość dużych zbiorników wodnych i masy napływającego powietrza atlantyckiego. Wyjątkowe wartości przyrodnicze tego obszaru były podstawą utworzenia w 1956 roku na terenie Szczecińskiego Parku Krajobrazowego pięciu rezerwatów celem ochrony cennych zbiorowisk leśnych. Łączna powierzchnia rezerwatów wynosi 469,39 ha, w tym rezerwat Buczynowe Wąwozy – 39,94 ha, Źródliskowa Buczyna – 121,02 ha, Bukowe Zdroje – 205,90 ha, Trawiasta Buczyna – 78,52 ha i Kołowskie Parowy – 24,01 ha (Stachak 1970). Celem niniejszej pracy była analiza składu gatunkowego porostów występujących w rezerwatach w odniesieniu do bioty porostów stwierdzonych na całym obszarze Szczecińskiego Parku Krajobrazowego. 2. Materiał i metody badań Podstawą do przeprowadzenia analizy bioty porostów rezerwatów Szczecińskiego Parku Krajobrazowego były dane zebrane podczas prac terenowych w latach 1996–2004. Wszystkie gatunki zestawiono w porządku alfabetycznym (tabela 1). Nomenklaturę taksonomiczną przyjęto za Diederich i in. (2009). Kategorie zagrożenia (CR, EN, VU, NT, LC, DD) podano według Czerwonej listy porostów wymarłych i zagrożonych w Polsce (Cieśliński i in. 2003). 3. Wyniki badań Rezerwaty Szczecińskiego Parku Krajobrazowego rozmieszczone są na terenie Puszczy Bukowej wyspowo pośród intensywnie użytkowanych lasów gospodarczych. Obecnie zajmują ok. 7% powierzchni Puszczy Bukowej (rys. 1). Obszar, jaki zajmują, charakteryzuje bogactwo bioty porostów. Z 207 gatunków stwierdzonych na całym terenie Puszczy Bukowej (Wieczorek 2005) 125 taksonów występuje w rezerwatach (rys. 2). Na obszarze rezerwatów stwierdzono występowanie 16 gatunków wyłącznych, niespotykanych poza ich granicami. Należą do nich: Arthonia bysscea, Arthonia didyma, Arthonia punctiformis, Bacidia beckhausii, Bacidina arnoldiana, Buellia schaereri, Chaenotheca phaeocephala, Lecania cyrtella, Lecidea huxariensis, Mycoblastus sanguinarius, Nephroma parile, Pertusaria hymenea, Pertusaria pseudocoralina, Pyrenula nitidella, Trapeliopsisi viridescens, Usnea

Porosty rezerwatów Szczecińskiego Parku Krajobrazowego

157

subfloridiana. Spośród wyżej wymienionych gatunków większość to taksony bardzo rzadkie i rzadkie w skali całego Pomorza Zachodniego (Fałtynowicz 1992). W warunkach Puszczy Bukowej gatunki te utrzymują się w formie kilku słabo rozwiniętych osobników tylko na terenie rezerwatów. Na szczególną uwagę w biocie porostów zasługują gatunki uznawane za relikty puszczańskie (Cieśliński, Czyżewska 1996). Spośród 18 gatunków puszczańskich stwierdzonych na obszarze Puszczy Bukowej 13 taksonów występuje w rezerwatach. Należą do nich: Arthonia bysscea, Bacidina arnoldiana, Bryoria implexa, Buellia disciformis, Calicium viride, Loxospora elatina, Menegazzia terebrata, Mycoblastus sanguinarius, Nephroma parille, Opegrapha vermicellifera, Pertusaria pertusa, Pyrenula nitida, Pyrenula nitidella. Gatunki te uznawane są powszechnie za wskaźniki naturalności ekosystemów leśnych. Wśród nich są taksony występujące sporadycznie poza granicami rezerwatów. Trwanie tych porostów w rezerwatach jest najlepszym dowodem niewielkich zmian, jakie zachodzą w ekosystemach tych obszarów. Z ogólnej liczby gatunków stwierdzonych na terenie rezerwatów blisko 78% bioty porostów stanowią taksony epifityczne, co wiąże się z typowo leśnym charakterem obszaru. Większość z nich to porosty skorupiaste, znajdujące optimum rozwoju w cienistych buczynach. Na gładkiej korze buków i dębów najczęściej spotykamy takie gatunki, jak: Arthonia radiata, Coenogonium pineti, Graphis scripta, Hypogymnia physodes, Melanelixia fuliginosa subsp. fuliginosa, Phlyctis argena, Pyrenula nitida, Porina aenea, Opegrapha viridis. Wysoka frekwencja tych taksonów świadczy o stosunkowo dobrze zachowanym układzie ekologicznym. Za dobrą kondycją tych porostów przemawia również duża liczba plech osobników młodych. Taki stan jest zapewne efektem prowadzonej tu od blisko 50 lat polityki ochronnej, która zapewnia właściwe warunki ekologiczne we wnętrzu lasu, umożliwiając tym samym odpowiedni rozwój wielu gatunkom rzadkim i wrażliwym. Liczba gatunków w poszczególnych rezerwatach zależy przede wszystkim od bogactwa i różnorodności siedlisk i nie wiąże się z wielkością rezerwatu (rys. 3). W biocie porostów rezerwatów Puszczy Bukowej znajduje się 50 taksonów umieszczonych na Czerwonej liście porostów wymarłych i zagrożonych w Polsce (Cieśliński i in. 2003). Stanowi to około 28% wszystkich odnotowanych gatunków porostów na obszarach rezerwatów. Rozkład poszczególnych

158

Anetta Wieczorek

kategorii zagrożenia we florze porostów rezerwatów Puszczy Bukowej przedstawia rysunek 4. Wśród obecnie stwierdzonych gatunków 5 to taksony podlegające kategorii „na granicy wymarcia”, 16 to porosty wymierające, 19 taksonów należy do kategorii „narażone”, 9 znalazło się w kategorii „bliskie zagrożeniu” oraz 1 gatunek w kategorii o niedostatecznych danych. 4. Wnioski Rezerwaty Szczecińskiego Parku Krajobrazowego charakteryzują się dużą różnorodnością gatunkową porostów. Ze względu na prowadzoną od blisko 50 lat politykę ochronną na tych terenach nie uległy zmianie warunki ekologiczne niezbędne dla rozwoju i utrzymywania się gatunków stenotypowych. Rezerwaty stanowią swoiste refungium Puszczy Bukowej, co jest szczególnie ważne w warunkach wzrastającej antropopresji. Perspektywą dla zachowania niezwykle cennych gatunków jest wprowadzanie nowych zasad gospodarowania na obszarach leśnych, polegających przede wszystkim na podniesieniu wieku rębności drzew oraz ograniczeniu zrębów częściowych.

Porosty rezerwatów Szczecińskiego Parku Krajobrazowego

159

pozostaáa czĊĞü puszczy remaining part of forest rezerwaty reserves

0

20

40

60

80

100

%

Rys. 1. Procentowy udział powierzchni rezerwatów w całym obszarze Puszczy Bukowej Fig. 1. Percentage of the area of the whole area of Bukowa Forest

poza rezerwatami altitude with reserves w rezerwatach in reserves

0

50

100

150

200

liczba gatunków number of species

Rys. 2. Liczba gatunków występujących na obszarze Puszczy Bukowej Fig. 2. Number of species which occur in the Forest Bukowa area

Trawiasta Buczyna Buczynowe Wąwozy ħródliskowa Buczyna Bukowe Zdroje Koáowskie Parowy

liczba gatunków number of species

Rys. 3. Udział porostów w rezerwatach Puszczy Bukowej Fig. 3. Number of lichens species in the reserves of Bukowa Forest

160

Anetta Wieczorek gatunki nie ujĊte w Czerwonej LiĞcie non-listed lichens 60%

Rys. 4. Procentowy udział gatunków o różnym stopniu zagrożenia w rezerwatach Puszczy Bukowej CR – na granicy wymarcia, EN – wymierające, VU – narażone, NT – bliskie zagrożenia, DD – niedostateczne dane Fig. 4. Percentage of lichen species of different threat status in the nature reserves Forest Bukowa CR – criticall endangered, EN – endangered, VU – vulnerable, NT – near threatened, DD – data deficient

161

Porosty rezerwatów Szczecińskiego Parku Krajobrazowego

Tabela 1. Występowanie porostów w rezerwatach Szczecińskiego Parku Krajobrazowego Table 1. Occurrence of lichen on Szczecin Landscape Park Frekwencja (frequency): + – gatunek rzadki (rare species), ++ – częsty (frequent), +++ – pospolity (common); grupa biologiczno – ekologiczna (biological – ecological group): Ep – epifit (epiphyt), Ek – epiksyl (epixylit), Eg – epigeit (epigeic), El – epilit (epilithic). Kategorie zagrożenia The threat categories

Kołowskie Parowy

Bukowe Zdroje

Źródliska Buczyna

Buczynowe Wąwozy

Trawiasta Buczyna

1

Acarospora fuscata A. veronensis Acrocordia gemmata Anaptychia ciliaris Arthonia byssacea A. didyma A. dispersa A. exilis A. punctiformis A. radiata A. ruana A. spadicea A. vinosa Aspicilia caesiocinerea Bacidia beckhausii B. incompta B. rosella Bacidina arnoldiana Baeomyces rufus Bryoria implexa Buellia disciformis B. griseovirens B. schaereri Calicium salicinum C. viride

Grupa biologiczno-ekologiczna Biological-ecological group

Gatunek Species

Rezerwaty Reserves

2

3

4

5

6

7

8

El El Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep El Ep Ep Ep Ep Eg Ep Ep Ep Ep Ek Ek

. . VU EN EN EN VU VU EN – – – NT – VU EN EN NT – CR VU EN EN VU VU

. . . . . + + . . ++ . . . . . . + . . . . . . . .

+ + + . . . + . . ++ + . . + . . + . ++ . . . . . .

. . . + + . + + . +++ . . . . . . . + . + + + + + +

++ . + + . . . . + ++ . + + . + . . . + . . . . . .

. . + . . . . . . ++ . + . + . + . . + . . . . + .

162

Anetta Wieczorek 1

Caloplaca citrina C. holocarpa Candelariella aurella C. xanthostigma Chaenotheca chrysocephala C. ferruginea C. furfuracea C. phaeocephala C. trichialis Cladonia cenotea C. chlorophaea C. coniocraea C. cornuta C. digitata C. fimbriata C. furcata C. pyxidata C. subulata Coenogonium pineti Dibaes baeomyces Evernia prunastri Graphis scripta Hypocenomyce caradocensis H. scalaris Hypogymnia physodes Lecania cyrtella Lecanora albella L. argentata L. campestris L. carpinea L. chlarotera L. conizaeoides L. dispersa L. expallens L. hagenii L. muralis L. polytropa L. symmicta L. umbrina L. varia Lecidea huxariensis Lecidella elaeochroma Lepraria elobata L. incana L. lobificans Loxospora elatina

2

3

4

5

6

7

8

El Ek El Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ek Eg, Ek Ep, Eg Eg Ek, Eg Eg, El, Ep Eg Ek, Ep Eg, Ek Ep Ep Ep Ep Ep Ep, Ek Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep El Ep Ep Ep Ep Ep, Ek Ep Ep Ep, Ek Ep Ep

– – – – – – NT EN NT – – – – – – – – – – NT NT NT – – – – EN – – – – – – – – – – – – – DD – – – – EN

. . + . . . . . . . ++ ++ . . ++ . . ++ ++ . . + . ++ ++ . . . . . . ++ . . . + . . . . . . . ++ . .

++ + ++ ++ . ++ . . + ++ ++ ++ . + +++ ++ . ++ ++ ++ + +++ . +++ ++ . . . + + + +++ ++ ++ . + + . . + . + . +++ . .

+ . . . . ++ + . . . ++ ++ . + ++ . . . ++ . + ++ . ++ ++ + . + . . . ++ + + + + . + + . . . + ++ . +

. . + . + ++ . + . . ++ . . ++ ++ . + + ++ . . ++ . ++ ++ . + + . . + . ++ + + . + . . . . . + . +++ .

. . + . . ++ . . . . ++ ++ + ++ +++ . . . ++ . . ++ + +++ ++ . . ++ . + . +++ ++ . . + . . . . + . . ++ + .

163

Porosty rezerwatów Szczecińskiego Parku Krajobrazowego 1

Melanelixia fuliginosa ssp. glabratula Melanohalea exasperatula Menegazzia terebrata Micarea denigrata M. prasina Mycoblastus fucatus M. sanguinarius Myxobilimbia sabuletorum Nephroma parile Ochrolechia androgyna Opegrapha culmigena O. rufescens O. varia O. vermicellifera O. viridis O. vulgata Parmelia saxatilis P. sulcata Parmeliopsis ambigua Pertusaria albescens P. amara P. coronata P. hemisphaerica P. hymenea P. leioplaca P. pertusa P. pseudocorallina Phaeophyscia orbicularis Phlyctis argena Physcia dubia P. tenella Physconia distorta Placynthiella icmalea P. uliginosa Platismatia glauca Pleurostica acetabulum Porpidia crustulata Porina aenea Pseudevernia furfuracea Punctelia subrudeca Pyrenula nitida P. nitidella Ramalina fastigiata R. pollinaria Rinodina pyrina Scoliciosporum chlorococcum

2

3

4

5

6

7

8

Ep Ep Ep Ek Ek Ep Ep Ek El Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep El Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep, El Ep Ep Ep Ek, Eg, Ep Ep Ep Ep Ep Ep Ep

– – CR – – – VU – CR VU – VU NT EN VU VU – – – – – VU VU CR NT VU CR – – – – – – – – EN – – – VU VU EN EN VU – –

+ . . . + + . . . . . . + . . . . . ++ . + . . . . + + . + . . . . . . . + ++ + . + . . . . +

+ + . + + + . . . . + + + + . + . + ++ + ++ . . . . ++ . + ++ + . + + + ++ . + ++ + . ++ + . + . ++

. . + . + + . . . + . . + . . . + + ++ . ++ . . . + . . . ++ . + . + . . . . ++ . . ++ . . . . ++

+ . + . . + + . . . . . + + . . . . ++ ++ . + + + + . + . . ++ . . . + . ++ . . + ++ + + . + . +

+ . . . . + + + + + . . + . + . . ++ ++ . + . . . . . . . ++ . + . + . ++ + . ++ . . + . . + . +

164

Anetta Wieczorek 1

S. umbrinum Trapelia coarctata T. placodioides Trapeliopsis flexuosa T. granulosa T. viridescens Usnea hirta U. subfloridiana Razem – Total

2

3

4

5

6

7

8

Ep El El Ek, Eg Ek Ep Ep Ep

– – – – – – VU EN

. . . . + . . .

. . . + + . + .

+ . . . + . . .

+ . + . . + . +

. . + . + + . .

31

71

54

57

50

BIBLIOGRAFIA Celiński F., 1962: Zespoły leśne Puszczy Bukowej pod Szczecinem. Monographiae Botanicae, 13 (supl.), s. 208. Cieśliński S., Czyżewska K., 1996: Relikty lasu puszczańskiego. Zjawiska reliktowe. Phytocoenosis, Vol. 8 (N.S), s. 47–64. Cieśliński S., Czyżewska K., Fabiszewski J., 2003: Czerwona lista porostów wymarłych i zagrożonych w Polsce. Monographiae Botanicae, 91, s. 13–49. Diederich P., Ertz D., Stapper N., Sérusiaux E., Ries C., 2009: The lichens and lichenicolous fungi of Belgium, Luxembourg and northern France. URL: http://www. lichenology.info. Fałtynowicz W., 1992: The lichens of Western Pomerania (NW Poland) an ecogeographical Study. Polish Botanical Studies, Kraków, Vol. 4. Musielak S., 1993: Rzeźba i budowa geologiczna Puszczy Bukowej. Chrońmy Przyrodę Ojczystą, 6, s. 93–100. Stachak A., 1970: Rezerwaty przyrody Puszczy Bukowej pod Szczecinem i problem ochrony całego jej obszaru. Przegląd Zachodniopomorski, t. XIV, z. 3, s. 77–90. Wieczorek A., 2005: Biota porostów Szczecińskiego Parku Krajobrazowego. Fragmenta Floristica Geobotanica Polonica, 12 (1), s. 143–156.

Porosty rezerwatów Szczecińskiego Parku Krajobrazowego

165

LICHENS OF NATURE RESERVES OF THE SZCZECIN LANDSCAPE PARK Summary The Szczecin Landscape Park (so called „Bukowa Forest”) is placed in the southeastern part of Szczecin. Its covers 20 Th ha and nearly 9 Th ha of them are compact forest-complex. In the Bukowa Forest the occurrence of 86 plant associations have been classified as unique ours (Celiński 1962). Special attention has been paid to the Melico-Fagetum-Ass. which occupies 60% of whole area of forest, as well as the Carici remotae-Fraxinetum-Ass. and Merucuriali-Fagetum-Ass. Extraordinary natural values caused setting up the five reserves in 1956. Joint area of reserves carries out 469,39 ha. Area, which the reserves occupy, characterizes a biodiversity of lichen flora. Special attention should be paid to name as relicts of primeval forest (Cieśliński, Czyżewska 1996). Among 18 relicts of primeval forests found out, 13 species are present in reserves: Arthonia bysscea, Bacidina arnoldiana, Bryoria implexa, Buellia disciformis, Calicium viride, Loxospora elatina, Menegazzia terebrata, Mycoblastus sanguinarius, Nephroma parille, Opegrapha vermicelifera, Pertusaria pertusa, Pyrenula nitida, Pyrenula nitidella. From general numbers of lichens species which has been ascertained in the area of the reserves nearly 78% are epiphytes. Number of species in each has been is noted on the varieties of habitations and has been depended size of the areas of reserves. 50 species placed in the „RedList of extinct and threatened lichens in Poland” (Cieśliński et al. 2003) are found the flora lichens which make 28% of the all recorded taxa. The conclusion could be accepted that the reserves are specific refugiuns for lichens what is especially important in the circumstances of the increasing anthropopression. Translated by Anetta Wieczorek

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

ANETTA WIECZOREK ARLETA DURKA Uniwersytet Szczeciński

OCENA STANU ŚRODOWISKA PRZYRODNICZEGO LEWOBRZEŻNEJ CZĘŚCI MIASTA SZCZECINA NA PODSTAWIE REAKCJI POROSTU TESTOWEGO

XANTHORIA PARIETINA (L.) Th. Fr. Evaluation of the quality of natural environment in the left-bank part of the city of Szczecin based on response of test lichen Xanthoria parietina (L.) Th. Fr.

Słowa kluczowe: bioindykacja, martwe i żywe komórki glonowe, nekrozy Key words: bioindindication, dead and live algal cells, necroses

1. Wstęp Porosty mają bardzo duże znaczenie w ocenie skażenia środowiska przyrodniczego. Reakcja, jaką wykazują w bezpośrednim zetknięciu z substancją toksyczną, pozwala na zaliczenie tych organizmów do grupy bioindykatorów skażenia środowiska przyrodniczego. Ujemny wpływ substancji fitotoksycznych na wegetację porostów zauważono już w drugiej połowie XIX wieku. Wrażliwość porostów na zanieczyszczenie atmosfery została jednoznacznie udokumentowana doświadczalnie (Le Blanc, Rao 1972; Marska 1982; Kiszka, Piórecki 1990; Pustelniak 1991; Grodzińska i in. 1993; Czarnota 1998; Niewiadomska i in. 1998; Szczepaniak, Biziuk 2003; Tuncel, Yenisoy-Karakas 2003). Reakcje porostów na zmieniające się zanieczyszczenie atmosfery można określić rejestrując zmiany

168

Anetta Wieczorek, Arleta Durka

koloru i wymiary plechy, liczbę wykształconych sorediów i izydiów, badając zawartość chlorofilu, aktywność fotosyntezy i oddychania lub liczbę uszkodzonych i obumarłych komórek glonów w plechach (Marska 1982). Celem niniejszej pracy była ocena stanu środowiska przyrodniczego lewobrzeżnej części Szczecina. 2. Materiał i metody badań Aby określić stan środowiska przyrodniczego miasta Szczecina, posłużono się metodą opartą na założeniu, że plechy porostu zebrane ze stanowisk naturalnych i przeniesione na tereny zanieczyszczone giną tym szybciej, im wyższe jest stężenie toksykantów w powietrzu (Le Blanc, Rao 1972). W metodzie tej użyto taksonu Xanthoria parietina. Gatunek ten jest bardzo pospolity w całej Polsce, jest porostem nitrofilnym i pyłolubnym, który rośnie na korze drzew, szczególnie na topolach i osikach. Plechy Xanthoria parietina przeznaczone do badań wraz z próbą kontrolną pozyskano z dużych nadmorskich kompleksów leśnych. Do badań wybrano okazy o najbardziej regularnych kształtach, nieuszkodzone, o średnicy powyżej 2 cm, zabarwione zgodnie z diagnozą gatunku. Fragmenty kory z plechami przymocowano do uprzednio przygotowanych plastikowych płytek o wymiarach 15 cm x 7 cm, po trzy plechy na każdej płytce. Do umocowania użyto nici stilonowej, przy czym zwrócono uwagę, aby była ona zaczepiona o kawałek kory, a nie przechodziła przez plechę. Płytki kolejno ponumerowano niezmywalnym pisakiem. Tak przygotowane plechy umieszczono na pniach różnych gatunków drzew przydrożnych, w miejscach o takim samym stopniu nasłonecznienia, na wysokości 2–3 m, zlokalizowanych na terenie lewobrzeżnej części Szczecina. Łącznie założono 56 stanowisk (wykaz poniżej). W okresie od września 2005 do marca 2006 roku wykonano 6-miesięczną ekspozycję. Po upływie założonego czasu ekspozycji porosty zebrano i przeprowadzono morfologiczno-anatomiczne analizy stopnia degradacji plech w odniesieniu do próby kontrolnej. Szczegółową analizę morfologiczną, uwzględniającą widoczne zmiany chorobowe przeprowadzono w laboratorium. Wszystkie badane rozetki podzielono na trzy kategorie stopnia degradacji plech: I stopień – plechy zdrowe, bez uchwytnych wizualnych uszkodzeń. Za zdrowe uznawano te rozetki, u których łatki na górnej stronie były jednolicie zabarwione, normalnego kształtu, zgodnie z diagnozą gatunku.

Ocena stanu środowiska przyrodniczego...

169

II stopień – plechy średnio uszkodzone. Tu zaliczono plechy, które miały plamowate zaczernienia lub wyblaknięcia, nadmierne pokurczenia. Wymienione objawy degradacyjne nie mogły obejmować więcej niż 50% powierzchni rozetki. III stopień – plechy silnie uszkodzone. W tej grupie znalazły się plechy, które były w więcej niż 50% zdegradowane. Oprócz podziału plech ze względu na stopień uszkodzenia, cały zebrany materiał podzielono na trzy grupy w zależności od stopnia zabarwienia: I grupa – plechy zdrowe o barwie intensywnie żółtej, zgodne z diagnozą gatunku, II grupa – plechy szarawe o brzegach żółtawych, III grupa – plechy całkowicie szare. Trzecia analiza morfologiczna podzieliła badany materiał na dwie grupy: I – plechy bez widocznych uszkodzeń, II – plechy z wyraźnymi uszkodzeniami. Plechy porostów X. parietina zostały poddane również obserwacji mikroskopowej, uwzględniającej analizę komponentu glonowego. W tym celu wykonano preparaty barwione. Procentową zawartość martwych komórek glonowych określono przy zastosowaniu 0,001% błękitu metylenowego (Le Blanc, Rao 1972; Marska 1982). Błękit metylenowy wybarwia splazmolizowane i martwe komórki na opalizujący niebieski kolor. Laktofenol zabezpiecza preparat przed wyschnięciem. Za podstawę pomiaru przyjęto pole widoczności w mikroskopie pod powiększeniem 40x. Wykonano preparaty z różnych miejsc rozetek, zawsze ze skrajnego i środkowego pola plechy. W polu widzenia mikroskopu liczono wszystkie komórki glonów, dzieląc je na dwie grupy: I grupa – tu zaliczono wszystkie zdrowe komórki glonów, o jednakowo zabarwionych chloroplastach, II grupa – w tej grupie znalazły się obumarłe komórki glonów wybarwione na niebiesko oraz komórki pozbawione chloroplastów. Uzyskane wyniki liczbowe z prac mikroskopowych zostały przeliczone na średnie procentowe poszczególnych grup, kolejno dla każdej powierzchni badawczej.

170

Anetta Wieczorek, Arleta Durka

Wykaz stanowisk ekspozycyjnych

1 – ul. 26 Kwietnia N53°26’53”, E14°31’151’’; 2 – ul. Szymanowskiego N53°26’212’’, E14°32’401’’; 3 – okolice ul. Gen. S. Maczka N53°25’332’’, E14°29’119’’; 4 – ul. Ku Słońcu N53°26’430’’, E14°29’319’’; 5 – ul. Lubelska N53°25’451’’, E14°28’591’’; 6 – ul. Bieszczadzka N53°25’442’’, E14°28’415’’; 7 – ul. Okulickiego N53°25’273’’, E14°28’386’’; 8 – ul. Ogrodowa N53°25’135’’, E14°28’521’’; 9 – ul. Łódzka N53°25’591’’, E14°29’495’’; 10 – ul. Ku Słońcu N53°25’504’’, E14°30’211’’; 11 – ul. Salińskiego N53°26’120’’, E14°30’130’’; 12 – Os. Kaliny N53°26’149’’, E14°30’840’’; 13 – ul. Bohaterów Warszawy N53°26’560’’, E14°31’325’’; 14 – ul. Żołnierska N53°26’574’’, E14°29’490’’; 15 – ul. Mickiewicza N53°26’181’’, E14°31’272’’; 16 – ul. Kąpielisko Głębokie N53°28’245’’, E14°29’790’’; 17 – ul. W. Szafera N53°27’253’’, E14°29’590’’; 18 – ul. A. Zawadzkiego N53°27’203’’, E14°29’513’’; 19 – ul. A. Zawadzkiego N53°27’507’’, E14°29’559’’; 20 – ul. Kadetów N53°27’256’’, E14°27’537’’; 21 – ul. W. Szafera N53°27’215’’, E14°90’140’’; 22 – ul.W. Szafera N53°27’203’’, E14°29’172’’; 23 – ul. W. Szafera N53°27’232’’, E14°29’264’’; 24 – ul. Serbska N53°26’585’’, E14°31’122’’; 25 – ul. Miodowa N53°29’230’’, E14°31’281’’; 26 – ul. Lisiej Góry N53°29’260’’, E14°31’287’’; 27 – ul. Lisiej Góry N53°29’590’’, E14°31’295’’; 28 – ul. Wapienna N53°28’570’’, E14°32’309’’; 29 – ul. Duńska N53°27’477’’, E14°32’298’’; 30 – ul. Karpińskiego N53°26’577’’, E14°32’451’’; 31 – ul. Łucznicza N53°27’102’’, E14°33’040’’; 32 – ul. Kredowa N53°28’362’’, E14°32’556’’; 33 – ul. Podbórz N53°29’141’’, E14°33’290’’; 34 – ul. Podbórz N53°29’105’’, E14°32’539’’; 35 – ul. Bukowska N53°29’492’’, E14°33’200’’; 36 – ul. Ogrodnicza N53°29’118’’, E14°34’338’’; 37 – ul. W. Zagórskiego-Ostoi N53°29’358’’, E14°34’441’’; 38 – ul. Bajeczna N53°29’491’’, E14°35’371’’; 39 – ul. Nad Odrą N53°30’220’’, E14°36’481’’; 40 – ul. Szosa Polska N53°29’249’’, E14°35’470’’; 41 – ul. Golęcińska N53°29’262’’, E14°35’557’’; 42 – ul. Cukrowa N53°24’140’’, E14°29’468’’; 43 – ul. Cukrowa N53°23’422’’, E14°29’260’’; 44 – Autostrada Poznańska N53°23’321’’, E14°29’496’’; 45 – Autostrada Poznańska N53°23’304’’, E14°30’134’’; 46 – ul. Rolna N53°28’131’’, E14°35’467’’; 47 – ul. Strzałowska N53°28’330’’, E14°35’295’’; 48 – ul. Grobla N53°27’419’’, E14°35’475’’; 49 – ul. Bogumińska N53°28’176’’, E14°34’555’’; 50 – ul. Hoża N53°28’390’’, E14°34’360’’; 51 – ul. Bronowicka N53°24’166’’, E14°29’264’’; 52 – ul. Południowa N53°24’450’’, E14°30’299’’; 53 – ogródki N53°24’241’’, E14°29’360’’; 54 – ul. Gospodarska

Ocena stanu środowiska przyrodniczego...

171

N53°23’510’’, E14°31’297’’; 55 – ul. Kapitańska N53°25’587’’, E14°34’330’’; 56 – ul. Kresowa N53°27’386’’, E14°33’159’’. 3. Wyniki badań Zgodnie z przyjętymi kryteriami cały analizowany materiał został podzielony na trzy grupy określające stopień żywotności plech (zdrowe, średnio uszkodzone, silnie uszkodzone). Plechy zdrowe (I stopień) bez uchwytnych widocznych uszkodzeń chorobowych występowały jedynie na trzech stanowiskach. Były to stanowiska numer 16, 25 i 26. Stanowiły one jedynie 5% wszystkich przebadanych stanowisk i porastały korę forofitów występujących na obrzeżach Szczecina (rys. 1). W drugiej grupie, o średnim stopniu uszkodzenia plech, znalazło się 18 powierzchni ekspozycyjnych, do których zaliczono stanowiska o numerach: 1, 2, 3, 5, 9, 13, 20, 23, 27, 33, 44, 45, 46, 48, 49, 51, 52 i 53. Porosty tej grupy stanowią 30% (rys. 1). Największy udział w badanym materiale miały plechy silnie uszkodzone 65% (rys. 1). Rozetki o III stopniu uszkodzenia zebrano z 36 stanowisk o numerach: 4, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 14, 15, 17, 18, 19, 21, 22, 24, 28, 29, 30, 31, 32, 34, 35, 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43, 47, 50, 54, 55, 56, 57. W wyniku przeprowadzonej analizy stwierdzono na przebadanych powierzchniach występowanie w wiekszości plech z uszkodzeniami silnymi (65%) lub średnim (30%) przy minimalnym udziale plech zdrowych (5%). Plechy X. parietina zostały również poddane ocenie stopnia zabarwienia. Według tego kryterium porosty przyporządkowano do trzech kategorii. W pierwszej grupie znalazły się plechy zdrowe o barwie intensywnie żółtej, które występowały na stanowiskach 16, 25 i 26. Grupa ta stanowiła jedynie 3% badanego materiału (rys. 2) i obejmowała te same porosty, które znalazły się w I stopniu degradacji plech. Najwięcej plech znalazło się w kategorii drugiej (74%), która zgromadziła rozetki o barwie szarej z żółtym brzegiem (rys. 2). Tak zabarwione plechy odnotowano na 39 stanowiskach o numerach: 1, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 14, 15, 17, 19, 20, 21, 22, 23, 24, 27, 28, 29, 30, 32, 33, 35, 36, 37, 39, 41, 44, 45, 46, 47, 48, 50, 51, 52, 57. Rozetki całkowicie szare stanowiły 23% całego badanego materiału (rys. 2). Występowały na stanowiskach o numerach: 2, 11, 13, 18, 31, 34, 38, 40, 42, 43, 49, 53, 54, 55, 56. Na badanym obszarze w większości stwierdzono obecność porostów o plechach szarawych z brzegami żółtymi, mniejszą część stanowiły porosty całkowicie szare, a najmniejszą plechy zdrowe o barwie żółtej.

172

Anetta Wieczorek, Arleta Durka

Całość przebadanego materiału podzielono na dwie grupy w zależności od występowania na ich plechach plam, przebarwień oraz innych deformacji. W pierwszej, mniejszej grupie znalazły się okazy bez widocznych uszkodzeń. Plechy tych taksonów występowały na stanowiskach o numerach 14, 26 i 28, co stanowi 4% przebadanego materiału. W drugiej grupie, większej, obejmującej 96% całości materiału (55 stanowisk), znalazły się plechy, na których zaobserwowano wyraźne uszkodzenia. Zebrane porosty posiadały widoczne przebarwienia lub ciemne plamy, które świadczą wyraźnie o mniejszym lub większym stopniu uszkodzenia plech. Zebrane okazy po 6-miesięcznej ekspozycji poddane zostały również analizie anatomicznej, która miała na celu określenie żywotności komórek komponentu glonowego. Największą liczbę żywych komórek glonowych stwierdzono w plechach pochodzących ze stanowisk o numerach: 5, 7, 10, 11, 12, 19, 21, 25, 32, 33, 37, 42, 45, 50. Tu średnia procentowa za wartość żywych komponentów glonowych wahała się w granicach od 44 do 74% (rys. 3). W drugiej grupie znalazły się plechy, których średnia procentowa zawartość żywych komórek wahała się od 2 do 32% (rys. 4). Największy stopień uszkodzenia plech, gdzie zawartość żywych komórek nie przekraczała 15% (29 stanowisk), odnotowano na stanowiskach o numerach 1, 2, 3, 4, 6, 9, 13, 15, 18, 22, 23, 24, 27, 28, 29, 31, 35, 36, 40, 41, 44, 46, 48, 49, 52, 53, 54, 55, 56. Na pozostałych powierzchniach ekspozycyjnych, o numerach: 14, 16, 17, 20, 26, 28, 30, 34, 38, 39, 43, 47, 51, 57, średnia zawartość żywych komórek glonowych mieściła się w przedziale 16–32%. Szczegółowa analiza zawartości martwych i żywych komórek glonowych w centrum i na obrzeżach plech wyraźnie pokazała, że w większości przypadków degradacja plech porostów postępowała od centrum rozetki ku brzegowi. Świadczą o tym wartości procentowe uzyskane w badaniach mikroskopowych. W tej grupie w miarę posuwania się ku środkowi rozetki zmniejszał się udział żywych komórek glonowych na prawie wszystkich przebadanych stanowiskach. Jedynie na stanowisku 19 i 42 stopień uszkodzenia był większy na brzegu rozetki. 4. Wnioski i dyskusja 1. W lewobrzeżnej części Szczecina większość plech badanych porostów testowych Xantoria parietina odznaczała się bardzo dużym stopniem degradacji rozetki.

Ocena stanu środowiska przyrodniczego...

173

2. Widoczna degradacja plech została potwierdzona oceną stopnia zabarwienia plechy. W większości występowały plechy o barwie szarawej z brzegami żółtymi oraz szare, co świadczy o wysokim stopniu uszkodzeniu materiału. 3. Plechy zebrane z 43 stanowisk charakteryzowały się wysoką zawartością martwych komórek glonowych. 4. Na przeważającej liczbie stanowisk, gdzie stopień uszkodzenia plech był stosunkowo niewielki, degradacja plech postępowała od centrum ku brzegowi plechy. 5. Zastosowanie porostów X. parietina jako bioindykatora czystości powietrza dało dobre rezultaty i umożliwiło zobrazowanie stanu zanieczyszczenia powietrza w Szczecinie w roku 2005/2006. W ostatnich latach w badaniach oceniających zanieczyszczenie powietrza wykorzystywano jako biowskaźnik porost Hypogymnia physodes. Takie badania prowadzone były m.in. przez Marską (1982) na terenie Puszczy Wkrzańskiej oraz w okolicach Zakładów Chemicznych „Police”. Stwierdziła ona stały wzrost martwych komórek glonów w uszkodzonych plechach, uzyskała obraz zmian w żywotności tego porostu zachodzących w przestrzeni i czasie. Podobne badania przeprowadziła Pustelniak (1991) na terenie Rzeszowa i doszła do wniosku, że tempo obumierania plech zależy od pory roku. Przeprowadzone badania stanu środowiska Szczecina z użyciem porostu Xanthoria parietina wykazały przydatność tego taksonu do oceny stanu środowiska tak dużej aglomeracji miejskiej, jaką jest Szczecin. Pomimo że gatunek ten charakteryzuje się dość szeroką skalą ekologiczną i dużą tolerancją w stosunku do związków toksycznych zawartych w powietrzu, stopień uszkodzenia plech, widoczne nekrozy oraz przebarwienia, a także duży stopień uszkodzenia komponentów glonowych świadczą o nie najlepszej jakości powietrza na obszarze lewobrzeżnej części Szczecina w roku 2006. Według danych Wojewódzkiego Inspektoratu Ochrony Środowiska stężenia substancji zanieczyszczających od kilku lat nie przekraczają norm obecnie obowiązujących w Polsce, ale wyniki powyższej pracy pokazują, że nawet niewielkie jednorazowe wysokie stężenia, w ogólnym bilansie średniodobowych stężeń nieprzekraczające wartości dopuszczalnych, mogą spowodować nieodwracalne uszkodzenia aparatu fotosyntetycznego, który w przypadku porostów, ze względu na małą zawartość chlorofilu w przeliczeniu na całą powierzchnię plechy, dają tak jednoznaczne efekty uszkodzenia plech.

174

Anetta Wieczorek, Arleta Durka I – 5%

II – 30%

III – 65%

Rys. 1. Stopień degradacji plech Fig. 1. Degree of thallus degeneration

plecha caáa szara whole grey thallus 23%

plecha Īóáta yellow thallus 3% plecha szara z Īóátymi brzegami yellow-edged grey thallus 74%

Rys. 2. Procentowy udział plech o różnym zabarwieniu Fig. 2. Percentage of thalluses with different colouration degree 100% Īywe komórki glonowe live algal cells

90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20%

martwe komórki glonowe

10% 0% 5

7

10 11 12 19 21 25 32 33 37 42 45 50 numery stanowisk ekspozycji

Rys. 3. Średnie wartości procentowe badanych grup żywotności komórek glonowych w plechach Xanthoria parietina z terenu Szczecina Fig. 3. Average percentage of the studied vitality groups of algae cells in Xanthoria parietina from Szczecin

Ocena stanu środowiska przyrodniczego...

175

martwe komórki glonowe dead algal cells

100% 90% 80% 70% 60% 50%

Īywe komórki glonowe live algal cells

40% 30% 20% 10% 0% 1

3

6 9 14 16 18 22 24 27 29 31 35 38 40 43 46 48 51 53 55 57 numery stanowisk

Rys. 4. Średnie wartości procentowe badanych grup żywotności komórek glonowych w plechach Xanthoria parietina z terenu Szczecina Fig. 4. Average percentage of the studied vitality groups of algae cells in Xanthorria parietina from Szczecin

BIBLIOGRAFIA Czarnota P., 1998: Porosty jako indykatory zanieczyszczenia środowiska. Przegląd metod lichenoindykacyjnych. Przegl. Przyrod., IX (1/2), s. 55–72. Grodzińska K., Godzik B., Szarek G., 1993: Heavy metals and sulphur i lichens from southern Spitsbergen. Fragm. Florist. Geobot. Supp., 2 (2), s. 699–708. Kiszka J., Piórecki J., 1990: Badania nad lichenoindykacją województwa przemyskiego. Roczn. Przemyski, 19, s. 281–290. Le Blanc F., Rao D.N., 1972: Effects of sulphur dioxide on lichen and moss transplants. Ekology, 54, s. 612–617. Marska B., 1982: Wpływ emisji przemysłowych na porost Hypogymnia physodes (L.) Nyl. eksponowany w tablicach wokół Zakładów Chemicznych „Police”. Zeszyty Naukowe Akademii Rolniczej w Szczecinie, 95, s. 79–87. Niewiadomska E., Jarowiecka D., Czarnota P., 1998: Effect of different levels of air pollution on photosynthetic activity of some lichens. Act. Soc. Bot. Pol., 67 (3–4), s. 259–262. Pustelniak L., 1991: Application of the transplantation method in studiem on the influence of the urban environment upon the vitality of Hypogymnia physodes (L.) Nyl. Thalli. Zesz. Nauk. Uniw. Jagiell., Prac. Bot., 22, s. 193–201.

176

Anetta Wieczorek, Arleta Durka

Szczepaniak K., Biziuk M., 2003: Aspects of the biomonitoring studiem using mosses and lichens as indicators of metal pollution. Environ. Res., 93, s. 221–230. Tuncel S.G., Yenisoy-Karakas S., 2003: Elemental concentration In lichen in Western Anatolia. Water Air Soil Pollut., 3, s. 97–107.

EVALUATION OF THE QUALITY OF NATURAL ENVIRONMENT IN THE LEFT-BANK PART OF THE CITY OF SZCZECIN BASED ON RESPONSE OF TEST LICHEN XANTHORIA PARIETINA (L.) TH. FR. Summary In examinations on the state of atmospheric cleanliness in the left-bank part of the City of Szczecin, a method of transplanting lichens from non-polluted locations into areas exposed to the effect of toxic substances was used. With this end in view, thallus of the lichen Xanthoria parietina were used, coming from a low polluted area, which were placed on plates and transferred into 56 locations randomly distributed within the examined area. The material was exposed for a period of six months. After that time of exposure, the material was subject to morphological and anatomical analysis which allowed for thallus colour, presence or absence of necroses and discolouration and percentage of dead and live algal cells. As a result of carried out examinations, a considerable degree of thallus damage was found, manifesting not only in morphological changes but also in substantial percentage of dead algal cells. It was also showed that process of thallus degradation moved from the thallus centre to its edge. Translated by Anetta Wieczorek

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

ANNA WIERZBICKA Uniwersytet Szczeciński JÓZEF KUR Politechnika Gdańska

IDENTYFIKACJA I IZOLACJA GENU KODUJĄCEGO ZAADAPTOWANĄ DO ZIMNA β-GALAKTOZYDAZĘ PARACOCCUS SP.

Identification and izolation of the gene encoding cold-active β-galactosidase from paracoccus sp.

Słowa kluczowe: β-galaktozydaza, hydrolazy, transglikolazy, klonowanie molekularne, Paracoccus sp. Key words: β-galactosidase, hydrolases, transglycosylases, molecular cloning, Paracoccus sp.

1. Wstęp Celem prowadzonych badań była izolacja i identyfikacja genu kodującego β-galaktozydazę zaadaptowaną do zimna. Zimnolubne β-D-galaktozydazy są grupą enzymów mogącą znaleźć szerokie zastosowanie w przemyśle, np. w hydrolizie laktozy zawartej w mleku lub serwatce. Z kolekcji szczepów izolowanych z próbek gleby antarktycznej wyselekcjonowano szczep 32D, wykazujący aktywność β-galaktozydazy. Na podstawie analizy sekwencji genu kodującego 16S rRNA sklasyfikowano badany szczep do rodzaju Paracoccus sp. W celu identyfikacji fragmentu genomowego DNA Paracoccus sp. 32D, zawierającego gen kodujący β-galaktozydazę, przeprowadzono izolację genomowego DNA i skonstruowano bibliotekę fragmentów DNA po-

178

Anna Wierzbicka, Józef Kur

przez trawienie enzymami restrykcyjnymi i klonowanie otrzymanych fragmentów do wektora plazmidowego pBAD/MycHisA. Komórki kompetentne E. coli LMG194 transformowano mieszaniną ligacyjną i wysiano na podłoże agarowe LB AIX (z dodatkiem ampicyliny, IPTG oraz X-gal). Po 18 godzinach inkubacji w 30ºC uzyskano 2 klony rekombinantowe wykazujące aktywność β-galaktozydazy. Wyizolowane plazmidy poddano analizie restrykcyjnej, która wykazała, że zawierają one te same fragmenty genomowego DNA szczepu Paracoccus sp. DNA insertu plazmidu rekombinantowego poddano następnie sekwencjonowaniu. Analiza otrzymanej sekwencji wykazała obecność genu kodującego β-galaktozydazę o wielkości 1971 pz, zawierającą dwie zakonserwowane ewolucyjnie domeny, tj. gluko-hydro-2N oraz gluko-hydro-2C, charakterystyczne dla białek o tej aktywności. Obecnie prowadzone są dalsze prace związane z produkcją β-galaktozydazy Paracoccus sp. 32D w systemie ekspresyjnym E. coli oraz charakterystyka molekularna enzymu. β-galaktozydazy (EC 3.2.1.23) są enzymami katalizującymi przede wszystkim reakcję hydrolizy wiązań O-glikozydowych w β-D-galaktozydach. Takim galaktozydem jest laktoza występująca w mleku, której hydroliza prowadzi do powstania D-glukozy i D-galaktozy (Coker in. 2003; Gasteiger i in. 2005; Hoyoux i in. 2001; Nakagawa i in. 2003, 2006; Turkiewicz i in. 2003; Weisburg i in. 1991). Stąd β-galaktozydazy są wykorzystywane do produkcji przetworów mlecznych pozbawionych laktozy dla osób z naturalną nietolerancją mleka, czy też zagospodarowania serwatki będącej uciążliwym produktem ubocznym przemysłu mleczarskiego (Altschul i in. 1990; Coker i in. 2003; Gasteiger i in. 2005; Hoyoux i in. 2001; Marchler-Bauer i in. 2003; Nakagawa i in. 2003, 2006; Weisburg i in. 1991). Niektóre β-galaktozydazy wykazują również aktywność transglikozylacyjną, co umożliwia produkcję oligosacharydów glukozowo-galaktozowych, wykorzystywanych jako cenne dodatki żywieniowe. Zostały one zaliczone do składników żywności funkcjonalnej, które oprócz wartości odżywczych mają korzystny wpływ na zdrowie człowieka (Gasteiger i in. 2005; Weisburg i in. 1991). β-galaktozydazy są syntetyzowane przez komórki ssaków, roślin, drożdży, grzybów strzępkowych i bakterii, jednak różnią się między sobą masą cząsteczkową, liczbą podjednostek tworzących natywną cząsteczkę, wartościami optymalnej temperatury i pH działania oraz zapotrzebowaniem na jony metali niezbędne dla aktywności enzymu i/lub stabilizacji jego struktury (Coker i in. 2003;

Identyfikacja i izolacja genu...

179

Gasteiger i in. 2005). Z przemysłowego punktu widzenia enzymy działające z dużą wydajnością w niskich temperaturach są bardziej przydatne w niektórych procesach technologicznych ze względu na obniżenie kosztów produkcji. Ponadto, przeprowadzanie tych procesów w niskich temperaturach zapobiega rozwojowi mezofilnej mikroflory chorobotwórczej (Altschul i in. 1990; Coker i in. 2005; Hoyoux i in. 2001; Nakagawa i in. 2003, 2006). Niniejsza praca prezentuje wyniki identyfikacji i izolacji genu kodującego zaadaptowaną do zimna β-galaktozydazę z antarktycznego szczepu Paracoccus sp. 32D. 2. Materiał i metody badań Selekcja mikroorganizmu i warunki hodowlane

Szczep Paracoccus sp. 32D został wyselekcjonowany z kolekcji szczepów, wyizolowanych z próbek gleby antarktycznej, hodowanych na zmodyfikowanym podłożu agarowym LB (Nakagawa i in. 2007), zawierającym 1% laktozy, 1 mM izopropylo-β-D-tiogalaktopiranozydu (IPTG), 0,01% 5-bromo-4-chloro-3-indolilo-β-galaktopiranozyd (X-Gal) oraz 0,5% soli morskiej (Altschul i in. 1990; Coker i in. 2003; Hoyoux i in. 2001; Marchler-Bauer i in. 2003; Nakagawa i in. 2006; Weisburg i in. 1991). Hodowlę prowadzono w temperaturze 20 ºC przez 24 h. Identyfikacja szczepu 32D

Filogenetyczna identyfikacja szczepu bibliotecznego 32D została przeprowadzona na podstawie analizy sekwencji genu kodującego 16S rRNA. Fragment 16S rDNA zamplifikowano techniką PCR z wykorzystaniem standardowych starterów fD1 i rP2 (Miller 1972), a produkt reakcji PCR zsekwencjonowano. Otrzymaną sekwencję nukleotydową porównano z sekwencjami 16S rDNA zdeponowanymi w bazach danych, takich jak Ribosomal Database Project (RDP) i GenBank w National Center for Biotechnology Information (NCBI), z wykorzystaniem programu BLAST (Basic Alignment Search Tool) (Wanarska, Kur 2005).

180

Anna Wierzbicka, Józef Kur

Identyfikacja genu kodującego β-galaktozydazę

Aby zidentyfikować fragment genomowy DNA zawierający gen kodujący β-galaktozydazę skonstruowano bibliotekę fragmentów DNA badanego szczepu. W tym celu wyizolowano DNA genomowe badanego szczepu z wykorzystaniem komercyjnie dostępnego zestawu Genomic DNA (A&A Biotechnology), które następnie poddano trawieniu enzymami restrykcyjnymi BglII/SalI (Fermentas). Uzyskane fragmenty restrykcyjne wklonowano do wektora plazmidowego pBAD/MycHisA (Invitrogen). Komórki kompetentne E. coli LMG194 (Invitrogen) transformowano mieszaniną ligacyną, po czym wysiano je na podłoże agarowe LB (1% peptonu K, 1% NaCl, 0,5% ekstraktu drożdżowego oraz 1,5% agaru technicznego) (Nakagawa i in. 2007) z dodatkiem 0,01% X-Gal, 1mM IPTG oraz 0,01% ampicyliny (AIX). Płytki inkubowano w temperaturze 30 ºC przez 18h (Altschul i in. 1990; Coker i in. 2003; Gutshall i in. 1995; Hoyoux i in. 2001; Nakagawa i in. 2003, 2006; Trimbar i in. 1994; Turkiewicz i in. 2003). 3. Wyniki badań Charakterystyka szczepu 32D

Zsekwencjonowanie fragmentu 16S rDNA szczepu 32D i porównanie go z sekwencjami zdeponowanymi w bazach danych RDB i GenBank pozwoliło ustalić przynależność badanego szczepu do rodzaju Paracoccus sp. Analiza sekwencji genu 16S rDNA wykazała również, że badany szczep jest filogenetycznie najbardziej spokrewniony ze szczepami P. marcusii i P. haeundaensis (Wanarska, Kur 2005). Charakterystyka genu kodującego β-galaktozydazę

Gen kodujący β-galaktozydazę zidentyfikowano na podstawie utworzonej biblioteki genomowej z wykorzystaniem wektora plazmidowego pBADMycHisA. Spośród 800 wyrosłych na podłożu LA AIX kolonii wyselekcjonowano 2 kolonie rekombinantowe mające zdolność hydrolizy X-Gal. Wyizolowane z uzyskanych kolonii plazmidy poddano analizie restrykcyjnej, która wykazała, że oba plazmidy zawierają ten sam fragment genomowego DNA. Otrzymany insert został zsekwencjonowany i potwierdzono obecność genu kodującego β-galaktozydazę o wielkości 1971 pz (Wanarska, Kur 2005), zawierającego zakonserwowane ewolucyjnie domeny, tj. gluko-hydro-2N oraz gluko-hydro-2C, które są charak-

Identyfikacja i izolacja genu...

181

terystyczne dla białek o tej aktywności (Coombs, Brenechley 1999; Nakagawa i in. 2006; Turkiewicz i in. 2003). Ustalono jednocześnie, że wyizolowany gen koduje β-galaktozydazę zbudowaną z 656 reszt aminokwasowych o masie cząsteczkowej 74,1 kDa i teoretycznym punkcie izoelektrycznym pI 5,39 (Compute pI/Mw tool) (Hu i in. 2007). 4. Podsumowanie Zaprezentowane badania były prowadzone w celu wyizolowania ze środowiska organizmu psychrofilnego, zdolnego do hydrolizy laktozy w niskiej temperaturze, oraz zidentyfikowania genu kodującego β-galaktozydazę zaadaptowaną do zimna. Poszukiwany gen został wyizolowany z psychrofilnego szczepu antarktycznego Paracoccus sp. 32D. Na podstawie sekwencji nukleotydowej genu kodującego β-galaktozydazę ustalono skład aminokwasowy, masę cząsteczkową oraz teoretyczny punkt izoelektryczny enzymu. Obecnie prowadzone są badania nad wydajną produkcją β-galaktozydazy Paracoccus sp. 32D w arabinozowym systemie ekspresyjnym E. coli. Otrzymanie znaczących ilości enzymu umożliwi jego pełną charakterystykę molekularną i zbadanie jego przydatności w procesach technologicznych. BIBLIOGRAFIA Altschul S., Gish W., Miller W., Myers E., Lipman D., 1990: Basic local alignment search tool. J. Mol. Biol., 3, s. 403–410. Coker J.A., Sheridan P.P., Loveland-Curtze J., Gutshall K.R., Auman A.J., Brenchley J.E., 2003: Biochemical characterization of a β-galactosidase with a low temperature optimum obtained from an antarctic Arthrobacter isolate. J. Bacteriol., 18, s. 5473– 5482. Coombs J.M., Brenchley J.E., 1999: Biochemical and phylogenetic analyses of a coldactive β-galactosidase from the lactic acid bacterium Carnobacterium piscicola BA. Appl. Environ. Microbiol., 12, s. 5443–5450. Gasteiger E., Hoogland C., Gattiker A., Duvaud S., Wilkins M.R., Appel R.D., Bairoch A., 2005: Protein identification and analysis tools on the ExPASy Server. W: J.M. Walker (ed.): The Proteomics Protocols Handbook. Humana Press, Totowa, NJ, s. 571–607.

182

Anna Wierzbicka, Józef Kur

Gutshall K.R., Trimbur D.E., Kasmir J.J., Brenchley J.E., 1995: Analysis of a novel gene and β-galactosidase isozyme from a psychrotrophic Arthrobacter isolate. J. Bacteriol. 1995, 8, s. 1981–1988. Hoyoux A., Jennes I., Dubois P., Genicot S., Dubail F., Francois J.M., Baise E., Feller G., Gerday C., 2001: Cold-adapted β-galactosidasefrom the antarctic psychrophile Pseudoalteromonas haloplanktis. Appl. Environ. Microbiol., 4, s. 1529–1535. Hu J.M., Li H., Cao L.X., Wu P.C., Zhang C.T., Sang S.L., Zhang X.Y, Chen M.J., Lu J.Q., Liu Y.H., 2007: Molecular cloning and characterization of the gene encoding cold-active β-galactosidase from a psychrotrophic and halotolerant Planococcus sp. L4. J. Agric. Food Chem., 55, s. 2217–2224. Marchler-Bauer A., Anderson J.B., DeWeese-Scott C., Fedorova N.D., Geer L.Y., He S., Hurwitz D.I., Jackson J.D., Jacobs A.R., Lanczycki C.J., Liebert C.A., Liu C., Madej T., Marchler G.H., Mazumder R., Nikolskaya A.N., Panchenko A.R., Rao B.S., Shoemaker B.A., Simonyan V., Song J.S., Thiessen P.A., Vasudevan S., Wang Y., Yamashita R.A., Yin J.J., Bryant S.H., 2003: CDD: a curated Entrez database of conserved domain alignments. Nucleic Acids Res, 1, s. 383–387. Miller J.H., 1972: Experiment in molecular genetics. Cold Spring Harbor, NY, s. 433. Nakagawa T., Fujimoto Y., Ikehata R., Miyaji T., Tomizuka N., 2006: Overexpression and functional analysis of cold-active β-galactosidase from Arthrobacter psychrolactophilus strain F2. ,Appl. Microbiol. Biotechnol., 72, s. 720–725. Nakagawa T., Fujimoto Y., Uchino M., Miyaji T., Takano K., Tomizuka N., 2003: Isolation and characterization of psychrophiles producing cold-active β-galactosidase. Soc. Appl. Microbiol., 37, s. 154–157. Nakagawa T., Ikehata R., Myoda T., Miyaji T., Tomizuka N., 2007: Overexpression and functional analysis of cold-active beta-galactosidase from Arthrobacter psychrolactophilus strain F2. Protein Expr. Purif., 54, s. 295–299. Trimbur D.E., Gutshall K.R., Prema P., Brenchley J.E., 1994: Characterization of a psychrotrophic Arthrobacter gene and its cold-active β-galactosidase. Appl. Environ. Microbiol., 12, s. 4544–4552. Turkiewicz M., Kur J., Białkowska A., Cieśliński H., Kalinowska H., Bielecki S., 2003: Antarctic Marine bacterium Pseudoalteromonas sp. 22b as a source of cold-adapted β-galactosidase. Genet. Anal., 20, s. 317–324. Wanarska M., Kur J., 2005: β-D-galaktozydazy – źródła, właściwości i zastosowanie. Biotechnologia, 4, s. 46–62. Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J., 1991: 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study. J. Bacteriol., 2, s. 697–703.

Identyfikacja i izolacja genu...

183

IDENTIFICATION AND IZOLATION OF THE GENE ENCODING COLD-ACTIVE Β-GALACTOSIDASE FROM PARACOCCUS SP. Summary Our experiments were aimed at isolation and identification of gene encoding coldactive β-galactosidase. Psychrophilic strain Paracoccus sp. 32D, isolated from samples of Antarctic soil, was able to hydrolyse lactose at low temperature. The fragment of DNA contain gene encoding β-galactosidase, was identify upon genomic library constructed in pBADMyc-HisA. The insert was sequenced and it proved presence of the gene encoding β-galactosidase, contain two evolutionally conserved classical domains – glycolhydro-2N and glycol-hydro-2C super families, that are characteristic for proteins with this activity. Translated by Anna Wierzbicka, Józef Kur

ZESZYTY NAUKOWE UNIWERSYTETU SZCZECIŃSKIEGO NR 581

ACTA BIOLOGICA NR 16

2009

MAGDALENA ZEMLIK AGNIESZKA POPIELA Uniwersytet Szczeciński

NOTATKI FLORYSTYCZNE Z MOSTKOWA I OKOLIC (POJEZIERZE MYŚLIBORSKIE, NW POLSKA) Floristic notes of the Mostkowo neighbourhood (the Pojezierze Myśliborskie Lakeland, NW Poland)

Słowa kluczowe: Pomorze, stanowiska roślin naczyniowych, mapa, chorologia Key words: Pomerania, sites of vascular plant species, map, chorology

1. Wstęp Północno-zachodnia Polska należy do stosunkowo słabo zbadanych pod względem florystycznym części kraju. Opublikowano wprawdzie szereg opracowań poświęconych florze i roślinności miejsc szczególnie interesujących (i najczęściej objętych ochroną prawną), brakuje jednak kompleksowych prac dotyczących ogółu gatunków roślin naczyniowych Pomorza Zachodniego powstałych na podstawie kompletnych danych, zarówno historycznych, jak i współczesnych. Do wyjątków należą flory roślin naczyniowych m.in. Wolina i Uznamu (Piotrowska 1966), Wyspy Chrząszczewskiej (Ćwikliński 1988), Zaodrza (Zając i in. 1993), Ińskiego Parku Krajobrazowego (Więcław 2002), Cedyńskiego Parku Krajobrazowego (Stępień 2002). Jedyną pracą wypełniającą lukę w rozpoznaniu zasobów florystycznych północno-zachodniej Polski jest Atlas rozmieszczenia roślin naczyniowych w Polsce (ATPOL) (Zając, Zając 2001). Mostkowo jest małą miejscowością leżącą w gminie Barlinek w województwie zachodniopomorskim. Miejscowość ta i jej okolice, z wioskami Sulimierz

186

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

i Jedlice, nie były dotychczas badane pod względem florystycznym. Przed II wojną światową badania na tym terenie prowadził wprawdzie Libbert (1932), ale nie publikował dat florystycznych z bezpośrednich okolic Mostkowa. Nie są znane również publikacje na temat tego obszaru poruszające zagadnienia związane z szatą roślinną. Wyjątek stanowią pojedyncze informacje dotyczące parków podworskich w gminie Barlinek (Bacieczko i in. 2000). Niniejsza praca jest zatem pierwszą, która podaje daty florystyczne z tego terenu. Celem przeprowadzonych badań było uzupełnienie wiedzy o florze naczyniowej wschodniej części Pojezierza Myśliborskiego, a zarazem zebranie danych do przygotowywanego opracowania flory naczyniowej Pojezierza Myśliborskiego. 2. Teren i metoda badań Badany teren pod względem fizyczno-geograficznym należy do prowincji Niżu Środkowoeuropejskiego, prowincji Pojezierze Południowobałtyckie i mezoregionu Pojezierze Myśliborskie (Borówka i in. 2002). Występuje tutaj zespół form polodowcowych wykształconych w strefie postoju lądolodu okresu zlodowacenia bałtyckiego. Na badanym obszarze dominują gleby brunatne i bielicowe, wykształcone głównie z materiałów morenowych. Dużą powierzchnię zajmują pola uprawne oraz zbiorowiska łąkowe. Łąki są użytkowane głównie poprzez wypas i koszone raz w roku na przełomie czerwca i lipca. W okolicach miejscowości Podgórze znajduje się kompleks lasów mieszanych sosnowo-dębowych, miejscami z licznymi śródleśnymi oczkami wodnymi. Największym zbiornikiem wodnym jest jezioro Małe, ponadto występują tu śródpolne oczka wodne, wysychające okresowo. Badania terenowe prowadzone były wiosną i latem w 2006 i 2007 roku. Teren badań podzielono na kwadraty zgodnie z systemem przyjętym dla Atlasu rozmieszczenia roślin naczyniowych w Polsce (ATPOL). Każdy z tych kwadratów został dla celów niniejszej pracy podzielony na cztery mniejsze kwadraty, oznaczone kolejno: 00, 01, 10, 11 (rys. 1). Podstawą kartowania była mapa topograficzna w skali 1 : 25 000. Do opracowania nazewnictwa gatunków wykorzystano pracę Mirka i in. (2002). Rodziny, a także gatunki roślin w rodzinach ułożono w porządku alfabetycznym. Gwiazdką [*] zaznaczono antropofity (według Zając, Zając 2001).

Notatki florystyczne z Mostkowa...

Rys. 1. Lokalizacja terenu badań na tle siatki ATPOL Fig. 1. Localisation of investigated area

187

188

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

3. Wykaz gatunków Adoxaceae: Adoxa moschatellina L. – AC2610: Miedzyń, park; AC3601: Podgórze, las na południe od wioski; Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Alismataceae: Alisma plantago-aquatica L. – AC2610: Miedzyń, oczko wodne w parku; AC3600: brzeg Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące koło rowu; Mostkowo, staw hodowlany; śródleśne oczka wodne w lesie za Podgórzem. Amaranthaceae: * Amarantus retroflexus L. – AC2610: Kolonia Jedlice, przy zabudowaniach gospodarczych; Kolonia Jedlice, przydroże; AC3600: Sulimierz, przydroże koło placu sportowego; zarośla nad brzegami Jeziora Sulimierskiego; Jedlice, przydroże przy drodze wiodącej przez wioskę; AC3601: Mostkowo, przydroże; Mostkowo, koło zabudowań gospodarczych; Mostkowo, zarośla nad rowem; Mostkowo, pole; Mostkowo, ogródki działkowe; Podgórze, przydroże; Swadzim, koło zabudowań mieszkalnych. Apiaceae: Aegopodium podagraria L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze prowadzącej do Miedzynia; park w Miedzyniu; AC3600: Jedlice – Park; Jedlice, przydroże przy drodze prowadzącej przez wioskę; AC3601: Mostkowo park; Mostkowo, przydroże przy dawnej stacji kolejowej; Mostkowo, przy stawach hodowlanych; przydroże przy drodze do Swadzimia; Swadzim, park; zadrzewienia w okolicy Swadzimia i Wiewiórek; las przed Mostkowem. Angelica sylvestris L. – AC3600: Sulimierz, zarośla w pobliżu piaskowni; przydroże na drodze do Mostkowa; okolice jeziora Małego; AC3601: Podgórze, przy drodze do lasu na południe od wioski; las na północ od wioski. Anthriscus sylvestris (L.) Hoffm. – AC2610: przydroże na drodze z Lipian do Miedzynia; AC2611: Dziedzice; przydroże na drodze do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, nad Jeziorem Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, przy lesie przy drodze do Dziedzic. Cicuta virosa L. – AC3600: Sulimierz, Jezioro Sulimierskie; AC3601: Mostkowo, przy śródpolnym oczku wodnym za strażą pożarną.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

189

Daucus carota L. – AC2610: Kolonia Jedlice; przy zabudowaniach; AC2611: Dziedzice, przy sadzie porzeczkowym; nieużytek porolny; AC3600: Sulimierz, teren byłego torowiska kolejowego; AC3601: Mostkowo, przy zabudowaniach byłego Państwowego Gospodarstwa Rolnego. Heracleum sphondylium L. – AC2610: Żarnowo, przydroże; AC2611: łąka w okolicach Dziedzic; AC3600: okolice Jedlic, przy śródpolnym oczku wodnym; AC3601: przydroże na drodze do Swadzimia. Hydrocotyle vulgaris L. – AC3601: Mostkowo, przy śródpolnym oczku wodnym. Falcaria vulgaris Bernh – AC3600: Sulimierz, przydroże przy Koloni; Mostkowo, przy polu uprawnym na SW od wioski; AC3601: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza. Oenanthe aquatica (L.) Poiret. – AC2610: Miedzyń, staw w parku; AC3600: Sulimierz, Jezioro Sulimierskie; AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące za strażą pożarną. Pimpinella saxifraga L. – AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Mostkowo, przydroże na drodze prowadzącej w kierunku stawów hodowlanych na południowy zachód od wioski. Sium latifolium L. – AC3600: Sulimierz, rów przy cmentarzu; rów przy osiedlu blokowym; Jezioro Sulimierskie; AC3601: Mostkowo, jezioro Małe. Araceae: * Acorus calamus L. – AC3600: Sulimierz, nad Jeziorem Sulimierskim; AC3601: staw hodowlany przy drodze z Mostkowa do Sulimierza. Calla palustris L. – AC3600: brzeg Jeziora Sulimierskiego; Sulimierz, rów koło placu sportowego; AC3601: las za Podgórzem, śródleśne oczka wodne. Araliaceae: Hedera helix L. – AC3600: Podgórze, las na południe od wioski. Asteraceae: Achillea millefolium L. – AC2610: Miedzyń, przydrożne zarośla; AC2611: okolice Dziedzic; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, nieużytki porolne koło cmentarza. Anthemis tinctoria L. – AC3600: Mostkowo, miedza przy polu uprawnym na SW od Mostkowa; AC3601: Mostkowo, przydroże koło stawów hodowlanych; na terenie po byłym torowisku.

190

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Arctium lappa L. – AC2610: Miedzyń, zarośla w parku w okolicy stawu; AC2611: przydroże na drodze z Mostkowa do Dziedzic; AC3601: Podgórze, zarośla koło stawu; AC3600: Mostkowo, zarośla w okolicy stawów hodowlanych przy drodze z Mostkowa do Sulimierza. Arctium tomentosum Mill. – AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Swadzim, przydroże; podmokła łąka na drodze z Wiewiórek do Swadzimia. Artemisia campestris L. – AC2611: nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC2610: przydroże w okolicy Miedzynia; AC3600: Jedlice, łąka przy drodze z Jedlic do Lipian; AC3601: Mostkowo, miedza przy polu uprawnym na południowym zachodzie. Artemisia vulgaris L. – AC2611: przydroże przy drodze do Dziedzic; AC2610: Kolonia Jedlice, przydroże; AC3600: Sulimierz, piaskownia; AC3601: Swadzim, przydroże na drodze z Wiewiórek do Swadzimia. Bellis perennis L. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze z Miedzynia do Jedlic; AC2611: okolice Dziedzic; AC3600: Jedlice, przydrożne trawniki przy drodze z Jedlic do Lipian; AC3601: Mostkowo, na placu przykościelnym. Centaurea cyanus L. – AC2610: Miedzyń, pola uprawne przy drodze do Miedzynia; AC2611: nieużytki porolne w okolicy Dziedzic; AC3600: Mostkowo, na terenie po byłym torowisku; AC3601: Swadzim, przydroże. Centaurea jacea L. – AC3600: przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; Sulimierz, piaskownia; Mostkowo, nieużytki porolne za ogródkami działkowymi; AC3601: Swadzim, przydroże na drodze z Wiewiórek do Swadzimia; Mostkowo, nieużytki porolne za ogródkami działkowymi; Centaurea stoebe L. – AC2610: Miedzyń, sucha murawa piaskowa w okolicach lasu; AC2611: nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Jedlice, przydroże na drodze z Jedlic do Żarnowa; AC3601: Mostkowo, nieużytki porolne w okolicy cmentarza. * Chamomilla recutita (L.) Rauschert – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze do Miedzynia; AC2611: Dziedzice, okoliczne pola uprawne; AC3600: Sulimierz, przy budynkach byłej stacji kolejowej; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR. * Chamomilla suaveolens L. – AC2610: Kolonia Jedlice, przydroże; AC3600: Mostkowo, na terenie po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

191

* Cichorium intibus L. – AC2610: Kolonia Jedlice, przydroże; AC2600: Diedzice, nieużytek porolny; AC3600: przydroże na drodze do Brzostowa; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR. Cirsium arvense L. Scop. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze do Jedlic; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, nieużytki porolne koło cmentarza. * Conyza canadiensis (L.) Cronquist – AC2610: Miedzyń, przy zabudowaniach gospodarczych; AC2611: Dziedzice, nieużytki porolne w okolicy; AC3600: Sulimierz, na terenie po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, trawnik koło budynku dawnej poczty. Eupatorium cannabinum L. – AC3600: Sulimierz, rów koło cmentarza. * Galinsoga parviflora Cav. – AC2610: Miedzyń, przy zabudowaniach mieszkalnych; zarośla parkowe; AC2611: Dziedzice, sad z porzeczkami; AC3600: Sulimierz, przydroże koło placu zabaw; AC3601: Mostkowo, zarośla nad rowem koło centrali nasiennej. Helichrysum arenarium L – AC2610: Miedzyń, przydroże koło lasu; AC3600: Jedlice przydroże na polnej drodze z Jedlic do Miedzynia; Sulimierz, piaskownia; na terenie po torowisku kolejowym. Hypochoeris radicata L. – AC2610: Miedzyń, przydroże przy drodze do Miedzynia; AC2611: Dziedzice, nieużytki porole; AC3600: Mostkowo, przydroże przy drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, nieużytki porolne koło cmentarza. Inula britannica L. – AC3600: Sulimierz, okolice piaskowni; AC3601: Mostkowo, miedza przy polach uprawnych na południowy zachód od wioski. * Lactuca serriola L. – AC2610: Miedzyń, przydroże przy drodze wjazdowej do Miedzynia; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, przy stawach hodowlanych w okolicach byłej stacji kolejowej. Lapsana communis L. s. s. – AC2610: Miedzyń, zarośla parkowe; AC3600: Jedlice, okolice parku; AC3601: Podgórze, las po południowej stronie wioski. Leontodon autumnalis L. – AC2610: Brzostowo, przydroże na drodze z Żarnowa do Brzostowa; AC3600: Sulimierz, na terenie po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR.

192

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

* Matricaria maritima L. subsp. inodora (L.) Dostal – AC2610: Miedzyń, przy zabudowaniach gospodarczych; AC2611: nieużytki porolne w okolicy Dziedzic; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR. * Onopordum acanthium L. – AC3600: Jedlice, zarośla przy szuwarze trzcinowym; AC3601: Swadzim, zarośla przy drodze z Wiewiórek do Swadzimia. Senecio jacobaea L. – AC26 10: Miedzyń, przydroże; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, na terenie byłej stacji kolejowej. Senecio sylvaticus L. – AC3601: Podgórze, las za Podgórzem. * Senecio vernalis Waldst. & Kit. – AC2611: nieużytki porolne w okolicy Dziedzic; AC2610: Żarnowo, pola uprawne w okolicy wioski; AC3600: Jedlice, przydroże na drodze prowadzącej przez Jedlice; AC3601: Mostkowo, przydroże na drodze z Jedlic do Mostkowa. Senecio vulgaris L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze do Miedzynia; AC2611: sad porzeczkowy w okolicy Dziedzic; AC3600: przydroże na drodze z Sulimierza do Zofinówki; AC3601: Mostkowo, przydroże przy polach uprawnych na SW od Mostkowa. Sonchus arvensis L. – AC2610: przydroże na drodze z Miedzynia do Jedlic; AC3600: Sulimierz, piaskownia; AC3601: Mostkowo, pola uprawne na SW od Mostkowa. * Sonchus oleraceus L. – AC3600: przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Mostkowo, łąka za budynkiem straży pożarnej. Tanacetum vulgare L. – AC2610: Miedzyń, przy zabudowaniach; AC2611: Mostkowo, koło lasu na drodze do Dziedzic; AC3600: okolice Mostkowa na terenie po torowisku; AC3601: Mostkowo, trawnik przy zabudowaniach byłego PGR. Taraxacum officinale F. H. Wigg – AC2610: Miedzyń, okoliczne trawniki; przydroże na drodze do Miedzynia; AC2611: przydroże na drodze z Mostkowa do Jedlic; AC3600: Sulimierz, przydroże koło stadniny koni; AC3601: Mostkowo, przydroże koło lasu na drodze w kierunku Dziedzic. Tragopogon dubius Scop. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze z Miedzynia do Jedlic; AC3601: Mostkowo, przydroże na drodze przy budynku dawnej poczty; AC3600: Sulimierz, przy placu sportowym.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

193

Tragapogon pratensis L. s. s. – AC2610: Miedzyń, zarośla przy zabudowaniach gospodarczych; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Jedlice, przydroże przy drodze wiodącej przez wioskę; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR. Tussilago farfara L. – AC3600: Sulimierz, nad Jeziorem Sulimierskim. Athyriaceae: Athyrium filix-femina (L.) Roth. – AC3601: Podgórze, las po południowej stronie wioski; las po północnej stronie wioski; Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Balsaminaceae: * Impatiens glandulifera Royle – AC2610: Miedzyń, park; AC3601: Podgórze, nad oczkiem wodnym. * Impatiens parviflora Dc. – AC2610: Miedzyń, park; AC3600: Sulimierz, zarośla nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Berberidaceae: Berberis vulgaris L. – AC3600: Sulimierz, okolice byłego torowiska. Betulaceae: Betula pendula Roth. – AC3601: jezioro Małe; las na północ od wioski. Boraginaceae: [*] Anchusa arvensis (L.) M. Bieb. – AC3600: Sulimierz, pola uprawne w okolicy Zofinówki; AC3601: Mostkowo, pole uprawne na SW od wioski. Anchusa officinalis L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze do Jedlic; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, na terenie byłej stacji kolejowej. Echium vulgare L. – AC2611: nieużytki porolne w okolicy Dziedzic; AC2610: Miedzyń, zarośla przy polu uprawnym po W stronie wioski; AC3600: Sulimierz, teren byłego torowiska kolejowego; AC3601: Mostkowo, teren byłej stacji kolejowej. * Lithospermum arvense L. – AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny; AC3600: Sulimierz, trawnik koło budynków byłego PGR; AC3601: Mostkowo, łąka za budynkiem straży pożarnej. * Myosotis arvensis (L.) Hill – AC3600: Jedlice, przydroże przy drodze wiodącej przez wioskę w kierunku Lipian; AC3601: Mostkowo, łąka koło stawów hodowlanych na SW stronie wioski.

194

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Myosotis palustris (L.) L. Emend. Rchb. – AC3600: zarośla nad brzegiem jeziora Małego; AC3601: Mostkowo, przy oczku wodnym na łące za budynkiem straży pożarnej. Myosotis stricta Link ex Roem. & Schulz. – AC3600: Sulimierz, piaskownia; ogródki działkowe za piaskownią; AC3601: Podgórze, polana leśna w lesie na południe od wioski. Myosotis sylvatica Ehrh. ex Hoffm. – AC2610: Miedzyń, park; AC3600: Jedlice, park; AC3601: Podgórze, las na N od wioski. Symphytum officinale L. – AC2610: Miedzyń, zarośla przy parku; AC3600: Sulimierz, zarośla nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, teren koło rowu przy centrali nasiennej. Brassicaceae: Alliaria petiolata (M.Bieb.) Cavara & Grande – AC2610: Miedzyń, park; Miedzyń przydroże; AC3600: przydroże na polnej drodze okolice Sulimierza; AC3601: Mostkowo, przydroże koło przystanku na drodze do Barlinka. * Armoracia rusticana P. Gaertn., B. Mey. & Scherb. –AC3600: Sulimierz, nad Jeziorem Sulimierskim. Barbarea vulgaris R. Br. – AC3600: Jedlice, przydroże; AC3601: Mostkowo, przydroże na drodze do Barlinka. [*] Berteroa incana (L.) Dc. – AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3610: Miedzyń, okoliczne trawniki; przy zabudowaniach gospodarczych; AC3600: Brzostowo, przydroże na drodze z Brzostowa do Żarnowa; AC3601: Mostkowo, trawnik koło budynku dawnej poczty. * Capsella bursa-pastoris (L.) Medik. – AC2610: Miedzyń, trawniki koło zabudowań gospodarczych; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny koło Dziedzic; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR. Rorippa amphibia (L.) Besser – AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące za strażą pożarną; oczko wodne na polu przy drodze z Mostkowa do Wiewiórek. Sisymbrium officinale (L.) Scop. – AC2610: Miedzyń, zarośla parkowe; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, nad rowem koło cmentarza; AC3601: Mostkowo, przy stawie hodowlanym w okolicy cmentarza.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

195

* Thlaspi arvense L. – AC2610: Miedzyń, okoliczne ogródki; AC2611: Dziedzice, przy hodowli dzikich zwierząt; AC3600: przy polach uprawnych w okolicy Zofinówki; AC3601: zarośla w pobliżu jeziora Małego. Campanulaceae: Campanula glomerata L. – AC2610: Miedzyń, sucha murawa w pobliżu wioski; AC3600: Mostkowo, teren po torowisku kolejowym na SW od wioski; AC3601: Mostkowo, teren po byłym torowisku; przy stacji kolejowej. Campanula rapunculoides L. – AC3601: Podgórze, przy lesie na południe od wioski. Campanula trachelium L. – AC3600: okolice Sulimierza, przydroże przy drodze do Zofinówki; AC3601: Podgórze, las na południe od wioski. Cannabaceae: Humulus lupulus L. – AC3600: Sulimierz, zarośla nad Jeziorem Sulimierskim; AC3601: zarośla w okolicy jeziora Małego. Caprifoliaceae: * Lonicera tatarica L. – AC3601: Podgórze, las na S stronie wioski. Sambucus nigra L. – AC2610: Kolonia Jedlice, przy zabudowaniach mieszkalnych; AC2611: przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: Jedlice, zarośla przy śródpolnym oczku wodnym. Sambucus racemosa L. – AC3601: Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic; Podgórze, las na południowej stronie wioski. Viburnum opulus L. – AC3601: Podgórze, las na północnej stronie wioski; Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Caryophyllaceae: * Agrostemma githago L. – AC2610: Kolonia Jedlice, pola uprawne w okolicy wioski; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, pole uprawne przy piaskowni; AC3601: Mostkowo, pole uprawne przy drodze z Mostkowa do Sulimierza. Cerastium arvense L. s. s. – AC3600: Sulimierz, przydroże przy drodze do Dzierzgowa; przy piaskowni; AC3601: Mostkowo, przydroże koło rowu. Cerastium glomeratum Thuill. – AC3610: Miedzyń, łąka przy drodze do Lipian; AC3600: Sulimierz, przy polu uprawnym przy drodze do Zofinówki; AC3601: Mostkowo, teren działek budowlanych; zarośla ogródkowe; przydomowa łąka.

196

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Cucubalus baccifer L. – AC3601: Podgórze, las na północ od wioski. Herniaria glabra L. – AC3600: Jedlice, przy polu uprawnym na drodze prowadzącej z Jedlic do Żarnowa. Holosteum umbellatum L. – AC2610: Miedzyń, w parku niedaleko stawu; AC3600: Sulimierz, przy placu sportowym; AC3601: Mostkowo, łąka za strażą pożarną. [*] Melandrium album (Mill.) Garcke – AC2610: Kolonia Jedlice, przy zabudowaniach; przy polu uprawnym; AC3600: Sulimierz, teren po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, nieużytek porolny koło cmentarza. Melandrium rubrum (Weigel.) Garcke – AC3601: Podgórze, las na południe od wioski. Moehringia trinerva (L.) Clairv. – AC3601: Mostkowo, park; las na północ od Podgórza Silene vulgaris (Moench) Garcke – AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC2600: Miedzyń, pole uprawne; AC3600: Mostkowo, teren po torowisku kolejowym na południowy zachód od wioski. Spergula arvensis L. – AC3600: Jedlice, przy polu uprawnym przy drodze z Jedlic do Żarnowa. Stellaria holostea L. – AC3601: Podgórze, przy lesie na południe od wioski. Stellaria media (L.) Vill – AC2610: Miedzyń, przy polu uprawnym; AC2611: Dziedzice, sad porzeczkowy; AC3600: Jedlice, przydroże na drodze do Żarnowa; AC3601: Mostkowo, przy ogródkach działkowych. Stellaria nemorum L. – AC3600: Sulimierz, w okolicy parku; AC3601: Podgórze, zarośla w pobliżu lasu na północ od wioski. Ceratophyllaceae: Ceratophyllum demersum L. s. s. – AC3600: Sulimierz, Jezioro Sulimerskie; AC3601: jezioro Małe. Chenopodiaceae: Chenopodium album L. – AC2610: Miedzyń, zarośla przy okolicznych ogrodach; AC2611: Dziedzice, przy hodowli dzikich zwierząt; AC3600: Sulimierz, zarośla na ogródkach działkowych w okolicy Jeziora Sulimierskiego; Jedlice, przydroże na drodze z Jedlic do Żarnowa; AC3601: Mostkowo, łąka za budynkiem straży pożarnej.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

197

Convolvulaceae: Calystegia sepium (L.) R. Br. – AC2610: Miedzyń, zarośla nad stawem w parku; AC3600: Sulimierz, zarośla nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, zarośla na terenie byłej stacji kolejowej. Convolvulus arvensis L. – AC2610: Miedzyń, okoliczne trawniki; AC2611: Dziedzice, przy hodowli dzikich zwierząt; okoliczne pola uprawne; AC3600: Sulimierz, ogródki działkowe w okolicy Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, nieużytki porolne koło cmentarza. Cornaceae: Cornus sanguinea L. – AC3600: Sulimierz, zadrzewienia niedaleko Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Podgórze, las na S od wioski. Corylaceae: Carpinus betulus L. – AC2610: Miedzyń, przy drodze do Miedzynia z kierunku Lipian; AC3601: las na północ od wioski. Corylus avellana L. – AC3601: Podgórze, las na południowej stronie wioski. Crassulaceae: Sedum acre L. – AC2610: Miedzyń; murawa piaskowa przy lesie w okolicach Miedzynia; AC3600: Sulimierz, teren po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, teren byłej stacji kolejowej. Cucurbitaceae: * Echinocystis lobata (F. Michx.) Torr & A. Gray – AC2610: Miedzyń, przy stawie w parku; AC3600: Sulimierz, zarośla nad Jeziorem Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, na płocie przy kościele. Cyperaceae: Carex caryophyllea Latourr. – AC2611: przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, przy piaskowni; teren byłej stacji kolejowej; AC3601: Mostkowo, zarośla przy stawie w parku; przy placu sportowym. Carex gracilis Curtis – AC3600: Jedlice, szuwar trzcinowy przy drodze do Lipian; AC3600: Swadzim, zarośla szuwarowe przy drodze do Swadzimia. Carex hirta L. – AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny; AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze z Miedzynia do Jedlic; AC3600: Sulimierz, zarośla nad jeziorem Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR; łąka za strażą pożarną. Carex nigra Reichard. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze z Miedzynia do Jedlic; AC3600: Mostkowo, łąka przy stawie hodowlanym przy drodze

198

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, łąka za centralą nasienną; przy stawie hodowlanym na SW stronie wioski. Carex pairae F.W. Schultz. – AC3601: Podgórze, las na południe od wioski. Carex pseudocyperus L. – AC2611: Dziedzice, rów przy drodze z Mostkowa do Dziedzic; AC3600: Sulimierz, nad brzegiem jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, przy oczku wodnym za budynkiem straży pożarnej. Carex riparia Curtis – AC3600: Sulimierz nad Jeziorem Sulimierskim; AC3600: Mostkowo, okolice jeziora Małego. Carex sylvatica Huds. – AC3600: Sulimierz, przy parku; AC3601: Podgórze, las na N od wioski. Carex vesicaria L. – AC2611: zarośla przy drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, nad brzegami Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, łąka przy przystanku autobusowym. Carex vulpina L. – AC3600: Jedlice, w pobliżu szuwaru trzcinowego; AC3601: Mostkowo, łąka koło przystanku na drodze z Mostkowa do Wiewiórek. Eleocharis acicularis (L.) Roem. & Schult. – AC 36 01: Mostkowo, oczko wodne na łące za strażą pożarną; jezioro Małe. Eleocharis palustris (L.) Roem. & Schult. – AC3601: Wiewiórki, staw; AC3600: Sulimierz, Jezioro Sulimierskie. Scirpus sylvaticus L. – AC3601: Podgórze, przy śródleśnym oczku wodnym w lesie na S stronie wioski. Dipsacaceae: Knautia arvensis L. J. M. Coult – AC2610: Miedzyń, przydroże przy drodze do Miedzynia z kierunku Lipian; AC3600: Sulimierz, teren byłego torowiska kolejowego; AC3601: Mostkowo, teren byłego torowiska kolejowego. Dryopteridaceae: Dryopteris carthusiana Vill H. P. Fuchs – AC3601: Podgórze, las na N od Podgórza; las na S od wioski. Ericaceae: Vaccinium myrtillus L. – AC36 01: Podgórze, las na północ od Podgórza. Euphorbiaceae: Euphorbia cyparisias L. – AC3600: Sulimierz, teren po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, zarośla przy budynku byłej stacji kolejowej; teren po torowisku kolejowym.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

199

* Euphorbia peplus L. – AC2610: Miedzyń, zarośla parkowe; AC3600: Sulimierz, w okolicy Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, zarośla nad rowem koło centrali nasiennej. Equisetaceae: Equisetum arvense L. – AC2610: Kolonia Jedlice, przy zabudowaniach gospodarczych; AC2611: sad porzeczkowy w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, na terenie po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, teren nad rowem koło centrali nasiennej; teren byłej stacji kolejowej. Equisetum palustre L. – AC3600: okolice jeziora Małego; AC3601: Mostkowo, przy oczku wodny na łące za budynkiem straży pożarnej. Equisetum sylvaticum L. – AC3600: Jedlice, zarośla parkowe; AC3601: Podgórze, las na S stronie wioski. Fabaceae: Coronilla varia L. – AC3600: Mostkowo, teren po torowisku kolejowym na SW od wioski; AC3601: Mostkowo, przy stacji kolejowej. Jasione montana L. – AC2610: Miedzyń, murawa piaskowa; AC3600: Sulimierz, piaskownia; przydroże przy piaskowni. Lathyrus palustris L. – AC3601: Mostkowo, łąka za centralą nasienną. Lathyrus pratensis L. – AC3600: Mostkowo, łąka na SW od wioski; Jedlice, łąka przy szuwarze trzcinowym; AC3601: Mostkowo, łąka za strażą pożarną; łąka za szkołą. * Lathyrus tuberosus L. – AC3600: pola uprawne w okolicy Sulimierza. Lotus corniculatus L. – AC2610: Miedzyń, przydroże; AC2611: Dziedzice, łąka w okolicy wioski; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, na terenie działek budowlanych. Lotus uliginosus Schkuhr – AC3600: łąka koło stawów rybackich między Jedlicami i Mostkowem; AC3601: Mostkowo, łąka koło rowu, łąka koło stawów rybackich. *Lupinus polyphyllus Lindl. – AC3601: Mostkowo, teren po torowisku kolejowym od Mostkowa w kierunku Barlinka. Medicago falcata (L.) Arcangeli – AC3600: Sulimierz, przy piaskowni; piaszczyste przydroże za osiedlem blokowym. Medicago lupulina L. – AC2610: Miedzyń, przy polu uprawnym w okolicy wioski; AC3600: Mostkowo, teren byłego torowiska kolejowego; AC3601: Mostkowo, przydroże przy dawnej stacji kolejowej.

200

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

* Medicago sativa L. – AC3601: Mostkowo, łąka naprzeciwko dawnej poczty; AC3600: Brzostowo, przydroże. Melilotus alba Medik. – AC2610: Kolonia Jedlice, przydroże przy zabudowaniach gospodarczych; przy polu uprawnym na W od wioski; AC3600: Mostkowo, teren po torowisku kolejowym na SW od wioski; AC3601: Mostkowo, teren koło rowu przy centrali nasiennej. Melilotus officinalis (L.) Pall. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze do Jedlic; AC3600: Jedlice, przy przystanku autobusowym; AC3601: Mostkowo, teren po torowisku kolejowym. Ononis spinosa L. – AC3601: Mostkowo, zarośla w pobliżu dawnej poczty. Trifolium arvense L. – AC2610: Miedzyń, murawa piaskowa przy drodze z Lipian do Miedzynia; AC3600: Sulimierz, teren po torowisku; przy łące za osiedlem blokowym; piaskownia; AC3601: Mostkowo, teren po torowisku kolejowym; dawna stacja kolejowa. Trifolium hybridum L. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze do Jedlic; AC3600: Jedlice, łąka przy drodze prowadzącej do Lipian; AC3601: Mostkowo, łąka przy centrali nasiennej. Trifolium medium L. – AC2610: Miedzyń, przy murawie piaskowej koło lasu; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze do Sulimierza; teren po torowisku kolejowym. Trifolium pratense L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze do Jedlic; AC2611: Dziedzice, przy nieużytku porolnym; przy hodowli dzikich zwierząt; AC3600: Brzostowo, przydroże przy drodze wiodącej przez wioskę; AC3601: Mostkowo, łąka za strażą pożarną. Trifolium repens L. – AC2610: Miedzyń, przydroże przy zabudowaniach; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, łąka za osiedlem blokowym; AC3601: Mostkowo, trawniki na południowej stronie wioski. Vicia cracca L. – AC2610: Miedzyń, przy polu uprawnym; AC2611: Dziedzice, przy hodowli dzikich zwierząt; AC3600: Sulimierz, teren nad rowem; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR. * Vicia grandiflora Scop. – AC3600: Sulimierz, na terenie byłego torowiska kolejowego. * Vicia sativa L. – AC2611: Dziedzice, w okolicy sadu porzeczkowego; AC3600: Sulimierz, pole uprawne; AC3601: Mostkowo, teren koło rowu przy centrali nasiennej.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

201

Vicia sepium L. – AC2610: Miedzyń, przy parku; AC3601: Mostkowo, łąka przy centrali nasiennej. Vicia tetrasperma (L.). Schreb – AC2610: Kolonia Jedlice, miedza przy polu uprawnym; AC3600: Sulimierz, Jedlice, zarośla w pobliżu parku; AC3601: Mostkowo, pole uprawne przy drodze do Wiewiórek. * Vicia villosa Roth – AC2601: Miedzyń, przy ogródku uprawnym; AC2611: Dziedzice, przy hodowli dzikich zwierząt; AC3600: Sulimierz, przy piaskowni; AC3601: Mostkowo, przy zabudowaniach dawnej poczty. Fagacae: Quercus robur L. – AC3601: las przy drodze do Dziedzic; zarośla koło jeziora Małego. Fagus sylvatica L. – AC3601: las przy drodze do Dziedzic; zarośla koło jeziora Małego. Fumariaceae: * Fumaria officinalis L. – AC2610: Miedzyń, pole uprawne na drodze do Jedlic; AC3600: przy polu uprawnym w okolicy Zofinówki; AC3601: Mostkowo, przydroże nad stawem hodowlanym. Geraniaceae: Erodium cicutarium (L.) L’Her. – AC2610: Miedzyń, przy zabudowaniach w pobliżu parku; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w pobliżu Dziedzic; AC3600: Sulimierz, piaskownia; Mostkowo; AC3601: Mostkowo, przydroże koło stawu hodowlanego. * Geranium molle L. – AC2610: Miedzyń, przydroże przy parku; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze do Zofinówki; AC3601: Mostkowo, przydroże na drodze prowadzącej do stawów hodowlanych. Geranium palustre L. – AC2600: Miedzyń, przy stawie w parku; AC3600: Sulimierz, zarośla nad Jeziorem Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, łąka na południowy zachód od wioski; zarośla w pobliżu Kaserni. * Geranium pusillum Burm. F. Exl. – AC2611: Dziedzice, sad porzeczkowy w okolicy wioski; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze prowadzącej z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, przydroże przy stawie hodowlanym. Geranium robertianum L. – AC2610: Miedzyń, park; AC3600: Jedlice, zarośla w okolicy jeziora Małego; AC3601: Mostkowo, przy lesie przy drodze do Dziedzic.

202

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Geranium sylvaticum L. – AC3601: Podgórze, las na N od wioski. Haloragidaceae: Myriophyllum spicatum L. – AC3601: Podgórze, oczko wodne w lesie na S od wioski. Hydrocharitacae: Hydrocharis morsus-ranae L. – AC3601: Mostkowo, brzeg jeziora Małego; AC3600: Sulimierz, brzeg Jeziora Sulimierskiego. Hypericacae: Hypericum perforatum L. – AC2610: Miedzyń, przydroże przy drodze do Miedzynia od strony Lipian; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Mostkowo, łąka przy stawach hodowlanych na SW od wioski. Iridaceae: Iris pseudacorus L. – AC3600: Sulimierz, nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Podgórze, śródleśne oczka wodne w lesie na S od wioski. Juncaceae: Juncus articulatus L. em. K. Richt. – AC3600: Sulimierz, przy brzegu Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, jezioro Małe. Juncus conglomeratus L. Em. Leers – AC3600: Sulimierz, przy rowie melioracyjnym w okolicy placu sportowego; AC3601: Podgórze, polana leśna w lesie na S od wioski. Juncus effusus L. – AC2610: Miedzyń, w pobliżu oczka wodnego w parku; AC3600: Mostkowo, staw hodowlany na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, przy śródpolnym oczku wodnym przy stawach hodowlanych. Lamiaceae: Ajuga reptans L. – AC3601: Podgórze, las na S od wioski. Galeobdolon luteum Huds. – AC3601: Jedlice, park. Galeopsis ladanum L. – AC3611: Dziedzice, nieużytek porolny; AC3600: przydroże na drodze z Sulimierza do Zofinówki; AC3601: Mostkowo, pole uprawne za centralą nasienną. Galeopsis pubescens Besser. – AC2610: Miedzyń, zarośla w okolicy parku; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Mostkowo, przy polu uprawnym na SW od wioski.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

203

Galeopsis speciosa Mill. – AC2610: przydroże przy drodze do Miedzynia; AC3600: Kolonia Sulimierz, zarośla przy polu uprawnym; AC3601: Mostkowo, zarośla koło byłego torowiska na południowy zachód od wioski. Galeopsis tetrahit L. – AC2611: Dziedzice, zarośla przy rowie melioracyjnym; AC2610: Miedzyń, zarośla w okolicy parku; AC3600: Sulimierz, zarośla w okolicy Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, przydroże przy stawie hodowlanym. Glechoma hederaceae L. – AC2610: Miedzyń, przy zabudowaniach; AC3600: Sulimierz, przy budynku straży pożarnej; AC3601: Mostkowo, łąka za budynkiem straży pożarnej. * Lamium album L. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze z Miedzynia do Jedlic; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, teren koło rowu melioracyjnego przy cmentarzu; AC3601: łąka za budynkiem straży pożarnej. * Lamium purpureum L. – AC2610: Miedzyń, przydroże; AC2611: Dziedzice, na terenie sadu porzeczkowego w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, teren po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, łąka za budynkiem straży pożarnej. Lycopus europaeus L. – AC2610: Miedzyń, zarośla w parku; AC2611: Dziedzice, zarośla przy rowie melioracyjnym przy drodze do Dziedzic; AC3600: Sulimierz, zarośla w pobliżu Jeziora Sulimierskiego. Mentha aquatica L. – AC3600: Sulimierz, nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego. Mentha arvensis L. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze z Miedzynia do Jedlic; AC3600: Żarnowo, trawnik przy zabudowaniach mieszkalnych; AC3601: Mostkowo, zarośla na ogródkach działkowych. Prunella vulgaris L. – AC2611: Dziedzice, przydroże przy polu uprawnym; AC3600: Jedlice, przydroże w pobliżu parku; AC3601: Podgórze, las na północ od wioski. Salvia pratensis L. – AC2601: Miedzyń, łąka przy przydrożu na drodze do Jedlic; AC3600: Sulimierz, łąka koło piaskowni; AC3601: Mostkowo, łąka koło centrali nasiennej. Scutellaria galericulata L. – AC3600: Sulimierz, zarośla nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Podgórze, przy stawie w centrum wioski; śródleśne oczko wodne w lesie na południe od wioski. Stachys sylvatica L. – AC3600: Sulimierz, park; Jedlice, zarośla przy parku; AC3601: Swadzim, przydroże na drodze z Wiewiórek do Swadzimia.

204

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Teucrium scordium L. – AC3600: przy polu uprawnym na drodze z Jedlic do Żarnowa. Thymus pulegioides L. – AC2610: Miedzyń, murawa piaskowa przy lesie w okolicach Miedzynia; AC3600: Sulimierz, teren po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, zarośla w okolicy stacji; teren po torowisku kolejowym. Lemnaceae: Lemna minor L. – AC2610: Miedzyń, oczko wodne w parku; AC3600: Sulimierz, nad Jeziorem Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące za budynkiem straży pożarnej. Spirodela polyrhiza (L.) Scheild. – AC3600: Jedlice, staw w parku; podawana z Jedlic, park (Bacieczko i in. 2002). Liliacae: Alium oleraceum L. – AC3610: Miedzyń, murawa w pobliżu lasu; AC3600: Sulimierz, przydroże przy piaskowni; AC3601: Mostkowo, teren po torowisku kolejowym. Gagea lutea (L.) Ker Gawl. – AC2610: Kolonia Jedlice, trawnik przy zabudowaniach mieszkalnych; AC3600: Sulimierz, przydroże przy drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: las przy drodze z Mostkowa do Dziedzic. Maianthemum bifolium (L.) F. W. Schmidt – AC3601: Podgórze, las na S od wioski; Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Paris quadrifolia L. – AC3601: Podgórze, las na S od wioski; las na N od wioski. Polygonatum multiflorum (L.) All. – AC3601: Podgórze, las na południe od wioski. Lythraceae: Lythrum salicaria L. – AC3600: Jedlice, łąka przy szuwarze trzcinowym; AC3601: Mostkowo, nad stawem hodowlanym w pobliżu stacji. Malvaceae: * Malva neglecta Wallr. – AC2610: Miedzyń, przydroże przy drodze prowadzącej przez wioskę; AC2611: Dziedzice, sad porzeczkowy; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Mostkowo, przy zabudowaniach gospodarczych. * Malva sylvestris L. – AC2610: Miedzyń, przydroże przy drodze do Jedlic; AC3600: Sulimierz, przy polu uprawnym w okolicy Sulimierza.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

205

Nymphacae: Nymphaea alba L. – AC3600: Sulimierz, Jezioro Sulimierskie; jezioro Małe. Nuphar lutea (L.) Sibth. & Sm. – AC3601: Podgórze, staw w centrum wioski. Oleaceae: Fraxinus excelsior L. – AC3600: zarośla w pobliżu jeziora Małego. Onagracae: Chamaenerion angustifolium (L.) Scop. – AC2610: Kolonia Jedlice, przy drodze prowadzącej przez wioskę; AC3600: zadrzewienia brzozowe przy drodze prowadzącej z Mostkowa do Jedlic; AC3601: Mostkowo, zarośla przy lesie na północ od Podgórza. Epilobium hirsutum L. – AC2610: Miedzyń, zarośla przy stawie w parku; AC3600: Jedlice, łąka w pobliżu szuwaru trzcinowego; AC3601: Mostkowo, stawy hodowlane w pobliżu stacji. Oenothera biennis L. s. s. – AC3600: Sulimierz, łąka przy polnej drodze z Sulimierza do Mostkowa. Oxalidaceae: Oxalis acetosella L. – AC2610: Miedzyń, park; AC3601: Podgórze, las na południe od wioski; las na północ od wioski. Oxalis fontana Bunge – AC2610: Miedzyń, nieużytek przy zabudowaniach. Papaveracae: Chelidonium majus L. – AC2610: przydroże na drodze do Miedzynia; AC3600: Sulimierz, zarośla nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, las przy drodze z Mostkowa do Dziedzic. * Papaver rhoeas L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze do Miedzynia; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: okolice Brzostowa; przy śródpolnym oczku wodnym; AC3601: Mostkowo, przydroże koło stawów hodowlanych przy byłej stacji kolejowej. Pinacae: Pinus sylvestris L. – AC3601: Podgórze, las na północ od wioski. Plantaginaceae: Plantago lanceolata L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na polnej drodze do Jedlic; AC2611: przydroże na drodze do Dziedzic; AC3600: przydroże na drodze do Brzostowa; AC3601: Mostkowo, trawnik koło sklepu. Plantago major L. – AC2610: przydroże na drodze do Miedzynia; AC2611: przydroże na drodze z Mostkowa do Dziedzic; AC3600: Zofinówka na terenie

206

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

po byłym PGR; AC3601: Mostkowo, przydroże koło stawów hodowlanych. Plumbaginacae: Armeria maritima Mill. Willd. – AC2600: Miedzyń, sucha murawa przydrożna; AC3600: Jedlice, piaszczyste przydroże przy drodze z Jedlic do Żarnowa; AC3601: Mostkowo, zarośla przy budynku byłej stacji kolejowej. Poaceae: Agropyron repens (L.) P. Beauv – AC2610: przydroże na drodze do Miedzynia; AC2611: nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Jedlice, przy oczku wodnym w pobliżu Jedlic; AC3601: Mostkowo, łąka w pobliżu torowiska kolejowego. Alopecurus geniculatus L. – AC2601: Miedzyń, łąka na drodze z Miedzynia do Jedlic; AC3601: Mostkowo, przy oczku wodnym na łące za budynkiem straży pożarnej; AC3600: Mostkowo, przy stawie hodowlanym przy drodze z Mostkowa do Sulimierza. Alopecurus pratensis L. – AC2610: przydroże Miedzyń; łąka za Miedzyniem; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: przydroże na drodze z Mostkowa do Jedlic; AC3601: Mostkowo, łąka koło rowu. * Apera spica-venti (L.) P. Beauv – AC2611: nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: pole uprawne w okolicy Zofinówki; przydroże w okolicy koloni; przy ośrodku zdrowia; AC3601: Mostkowo, nieużytek porolny w okolicy cmentarza. Arrhenatherum elatius (L.) P. Beauv. ex J. Presl & C. Presl – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze do Jedlic; AC2611: Dziedzice, zarośla w pobliżu rowu melioracyjnego; AC3600: Sulimierz, przy rowie melioracyjnym w okolicy cmentarza; AC3601: Mostkowo, trawnik koło zabudowań dawnego PGR. Bromus hordeaceus L. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze z Miedzynia do Jedlic; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze w kierunku parku; AC3601: Swadzim, przy drodze z Wiewiórek do Swadzimia. [*] Bromus intermis Leyss. – AC2610: Kolonia Jedlice, przy polu uprawnym; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny; AC3600: Jedlice, łąka przy drodze do Lipian; AC3601: łąka w okolicy Swadzimia.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

207

* Bromus sterilis L. – AC2610: Miedzyń, przy drodze prowadzącej do Miedzynia od strony Lipian; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimerz, przydroże przy drodze wyjazdowej z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Podgórze, przy zabudowaniach gospodarczych. * Bromus tectorum L. – AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR; AC3600: okolice Mostkowa, łąka za działkami ogrodowymi. Calamagrostis epigejos (L.) Roth – AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, przydroże przy drodze prowadzącej do Zofinówki; AC3601: Mostkowo, teren nad rowem. Dactylis glomerata L. – AC2610: Miedzyń, przy zabudowaniach gospodarczych; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, na terenie po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, przydroże koło stawu hodowlanego. Deschampsia caespitosa (L.) P. Beauv. – AC3600: Sulimierz, łąka przy osiedlu blokowym od strony Mostkowa. * Echinochloa crus-gali (L.) P. Beauv. – AC2610: Kolonia Jedlice, łąka w pobliżu wioski; AC3600: Sulimierz, okolice byłego torowiska kolejowego; AC3601: Mostkowo, na terenie działek budowlanych. Festuca ovina s.s. L. – AC2601: Miedzyń, murawa piaskowa; AC3600: Sulimierz, przydroże w pobliżu dawnej stacji kolejowej; AC3601: Mostkowo, przy drodze wyjazdowej z Mostkowa do Dziedzic. Festuca pratensis Huds. – AC2601: Miedzyń łąka przy drodze z Miedzynia do Jedlic; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, łąka przy piaskowni; AC3601: Mostkowo, łąka przy rowie. Festuca rubra L. s. s. – AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny; AC3600: Sulimierz, łąka przy osiedlu blokowym; AC3601: Mostkowo, łąka przy rowie w okolicy centrali nasiennej. Glyceria maxima (Hartm.) Holmb. – AC3600: Sulimierz, Jezioro Sulimierskie; AC3601: Podgórze, nad śródleśnym oczkiem wodnym. Holcus lanatus L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze z Miedzynia do Jedlic; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, przydroże; teren po torowisku kolejowym; AC3601: przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; na terenie działek budowlanych.

208

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Lolium perenne L. – AC2610: Miedzyń, trawniki przydrożne; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze z Dziedzic do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, teren po torowisku kolejowym; AC3601: Mostkowo, przy drodze wyjazdowej z Mostkowa od strony wschodniej. Phalaris arundinacea L. – AC2610: Miedzyń, przy stawie w parku; AC2611: Dziedzice, przy rowie melioracyjnym; AC3600: Sulimierz, przy Jeziorze Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, przy oczku wodnym za budynkiem straży pożarnej. Phleum pratense L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze do Jedlic; AC3600: okolice Mostkowa, nieużytki porolne za ogródkami działkowymi; AC3601: Mostkowo, nieużytek porolny przy cmentarzu. Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud. – AC2610: Miedzyń, szuwar trzcinowy na łące przy drodze do Jedlic; AC2611: Dziedzice, rów melioracyjny w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, nad Jeziorem Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące za budynkiem centrali nasiennej. Poa annua L. – AC2610: Miedzyń, okoliczne trawniki; AC2611: Dziedzice, przy sadzie porzeczkowym; AC3600: Jedlice, przydroże na drodze wiodącej przez wioskę; AC3601: Mostkowo, przydroże polnej drogi w kierunku Kornatki. Poa compressa L. – AC3610: Miedzyń, przy murawie piaskowej; AC3600: Sulimierz, piaskownia; przydroże na drodze do Zofinówki; AC3601: Mostkowo, przy torowisku kolejowym. Poa pratensis L. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze z Miedzynia do Jedlic; AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, łąka koło piaskowni; AC3601: łąka przy stawach hodowlanych na południowy zachód od Mostkowa. Poa trivialis L. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze z Lipian do Miedzynia; AC2611: Dziedzice, przydroże przy drodze z Mostkowa do Dziedzic; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Mostkowo, łąka za strażą pożarną. Polygonacae: Polygonum aviculare L. – AC2610: Kolonia Jedlice, przydrożne trawniki; AC2611: Dziedzice, przy sadzie porzeczkowym; AC3600: przydroże przy drodze wyjazdowej z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: przydroże przy drodze z Mostkowa do Sulimierza.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

209

Polygonum laphatifolium L. – AC2610: Miedzyń, przy stawie w parku; AC3600: Sulimierz, zarośla nad Jeziorem Sulimierskim. Polygonum mite Schrank – AC2610: Miedzyń, przy stawie w parku; AC3600: Jedlice, łąka w pobliżu szuwaru trzcinowego; AC3601: Swadzim, w pobliżu szuwaru trzcinowego przy drodze do Swadzimia. Polygonum persicaria L. – AC3600: Sulimierz, przy rowie melioracyjnym przy cmentarzu; zarośla przy brzegu Jeziora Sulimierskiego; zarośla przy brzegu jeziora Małego; przy śródpolnym oczku wodnym w okolicy Brzostowa; AC3601: Mostkowo, łąka przy stawie hodowlanym na południowy zachód od wioski. Rumex acetosa L. – AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, przydroże przy byłej stacji kolejowej. Rumex acetosella L. – AC2610: Miedzyń, murawa piaskowa przy drodze do Miedzynia; AC3600: Sulimierz, piaskownia; AC3601: Podgórze, polana w lesie na południe od wioski. Rumex hydrolapathum Huds. – AC2610: Miedzyń, przy stawie w parku; AC3600: Sulimierz, przy brzegu Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące za budynkiem straży pożarnej. Rumex maritimus L. – AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące za strażą pożarną. Rumex obtusifolius L. – AC3610: Miedzyń, łąka na drodze prowadzącej do Jedlic; AC2611: Dziedzice, sad porzeczkowy; AC3600: Sulimierz, zarośla przy Jeziorze Sulimierskim; AC3601: Podgórze, łąka przy stawie. [*] Rumex thrysiflorus Fingerh. – AC2610: Miedzyń, w pobliżu murawy piaskowej; AC3600: Sulimierz, piaskownia; przy łące w okolicy piaskowni. Primulacae: Anagallis arvensis L. – AC2611: Dziedzice, przy sadzie porzeczkowym; AC3600: Sulimierz, przydroże przy drodze prowadzącej z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, pole uprawne w okolicy stawów hodowlanych. Hottonia palustris L. – AC3601: Podgórze, śródleśne oczka wodne w lesie na południe od wioski. Lysimachia nummularia L. – AC3600: Sulimierz, nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Podgórze, przy śródleśnym oczku wodnym w lesie na południe od wioski.

210

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Lysimachia vulgaris L. – AC3600: brzeg Jeziora Sulimierskiego; AC3601: brzeg jeziora Małego. Primula veris L. – AC3600: Sulimerz, zarośla w pobliżu Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Podgórze, las na południe od wioski; Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Pteridaceae: Pteridium aquilinum (L.) Kuhn. – AC3601: las za Podgórzem; las przed Podgórzem. Ranunculaceae: Anemone nemorosa L. – AC2610: Miedzyń, park; AC3600: Jedlice, park; AC3601: las za Podgórzem. Batriachum aquatile (L.) Dumort. – AC3601: bajorko w lesie za Podgórzem. Caltha palustris L. – AC3600: nad brzegiem jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, bajorko na podmokłej łące koło stawów hodowlanych. * Consolida regalis Gray – AC2601: Miedzyń, przy polu uprawnym w okolicy Miedzynia; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze do Zofiówki; AC3601: Swadzim, przydroże. Ficaria verna Huds. – AC2610: Kolonia Jedlice, przydroże; AC3600: Sulimierz, przy ogrodzeniu przycmentarnym; AC3601: Mostkowo, zarośla przy budynku byłego PGR. Ranunculus acris L. s. s. – AC2610: Miedzyń; łąka przy drodze do Jedlic; AC2611: Dziedzice, łąka przy drodze do Mostkowa; AC3600: Sulimierz, ogródki uprawne w pobliżu Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Podgórze, przy drodze prowadzącej do lasu na południe od wioski. Ranunculus bulbosus L. – AC2610: Miedzyń, przy murawie piaskowej; AC3600: Sulimierz, przydroże przy piaskowni. Ranunculus repens L. – AC2610: Miedzyń, łąka przy drodze do Jedlic; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Mostkowo, trawnik koło byłego PGR. Ranunculus sceleratus L. – AC3601: Podgórze, śródleśne oczko wodne na południe od wioski. Resedaceae: Reseda lutea L. – AC3600: przydroże przy drodze z Mostkowa do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, przy polu uprawnym na południowy zachód od wioski.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

211

Rhamnaceae: Frangula alnus Mill. – AC3601: Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Rhamnus catharticus L. – AC3601: Podgórze, na skraju lasu na południe od wioski. Rosaceae: Agrimonia eupatoria L. – AC2610: Miedzyń, przydrożne zarośla; AC2611: Dziedzice, przy rowie w okolicy Dziedzic; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze do Sulimierza; AC3601: Mostkowo, teren nad rowem koło centrali nasiennej. Cerasus avium (L.) Moench – AC2610: Miedzyń, park; AC3600: Sulimierz, zarośla na byłym torowisku kolejowym; AC3601: Podgórze, las na północ od wioski. Crataegus monogyna Jacq. – AC2610: Miedzyń, park; AC2611: Dziedzice, na drodze prowadzącej z Mostkowa do Dziedzic; AC3600: Sulimierz, przy drodze wjazdowej do Sulimierza od strony Dzierzgowa; AC3601: Mostkowo, nad rowem koło centrali nasiennej. Geum urbanum L. – AC2610: Miedzyń, park; AC3600: Sulimierz, zarośla nad brzegiem Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Swadzim, przydroże na drodze do Swadzimia z Wiewiórek. * Padus serotina (Ehrh.) Borkh – AC2610: Miedzyń, zarośla parkowe; AC3600: Sulimierz, przy parku; AC3601: Podgórze, las na N od wioski. Potentilla anserina L. – AC3610: Miedzyń, przy stawie w parku; AC3600: Sulimierz, przy rowie melioracyjnym w okolicy cmentarza; AC3601: Mostkowo, przydroże koło stawu hodowlanego. Potentilla collina Wibel. s. s. – AC2610: Miedzyń, murawa piaskowa w pobliżu wioski; AC3600: Mostkowo, teren torowiska kolejowego na południowy zachód od wioski; AC3601: Mostkowo, przydroże przy stawie hodowlanym w pobliżu stacji kolejowej; teren byłej stacji kolejowej. Potentilla reptans L. – AC2610: Jedlice, kolonia, przydrożne trawniki; AC 2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Sulimierza do Mostkowa; AC3601: Mostkowo, przydroże przy polu uprawnym na SW od Mostkowa. Rosa canina L. – AC2601: przydroże na drodze do Miedzynia; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze do Mostkowa; AC3600: Mostkowo, w pobliżu zarośli nad jeziorem Małym; AC3601: Mostkowo, nad rowem przy centrali nasiennej.

212

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Rubus caesius L. – AC2600: Miedzyń, przydroże na drodze do Miedzynia; AC3601: Podgórze, przy drodze do lasu na południe od wioski. Rubus idaeus L. – AC3601: Podgórze, las na południe od wioski; AC3600: Jedlice, park. Rubus plicatus Weihe & Ness – AC3601: Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Sorbus aucuparia L. Emend. Hedl. – AC2601: Miedzyń, park; AC3601: Mostkowo, przy drodze wyjazdowej z Mostkowa do Barlinka; AC3600: Sulimierz, na terenie osiedla blokowego. Rubiaceae: Galium aparine L. – AC2610: Kolonia Jedlice, okoliczne pola uprawne; AC2611: sad porzeczkowy w okolicy Dziedzic; AC3600: Sulimierz, piaskownia; AC3601: Mostkowo, łąka za szkołą. Galium mollugo L. – AC3600: Brzostowo, przydroże; AC3601: Mostkowo, torowisko kolejowe. Galium odoratum (L.) Scop. – AC3601: Podgórze, las na północ od wioski. Galium verum L. – AC3600: Sulimierz, piaskownia; na terenie byłego torowiska kolejowego; AC3601: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza. Salicaceae: Salix aurita L. – AC3600: Sulimierz, brzeg Jeziora Sulimierskiego; AC3601: Mostkowo, łąka za centralą nasienną. Salix cinerea L. – AC2610: Kolonia Jedlice, na podmokłej łące; AC2611: Dziedzice, podmokła łąka w okolicy wioski; AC3600: Jedlice, szuwar na W od wioski; AC3601: Mostkowo, łąka za centralą nasienną. Salix pentandra L. – AC3611: Dziedzice, szuwar trzcinowy w okolicy wioski; przy hodowli dzikich zwierząt; AC3601: Mostkowo, łąka przy centrali nasiennej; AC3600: Jedlice, szuwar trzcinowy przy drodze. Scrophulariaceae: * Digitalis purpurea L. – AC3601: Podgórze, las na S stronie wioski. Linaria vulgaris Mill. – AC2610: Miedzyń, przydroże przy drodze z Lipian do Miedzynia; AC3601: Mostkowo, przydroże przy stawie hodowlanym w pobliżu cmentarza; AC3600: Mostkowo, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

213

Melampyrum pratense L. – AC2610: Miedzyń, murawa piaskowa w pobliżu lasu sosnowego; AC3600: Sulimierz, murawa w pobliżu osiedla blokowego; AC3601: Podgórze, las na południe od wioski. Verbascum thapsus L. – AC3600: Sulimierz, przydroże na drodze z Mostkowa do Sulimierza. Veronica chamaedrys L. – AC2610: Miedzyń, park; przydrożne trawniki; AC2611: Dziedzice, przydroże na drodze z Mostkowa do Dziedzic; AC3601: Mostkowo, łąka za budynkiem straży pożarnej; AC3600: Brzostowo, przydroże na drodze z Żarnowa do Brzostowa. * Veronica officinalis L. – AC3601: Podgórze, las na S od wioski. * Veronica opaca Fr. – AC2611: Dziedzice, nieużytek porolny w okolicy wioski; AC3601: Mostkowo, nieużytek porolny przy cmentarzu; AC3600: Sulimierz, ogródki uprawne w okolicy Jeziora Sulimierskiego. Veronica persica Poir. – AC3600: Sulimierz, zarośla nad jeziorem Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, nad rowem przy centrali nasiennej. Solanaceae: Solanum dulcamara L. – AC3601: Podgórze, śródleśne oczko wodne przy lesie na S od wioski. Sparganiacae: Sparganium erectum L. Emend. Rchb. s. s. – AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące za strażą pożarną: Mostkowo, staw hodowlany przy cmentarzu; AC3600: Jezioro Sulimierskie. Thelypteridaceae: Thelypteris palustris Schott – AC3601: Podgórze, las na S od wioski; las na N od wioski; Mostkowo, las przy drodze do Dziedzic. Typhaceaae: Typha latifolia L. – AC3601: Mostkowo, oczko wodne na łące za strażą pożarną; staw strażacki; AC3600: Sulimierz, Jezioro Sulimierskie. Typha angustifolia L. – AC3600: Sulimierz, nad brzegim jeziora Sulimierskiego. Urticaceae: Urtica dioica L. – AC2610: Miedzyń, przydroże na drodze prowadzącej do Lipian; AC2611: Dziedzice, przy drodze prowadzącej z Mostkowa do Dziedzic; AC3600: Sulimierz, zarośla nad Jeziorem Sulimierskim; AC3601: Mostkowo, przy rowie koło centrali nasiennej.

214

Magdalenia Zemlik, Agnieszka Popiela

Violaceae: * Viola arvensis Murray – AC2600: Miedzyń, przy polu uprawnym; AC3611: nieużytek porolny przy drodze w okolicy Dziedzic; AC3601: Mostkowo, trawnik przy budynku byłego PGR; AC3600: Sulimierz, łąka za osiedlem blokowym. [*] Viola odorata L. – AC2610: Miedzyń, park; zarośla w pobliżu parku; AC3600: Sulimierz, w pobliżu parku; AC3601: Mostkowo, przy zabudowaniach byłego PGR. Viola reichenbachiana Jord. Ex Boreau. – AC3601: Podgórze, las na południe od wioski. Viola riviniana Rchb. – AC3600: Jedlice, park; AC3601: Mostkowo, park. Viola tricolor L. s. s. – AC3600: Sulimierz, przy polu uprawnym na zachód od wioski. 4. Podsumowanie wyników badań Praca zawiera 792 daty florystyczne dla 297 gatunków notowanych w najbliższych okolicach wsi Mostkowo położonej we wschodniej części Pojezierza Myśliborskiego. Biorąc pod uwagę geograficzne usytuowanie badanego terenu, małe zróżnicowanie siedlisk, typowo rolniczy krajobraz, niewielką powierzchnię oraz zakres przeprowadzonych badań, można oszacować, że w niniejszym opracowaniu odnotowano ok. 80% spodziewanych taksonów. Są to z reguły taksony pospolite w skali kraju i regionu; do wyjątków należą: Tragopogon dubius, Eleocharis acicularis, Veronica opaca, Geranium sylvaticum, Teuctrium scordium, Batrachium aquatile, Carex caryophyllea. BIBLIOGRAFIA Borówka R., Friedrich S., Heese T., Jasnowska J., Kochanowska R., Opechowski M., Stanecka E., Zyska W., 2002: Przyroda Pomorza Zachodniego. Oficyna in plus, Szczecin. Bacieczko W., Jurzyk S., Przybylski G., 2002: Drzewa i krzewy parków i cmentarzy w gminie Barlinek (województwo zachodniopomorskie). Rocznik Dendrologiczny, 48, s. 143–158. Ćwikliński E., 1988: Rośliny naczyniowe Wyspy Chrząszczewskiej. Monografie 6, Wyższa Szkoła Rolniczo-Pedagogiczna im. Georgi Dymitrowa w Siedlcach.

Notatki florystyczne z Mostkowa...

215

Mirek Z., Piękoś-Mirkowa H., Zając A., Zając M., 2002: Flowering plants and pteridophytes of Poland a checklist. W. Szafer Institute of Botany, Polish Academy of Sciences, Kraków. Myśliwy M., 2003: Flora roślin naczyniowych Barlinecko-Gorzowskiego Parku Krajobrazowego w warunkach antropogenicznych przemian środowiska przyrodniczego, cz. 1–2. Praca doktorska wykonana w Katedrze Taksonomii Roślin i Fitogeografii Uniwersytetu Szczecińskiego (manuskrypt). Piotrowska H., 1966: Rośliny naczyniowe wysp Wolina i południowo-wschodniego Uznamu. Poznańskie Towarzystwo Przyjaciół Nauk. Prace Komisji Biologicznej 30 (4). Poznań. Stępień E., 2002: Flora roślin naczyniowych Cedyńskiego Parku Krajobrazowego, cz. 1–2. Praca doktorska wykonana w Katedrze Taksonomii Roślin i Fitogeografii Uniwersytetu Szczecińskiego (manuskrypt). Więcław H., 2002: Flora roślin naczyniowych Ińskiego Parku Krajobrazowego i jej antropogeniczne przeobrażenia. Praca doktorska wykonana w Katedrze Taksonomii Roślin i Fitogeografii Uniwersytetu Szczecińskiego (manuskrypt). Zając A., Ciaciura M., Zając M., 1993: Rośliny naczyniowe Zaodrza (na zachód od Szczecina). Szczecin. Zając A., Zając M. (red.), 2001: Atlas rozmieszczenia roślin naczyniowych w Polsce. Nakładem Pracowni Chronologii Komputerowej Instytutu Botaniki Uniwersytetu Jagiellońskiego, Kraków.

FLORISTIC NOTES OF THE MOSTKOWO NEIGHBOURHOOD (THE POJEZIERZE MYŚLIBORSKIE LAKELAND, NW POLAND) Summary New sites of 297 vascular plant species have been recorded in the neighbourhood of Mostkowo – the small village surrended by arable field in the NW part of Western Pomerania. The floristic data are given for the first time from this area. Translated by Agnieszka Popiela